Diversity of the species of genus Avena revealed by morphological characters and resistance to Fusarium infection of grain

Full Text

Овес — одна из наиболее важных зерновых сельскохозяйственных культур, возделываемых человеком. В связи с этим возрастает необходимость тщательного изучения разнообразия овса по хозяйственно ценным признакам, поиск новых генотипов, которые могут служить основой новых урожайных и устойчивых к вредоносным заболеваниям сортов.

Род Avena L. представлен культурными видами, имеющими большое практическое значение, и дикими видами, интересными как объекты таксономических исследований и источники селекционно-ценных признаков. В настоящее время род Avena представлен 26 видами и тремя уровнями плоидности, большинство из которых относятся к диким. Культурные виды встречаются в каждой группе плоидности: A. strigosa Schreb. (2n = 14), A. abyssinica Hochst. (2n = 28), A. byzantina C.K. и наиболее важный среди этой группы — A. sativa L. (2n = 42) [1, 2].

Дикие виды рода Avena в последние годы вызывают повышенный интерес селекционеров, чему немало способствовало развитие цитологических, иммунологических, биохимических и других методов исследований. Дикие виды, которые часто обитают в разнообразных биоэкологических условиях, характеризуются значительным генетическим разнообразием и могут нести гены, позволяющие им выживать в неблагоприятных условиях. Адаптация диких видов к неблагоприятным факторам внешней среды, устойчивость к патогенным организмам, ряд признаков повышенной продуктивности и качества предполагают наличие среди них уникальных источников исходного материала для селекции [3]. В ВИР поддерживается богатейшая мировая коллекция видов рода Avena, образцы которой являются рабочим материалом при создании новых сортов овса.

Фузариоз зерна овса, вызываемый гемибиотрофными грибами рода Fusarium Link, — вредоносное заболевание, приводящее к снижению урожая и ухудшению качества зерна, однако особенности инфекционного процесса этого заболевания сравнительно мало исследованы. Оно имеет специфическую этиологию — в инфекционном процессе участвуют различные виды грибов рода Fusarium, многие из которых могут в процессе жизнедеятельности образовывать токсичные вторичные метаболиты — микотоксины, в результате чего зерно становится непригодным для использования в пищу и на корм.

В регионах возделывания овса типичными возбудителями фузариоза зерна являются высокоагрессивные патогены, такие, например, как, F. graminearum Schwabe и F. culmorum (W. G. Sm.) Sacc., способные преодолевать активную защиту растений и в процессе колонизации растительной ткани образовывать трихотеценовый микотоксин дезоксиниваленол (ДОН), а также зеараленон (ЗЕН). В то же время в микобиоте зерна овса массово встречаются и другие виды, такие, например, как слабопатогенный вид F. poae (Peck) Wollenw., которые способны заселять лишь ослабленные растения и/или поврежденные ткани растений [4]. Доминирование F. poae в комплексе фузариевых грибов на зерне овса является одной из удивительных особенностей фузариоза этой зерновой культуры [5, 6]. Этот гриб продуцирует микотоксин ниваленол, так же как и ДОН, относящийся к группе трихотеценовых химических соединений [7]. Ниваленол не относится к числу регламентированных фузариотоксинов в зерне по причине высокой стоимости его выявления.

В отличие от пшеницы для фузариоза овса характерно отсутствие выраженных симптомов заболевания на вегетирующих растениях и на зерновках даже при наличии значительной инфицированности, вследствие чего невозможно визуально оценить степень и тяжесть заболевания. Отсутствие возможности адекватного визуального выявления заболевания в значительной степени тормозит селекционную работу с этой культурой. Для полной характеристики генотипов овса необходимо использовать дорогостоящие, времязатратные методы (например, методы количественного выявления ДНК грибов и микотоксинов в зерне), что значительно затрудняет скрининг генетического материала по устойчивости к фузариозу зерна.

Кроме того, ранее выявленный у пшеницы многокомпонентный характер устойчивости к фузариозу находит подтверждение и при анализе различных сортов овса: уровень инфицирования зерна грибами часто не совпадает с содержанием микотоксинов [8]. Это еще раз подтверждает необходимость использования совокупности количественных параметров оценки, которые более точно отражают взаимодействие между генотипом растения и токсинопродуцирующим грибом.

В связи с актуальностью проблемы загрязнения зерна овса микотоксинами активизировались усилия селекционеров по поиску источников устойчивости к этому заболеванию и созданию современных сортов, не накапливающих микотоксины. Характеристикой по устойчивости к фузариозу сортового разнообразия овса начали активно заниматься во всех странах мира, где эта культура возделывается [9]

Приводится изучение существующего разнообразия возделываемых генотипов овса, относящихся к разным видам, по устойчивости к заражению грибами и накоплению микотоксинов. Установлено, что песчаный (A. strigosa) и посевной (A. sativa) овес в меньшей степени подвержены фузариозу зерна по сравнению с византийским (A. byzantina) и абиссинским (A. abyssinica Hochst.) [10–12].

На сегодняшний день не существует опубликованной информации по устойчивости к фузариозу разнообразия диких видов Avena. Однако на международной конференции по генетическим ресурсам рода Avena обсуждалась острая необходимость в таких исследованиях [11].

Морфологические и физиолого-биохимические особенности видов овса существенным образом влияют на интенсивность протекания инфекционного процесса, вызванного грибами. Уникальное разнообразие этих характеристик у генотипов Avena позволяет оценить их значимость при взаимоотношении с различными по патогенности фузариевыми грибами.

Целью исследования являлась оценка генетического разнообразия различных видов Avena по заражению грибами Fusarium (содержание ДНК грибов в зерне) и накоплению микотоксинов ДОН и ЗЕН.

Методы

В 2015 году для исследования устойчивости к фузариозу зерна из коллекции ВИР им. Вавилова были выбраны 57 генотипов диких и 9 культурных видов Avena: A. agadiriana Baum et Fed., A. atlantica Baum et Fedak, A. barbata Pott., A. canariensis Baum, A. clauda Durieu., A. damascena Rajh. et Baum, A. fatua L., A. hirtula Lag., A. insularis Ladiz., A. longiglumis Durieu., A. ludoviciana Durieu., A. magna Murph. et Terr., A. murphyi Ladiz., A. occidentalis Durieu., A. sterilis L., A. vaviloviana Mordv., A. wiestii Steud., A. sativa и A. byzantina (табл. 1). Среди исследованных генотипов 13,6 % относились к диплоидным, 28,8 % — к тетраплоидным и 57,6 % — к гексаплоидным формам овса. Анализируемые генотипы происходили из различных регионов: Израиль (n = 11), Марокко (n = 9), Россия (n = 5), Испания (n = 4), Азербайджан, Алжир и Сирия (по n = 3), Армения, Китай и Норвегия (n = 2), Болгария, Венесуэла, Германия, Грузия, Египет, Италия, Канада, Кения и Ливан (все n = 1). В отличие от диких видов Avena сорта культурных видов были выбраны с учетом известной характеристики их устойчивости к заболеванию.

 

Таблица 1. Дикие и культурные виды рода Avena, исследуемые в этой работе Wild and cultivated Avena genotypes tested in this study

№	Виды рода Avena	Плоидность (2n)	Геном	Кол-во образцов	Номер каталога ВИР (происхождение)
1	A. atlantica Baum et Fedak	14	As	1	к-2109 (Марокко)
2	A. canariensis Baum	14	Cv	1	к-1914 (Испания, Канарские острова)
3	A. clauda Durieu.	14	Cp	1	к-200 (Азербайджан)
4	A. damascena Rajh. et Baum	14	Ad	1	к-1862 (Сирия)
5	A. hirtula Lag.	14	As	1	к-2 (Израиль)
6	A. longiglumis Durieu.	14	Al	2	к-87 (Израиль), к-1881 (США)
7	A. wiestii Steud.	14	As	2	к-94 (Египет), к-95 (Израиль)
8	A. agadiriana Baum et Fedak	28	AB?	1	к-2122 (Марокко)
9	A. barbata Pott.	28	AB	7	к-9 (Эфиопия), к-230 и к-316 (Азербайджан), к-1848 (Франция, Корсика), к-1925 (Израиль), к-2043 (Иран), к-2070 (Сирия)
10	A. vaviloviana Mordv.	28	AB	3	к-10, к-11, к-755 (Эфиопия)
11	A. insularis Ladiz.	28	CD?	1	к-2067 (Италия, Сицилия)
12	A. magna Murph. et Terr.	28	AC	5	к-145, к-1786, к-1851, к-1896, к-2100 (Марокко)
13	A. murphyi Ladiz.	28	AC	2	к-1986, к-2088 (Испания)
14	A. fatua L.	42	ACD	8	к-30 (Россия, Тыва), к-46 (Грузия), к-49 (Армения), к-65 (Болгария), к-80 (Китай), к-97 (Чехословакия), к-116 (Армения), к-743 (Эфиопия)
15	A. ludoviciana Durieu.	42	ACD	4	к-389 (Венесуэла), к-461 (Сирия), к-547 (Израиль), к-701 (Эфиопия)
16	A. occidentalis Durieu.	42	ACD	1	к-1966 (Испания, Канарские острова)
17	A. sativa L.	42	ACD	6	к-11840 (Borrus, Германия), к-14911 (Belinda, Швеция), к-15068 (Конкур, Россия, Ульяновская обл.), к-15353 (Odal, Норвегия), к-15611 (Bessin, Германия), к-14787 (Привет, Россия, Московская обл.), к-15301 (CDC Dancer, Канада)
18	A. byzantina K. Koch	42	ACD	3	к-15494 (Медведь, Россия, Кировская обл.), к-15524 (Bai Yan 7, Китай)
19	A. sterilis L.	42	ACD	16	к-140 и к-146 (Марокко), к-473 (Ливан), к-655, к-931, к-980 (Алжир), к-846 (Кения), к-866 (Тунис), к-1425 и к-1429 (Турция), к-511, к-555, к-2049, к-2052, к-2059, к-2063 (Израиль)

 

Оценку проводили на искусственном инфекционном фоне на полях пушкинского филиала ВИР. Каждый образец выращивали на метровых делянках в двух повторностях согласно методическим указаниям [13]. В дополнение к естественному фону грибов рода Fusarium, существующему в агроценозе, создавали повышенный фон гриба F. culmorum. В период начала появления метелки у наиболее ранних генотипов овса распределяли зерновой инокулюм по поверхности почвы (150 г/м2). Для получения рассыпчатого инокулюма смесь зерна (пшеница и ячмень) увлажняли до 40 % влажности, добавляли по 10 г мела и гипса, автоклавировали под давлением 1 атм в течение часа, затем тщательно перемешивали. После остывания в стерилизованное зерно вносили водную суспензию мицелиальной массы смеси штаммов гриба F. culmorum. В течение месяца субстрат, хранящийся при комнатной температуре, постоянно перемешивали для создания благоприятных условий колонизации зерна грибами.

Поскольку в процессе созревания у диких видов овса происходит осыпание колосков, то сбор урожая зерна у них представляет определенную трудность. В процессе вегетации отдельные растения изолировали в марлевые мешки, которые позволили сохранить урожай для последующих анализов.

Все образцы оценивали по высоте растений, массе 1000 зерен, а также по пленчатости зерновки и опушенности цветковых чешуй согласно методическим указаниям [13].

После сбора урожая колоски каждого образца (10 г) гомогенизировали в стерильных размольных стаканах на мельнице Tube Mill Control (IKA, Германия). Скорость размола составила 25 000 об/мин в течение 25 с для зерна A. sativa и A. byzantina и 60 с для зерна других видов Avena. Размолотую муку хранили при –20 °C до последующей экстракции ДНК и микотоксинов.

Выделение ДНК проводили из 200 мг полученной зерновой муки с помощью адаптированного СТАВ-метода [14]. Типовые штаммы F. graminearum и F. poae из коллекции микроорганизмов лаборатории микологии и фитопатологии ВИЗР культивировали на картофельно-сахарозном агаре, а затем из воздушного мицелия грибов выделяли ДНК, используя набор реагентов Genomic DNA Purification Kit (Thermo Fisher Scientific, Литва).

Концентрации полученной ДНК из муки и штаммов грибов Fusarium оценивали, используя флуориметр Qubit 2.0 с набором реагентов Quant-iT dsDNA HS Assay Kit (Thermo Fisher Scientific, США). Раствор ДНК штаммов Fusarium разбавляли до 10 нг/мл и использовали для построения калибровочных кривых в десятикратных последовательных разбавлениях от 10–1 до 10–6 нг/мл. Концентрацию ДНК, выделенной из зерна, доводили до рабочих значений в диапазоне 2–50 нг/мл.

Определение содержания ДНК грибов проводили методом количественной ПЦР (кПЦР), позволяющим одновременно амплифицировать и измерять количество целевой копии ДНК в образце относительно внесенной специфической последовательности ДНК.

В каждом образце оценивали количество ДНК грибов, измеряемой в процентах от общей выделенной ДНК (нг/мкл, % от общей ДНК). Несмотря на то что инокуляцию растений проводили видом F. culmorum, кроме него, на этом поле ежегодно выявляли и другие виды фузариевых грибов [15]. В связи с этим оценку инфицированности зерна проводили по суммарному содержанию ДНК всех видов грибов, имеющих ген Tri5 в геноме и продуцирующих трихотеценовые микотоксины (Tri-Fusarium). Дополнительно выявляли ДНК только одного вида — F. poae, как правило доминирующего представителя рода Fusarium в зерне овса.

Содержание в зерне ДНК группы грибов Tri-Fusarium оценивали с помощью праймеров TMTri,f (CAGCAGMTRCTCAAGGTAGACCC), TMTri,r (AACTGTAYACRACCATGCCAAC) и флуоресцентной пробы (Cy5-AGCTTGGTGTTGGGATCTGTCCTTACCG-BHQ2) [16, 17]. Содержание в зерне ДНК гриба F. poae оценивали с помощью праймеров TMpoae,f (GCTGAGGGTAAGCCGTCCTT) и TMpoae,r (TCTGTCCCCCCTACCAAGCT) и флуоресцентной пробы (TET-ATTTCCCCAACTTCGACTCTCCGAGGA-BHQ1) [18]. ПЦР-амплификацию проводили с использованием CFX 96 real-time PCR detection system (Bio-Rad, США). Протокол амплификации включал: 1 цикл [95°, 15 c] и 40 циклов [95°, 15 с; 60°, 1 мин].

Экстракцию микотоксинов проводили, добавляя к 1 г муки 5 мл водного раствора ацетонитрила (84 : 16) и оставляя на 14–16 часов в условиях постоянного перемешивания на качалке (орбитальном шейкере ELMI S-3M, Латвия) при 300 об/мин. Количество микотоксинов ДОН и ЗЕН в полученных экстрактах определяли с помощью иммуноферментного метода с использованием тест-систем «Дезоксиниваленол — ИФА», «Зеараленон — ИФА» (Фарматех, Россия) с нижним пределом определения микотоксинов — 20 мкг/кг. Анализ выполняли в наборных полистироловых планшетах (Медполимер), измерение оптической плотности растворов проводили на спектрофотометре LEDETECT 96 (Biomed, Австрия) при длине волны 492 нм.

Каждый лабораторный эксперимент повторяли как минимум дважды. Статистическую обработку результатов проводили с помощью программ Microsoft Office Excel 2007 и Statistica 10.0 (ANOVA). Различия считались достоверными при уровне значимости p < 0,05.

Результаты

Выявлено значительное разнообразие морфологических характеристик исследуемых генотипов. Высота растений варьировала от 50 см (A. canariensis, к-1914, Испания, Канарские острова) до 175 см (A. sterilis, к-1425, Турция).

Масса 1000 семян, анализированных 66 генотипов, варьировала в пределах 8,2–76,8 г. Самое мелкое зерно (до 10 г) выявлено у тетраплоидных видов A. barbata (к-207, к-316, к-1848) и A. atlantica (к-2109) и диплоидного вида A. clauda (к-200). Наиболее крупное зерно (более 50 г) характерно для тетраплоидных видов A. murphyi (к-1986 и к-2088, Испания), A. magna (к-145, к-1786, к-1896 и к-2100, Марокко), A. insularis (к-2067, Италия, Сицилия) и гексаплоидного A. sterilis (к-511, Израиль).

Диапазон содержания цветковых пленок у анализированных генотипов в среднем составил 15–87 %. Пленчатость до 30 % зерновки выявлена у диплоидного вида A. vaviloviana (к-755, Эфиопия), у всех гексаплоидных культурных видов овса A. sativa и A. byzantina, а также образца дикого вида A. fatua (к-49, Армения). Наибольшей пленчатостью характеризовался A. canariensis (к-1914, Испания, Канарские острова).

Согласно визуальной оценке опушенность цветковых чешуй варьировала значительно. Наиболее опушенные зерновки характерны для видов A. insularis, A. magna, A. agadiriana, в то время как генотипы видов A. sativa, A. vaviloviana, A. wiestii имели голые или слабоопушенные чешуи.

Количество ДНК Tri-Fusarium грибов варьировало от 0,65 ∙ 10–3 до 0,12 % общей ДНК. ДНК гриба F. poae выявлена в образцах в диапазоне 0,3 ∙ 10–3 – 23,8 ∙ 10–3 % общей ДНК (рис. 1). Установлено, что диплоидные и тетраплоидные виды (2,2 ∙ 10–2 – 2,4 ∙ 10–2 % общей ДНК) содержали в среднем в 2,6–2,8 раза больше ДНК Tri-Fusarium грибов, чем гексаплоидные виды (0,8 ∙ 10–2 % общей ДНК). Наиболее инфицированными являлись образцы овса, относящиеся к диплоидному виду A. canariensis (к-1914, Испания, Канарские острова), тетраплоидному виду A. magna (к-1786 и к-2100, Марокко) и гексаплоидному A. ludoviciana (к-701, Эфиопия). Образцы, содержащие в зерне минимальное количество ДНК грибов Fusarium, выявлены в гексаплоидных A. sativa (к-15611, Норвегия; к-15068, Россия), A. ludoviciana (к-461, Сирия), A. fatua (к-116, Армения) и тетраплоидном A. barbata (к-2070, Сирия).

 

Рис. 1. Содержание ДНК грибов рода Fusarium, образующих трихотеценовые микотоксины (средняя ± стандартная ошибка) в зерне генотипов рода Avena различной плоидности. Диплоидные виды: 1. A. atlantica (n = 1), 2. A. canariensis (n = 1), 3. A. clauda (n = 1), 4. A. damascena (n = 1), 5. A. hirtula (n = 1), 6. A. longiglumis (n = 2), 7. A. wiestii (n = 2); тетраплоидные виды: 8. A. agadiriana (n = 1), 9. A. barbata (n = 7), 10. A. vaviloviana (n = 3), 11. A. insularis (n = 1), 12. A. magna (n = 5), 13. A. murphyi (n = 2); гексаплоидные виды: 14. A. fatua (n = 8), 15. A. ludoviciana (n = 4), 16. A. occidentalis (n = 1), 17. A. sativa (n = 6), 18. A. byzantina (n = 3), 19. A. sterilis (n = 16)

 

Все проанализированные генотипы накапливали в зерне токсичные метаболиты — частота встречаемости ДОН составила 100 % с диапазоном значений 57–3862 мкг/кг (рис. 2). В среднем количество ДОН в группе тетраплоидных видов Avena было в 2,0–2,2 раза больше (в среднем 1088 ± 262 мкг/кг), чем в группах ди- и гексаплоидных видов (518 ± 196 и 457 ± 67 мг/кг в среднем соответственно).

 

Рис. 2. Количество микотоксина дезоксиниваленола (средняя ± стандартная ошибка) в зерне генотипов рода Avena различной плоидности. Диплоидные виды: 1. A. atlantica (n = 1), 2. A. canariensis (n = 1), 3. A. clauda (n = 1), 4. A. damascena (n = 1), 5. A. hirtula (n = 1), 6. A. longiglumis (n = 2), 7. A. wiestii (n = 2); тетраплоидные виды: 8. A. agadiriana (n = 1), 9. A. barbata (n = 7), 10. A. vaviloviana (n = 3), 11. A. insularis (n = 1), 12. A. magna (n = 5), 13. A. murphyi (n = 2); гексаплоидные виды: 14. A. fatua (n = 8), 15. A. ludoviciana (n = 4), 16. A. occidentalis (n = 1), 17. A. sativa (n = 6), 18. A. byzantina (n = 3), 19. A. sterilis (n = 16)

 

Менее 100 мкг/кг зерна овса было выявлено в зерне семи гексаплоидных генотипов: A. sterilis (к-1425 и к-1429, Турция; к-2052, Израиль), A. sativa (к-15301, Канада; к-15353, Норвегия), A. byzantina (к-15524, Китай), A. fatua (к-30, Тыва, Россия) и в одном образце диплоидного вида A. wiestii (к-94, Египет).

Высокие количества ДОН (> 1500 мкг/кг) были выявлены в генотипах A. barbata (к-9, Эфиопия), A. canariensis (к-1914, Испания, Канарские острова), A. fatua (к-65, Болгария; к-743, Эфиопия; к-80, Китай), A. insularis (к-2067, Италия, Сицилия), A. magna (к-2100 и к-1786, Марокко) и A. sterilis (к-511, Израиль; к-140, Марокко). Сорт Bessin (к-15611, Норвегия) содержал наибольшее количество ДОН (321 мкг/кг) среди анализированных образцов A. sativa. Позднеспелый сорт Belinda (к-14911, Швеция), ранее охарактеризованный как восприимчивый [10], содержал средние уровни ДОН (147 мкг/кг). Наименьшее количество ДОН (57 мкг/кг) выявлено в зерне сорта Odal (к-15353, Норвегия). Два анализированных генотипа A. byzantina продемонстрировали контрастные реакции. Низкие количества ДОН выявлены в зерне сорта Bai Yan 7 (к-15524, Китай), в то же время сорт Медведь (к-15494, Россия, Кировская область) характеризовался очень высоким содержанием этого микотоксина — 1238 мкг/кг.

Микотоксин ЗЕН был выявлен в зерне только трех генотипов — A. barbata (к-316, Азербайджан), A. ludoviciana (к-547, Израиль), A. wiestii (к-95, Израиль) в количествах 38–237 мкг/мл.

Обсуждение

Дикие родичи культурных растений — ценный материал, который можно использовать для селекции новых сортов с заданными свойствами и хорошо адаптированных к изменяющимся условиям окружающей среды. Для того чтобы провести сравнение инфицированности грибами и контаминации микотоксинами столь разнообразного генетического материала, как виды Avena, была проведена их искусственная инокуляциями грибом F. culmorum, являющимся типичным патогеном в регионе проведения эксперимента. В связи с морфологическими различиями и биологическими особенностями видов овса был выбран метод не прямого принудительного опрыскивания метелок, а распределения инокулюма по поверхности почвы под вегетирующими растениями, что, на наш взгляд, способствует поддержанию постоянного инфекционного фона, а также лучше имитирует естественные условия среды.

Тетраплоидные виды A. insularis и A. magna с геномом С, обладающие наибольшим опушением цветковых чешуй, характеризовались высокими показателями содержания ДНК Tri-Fusarium и ДОН в зерне. Ранее было показано, что генотипы этих видов также являлись неустойчивыми к другим биотическим и абиотическим факторам [1, 2, 19].

Установлена достоверная положительная корреляция (r = + 0,67, p < 0,01) между количеством ДНК грибов Tri-Fusarium и содержанием микотоксина ДОН в зерне всех анализированных образцов (табл. 2). Ожидаемо не было выявлено связи между количеством ДНК F. poae и ДОН. Выявленная связь между количествами ДНК Tri-Fusarium и ДНК гриба F. poae вполне логична, поскольку последний вид также способен к биосинтезу трихотеценовых микотоксинов, который, однако, заканчивается образованием НИВ, а не ДОН.

 

Таблица 2. Взаимосвязь показателей оценки генотипов Avena The connection the identified traits of the different Avena genotypes

Показатели	Плоидность	Масса 1000 зерен	Высота	Пленчатость	Опушенность	ДНК Tri-Fusarium	ДНК F. poae
Масса 1000	0,22
Высота	0,00	–0,24
Пленчатость	–0,12	0,05	0,20
Опушенность	–0,49**	0,15	0,15	0,48*
ДНК Tri-Fusarium	–0,28*	0,38*	–0,26*	0,39*	0,53**
ДНК F. poae	–0,24	0,02	0,10	0,47**	0,46**	0,33*
ДОН	–0,26*	0,22	–0,22	0,15	0,37*	0,67**	0,13
*Коэффициенты корреляции существенны при уровне значимости p < 0,05 и ** при уровне значимости p < 0,01

 

Впервые в мире проведена оценка представительного набора генотипов 17 диких видов Avena по устойчивости к колонизации зерновки грибами Fusarium и накоплению микотоксинов в зерне. Наименьшие количества ДНК грибов и ДОН были выявлены в семи генотипах гексаплоидных видов овса: A. byzantina (к-15301, CDC Dancer, Канада; к-15524, Bai Yan 7, Китай); A. sativa (к-15353, Odal, Норвегия); A. sterilis (к-1425, CAV 1568 и к-1429, CAV 1577, Турция; к-2052, Израиль). Также наиболее низкое согласованное содержание грибов и микотоксинов установлено для дикого гексаплоида A. fatua (к-30, Тува) и одного диплоида A. wiestii (к-94, An 109, Египет).

В последнее время к генотипам, относящимся к A. sterilis и A. fatua, исследователи проявляют повышенный интерес, поскольку представители этих видов обладают множеством хозяйственно ценных признаков и легко могут быть использованы в интрогрессивной гибридизации для расширения генетического пула и улучшения существующих сортов.

Впервые дикие виды овса были использованы для практических селекционных целей в начале 20-х годов ХХ столетия, но только в 60-е годы появились первые коммерческие сорта с их участием. В результате переноса аллелей генов от вида A. sterilis в культурный овес продуктивность последнего увеличилась на 15–20 %. В настоящее время использование видов A. fatua и A. sterilis в скрещиваниях для целей селекции является рутинным делом. На основе этих видов создано много сортов овса, занимающих значительные посевные площади в США, Канаде, Бразилии и Австралии [1, 2].

Представляют интерес исследования турецких ученых, показавших, что протеиновый экстракт, полученный из зерна A. fatua, оказывал значительный подавляющий эффект на рост грибов Aspergillus и Fusarium по сравнению с экстрактами из зерна других злаков [20]. Овсюг обыкновенный A. fatua и овсюг южный A. ludoviciana являются особо опасными сорными культурами, засоряющими посевы сельскохозяйственных культур. В немногочисленных публикациях, касающихся фузариоза диких видов овса, авторы в основном демонстрируют зараженность зерна этих злаков грибами Fusarium и возможность использования штаммов грибов для снижения засоренности посевов [21–23].

Многокомпонентный характер устойчивости растений к фузариозу во многом обусловлен морфологическими и физиолого-биохимическими особенностями растения (пассивным иммунитетом), влияющими как на проникновение и распространение гемибиотрофных патогенов грибов рода Fusarium, так и на образование ими токсичных метаболитов.

Оценка взаимосвязи морфологических показателей генотипов Avena и содержаний ДНК грибов в зерне показала достоверное увеличение ДНК грибов Tri-Fusarium в генотипах овса с более крупными зерновками (p < 0,05), имеющими большую пленчатость. На количество микотоксина ДОН в зерне эти показатели влияния не оказывали. Опушенность цветковых чешуй увеличивала не только содержание ДНК грибов, но и содержание ДОН в зерне. Увеличение высоты растений оказывало существенное отрицательное влияние на количественное присутствие ДНК Tri-Fusarium, но не влияло на количество ДНК F. poae. Действительно, растительные остатки, находящиеся на поверхности или в верхних слоях почвы, являются местом сохранения для многих видов грибов. В нашем эксперименте усилению этой связи способствовал инокулюм F. culmorum, распределенный по поверхности почвы.

В среднем по всем проанализированным генотипам Avena содержание ДНК грибов Tri-Fusarium было в 2,8 раза больше, чем ДНК гриба F. poae. Однако на естественном фоне из зерна овса гриб F. poae всегда выделяется с большей частотой, чем другие виды этого рода [4, 6, 24, 25]. Гриб F. poae является относительно слабым патогеном, и его постоянное присутствие в микобиоте зерна овса до сих пор не имеет точного объяснения. По всей видимости, высокая частота его встречаемости, выявляемая микробиологическим методом, не позволяла оценить глубину инвазии этого гриба в зерно.

В то же время и метод количественного выявления ДНК грибов имеет свои ограничения и не всегда позволяет корректно сопоставить количество биомассы разных целевых микроорганизмов в одном хозяине. Так, в нашем случае пара праймеров TMTrif/r на группу видов Fusarium, способную образовывать трихотеценовые микотоксины, была создана на основе сиквенса гена Tri5, который кодирует начальный этап биосинтеза этих токсичных метаболитов [16]. Праймеры TMpoae,f/r для количественного выявления гриба F. poae были созданы на основе последовательности нуклеотидов IGS участка рибосомальной ДНК [18]. Изначальные различия между исходным количеством молекул, содержащих амплифицируемый фрагмент, не дают возможности сравнивать обильность ДНК этих двух объектов в одном образце, но позволяют сравнивать генотипы между собой по зараженности тем или иным целевым объектом.

К существенному увеличению количества ДНК F. poae в зерне приводили пленчатость зерна и опушенность чешуй овса (p < 0,01). Возможно, что в период физиологического старения колосковых и цветковых чешуй, которые неплотно прилегают к зерновке, происходит усиление роста сапротрофных грибов. Таким образом, эти морфологические структуры играют важную роль в защите зерновки, служат дополнительным барьером на пути проникновения патогена и являются фактором пассивной устойчивости.

Достоверной связи между высотой растений овса и количеством ДНК F. poae в зерне не выявлено. Этот гриб, в отличие от F. culmorum, не способен к обильному образованию макроконидий, а образует только микроконидии (около 5 мкм в диаметре), легко распространяемые ветром с окружающих культурных и сорных злаковых трав. Также для большинства культур гриба F. poae характерно присутствие довольно сильного фруктово-сладкого аромата. По мнению некоторых исследователей, запах F. poae является аттрактивным для насекомых и клещей, которые способствуют разносу конидий и заселению грибом поврежденной ими растительной ткани [26–28].

Исследование взаимоотношений Avena и Fusarium представляет несомненный научный и практический интерес в связи с широким внутривидовым разнообразием этих групп организмов и значительной востребованностью качественного зерна овса для пищевых и кормовых целей. Вовлечение разнообразного генетического материала, в том числе диких видов Avena различного происхождения, в селекционный процесс является современным требованием улучшения культуры овса и сокращения генетической эрозии.

Выводы

Впервые проведена сравнительная оценка генофонда рода Avena на примере 66 генотипов, относящихся к 2 культурным и 17 диким видам, по устойчивости к фузариозу зерна (заражению грибами Fusarium и накоплению микотоксина ДОН).

На искусственном фоне гриба F. culmorum дана характеристика генотипов как культурных, так и не подвергнутых селекционной работе диких видов Avena.

Показаны статистически достоверные связи между морфологическими характеристиками и количеством ДНК грибов Fusarium, характеризующихся различными патогенными свойствами, а также содержанием микотоксина ДОН.

Наименьшее количество ДНК грибов и ДОН было выявлено в семи гексаплоидных генотипах, относящихся к видам A. byzantina, A. sterilis, A. sativa, A. fatua, и одном диплоидном A. wiestii. Выявленные высокоустойчивые генотипы культурных и диких видов Avena должны быть использованы в селекции новых сортов овса.

Оценка существующего генетического разнообразия видов овса представляет устойчивый научный интерес, для чего необходимы дальнейшие исследования с включением образцов мирового разнообразия рода Avena.

Исследование выполнено при поддержке проекта РНФ № 14-16-00072.

About the authors

Taiana Yu Gagkaeva

All-Russian Scientific Research Institute of Plant Protection (VIZR)

Author for correspondence.
Email: t.gagkaeva@mail.ru

Ph.D., Senior Scientist, Docent in Mycology

Russian Federation, Pushkin, Saint Petersburg, Russia

Olga P Gavrilova

All-Russian Scientific Research Institute of Plant Protection (VIZR)

Email: olgavrilova1@yandex.ru

Ph.D., Researcher

Russian Federation, Pushkin, Saint Petersburg, Russia

Alexandra A Orina

All-Russian Scientific Research Institute of Plant Protection (VIZR)

Email: orina-alex@yandex.ru

Ph.D., Researcher

Russian Federation, Pushkin, Saint Petersburg, Russia

Elena V Blinova

Federal Research Center N.I. Vavilov All-Russian Institute of Plant Genetic Resources (VIR)

Email: e.blinova@vir.nw.ru

Ph.D., Researcher

Russian Federation, Saint Petersburg, Russia

Igor G Loskutov

Federal Research Center N.I. Vavilov All-Russian Institute of Plant Genetic Resources (VIR)

Email: i.loskutov@vir.nw.ru

Dr. of Biological Sci., Prof., Head of department of Genetic Resources Oat, Barley, Rye (VIR)

Russian Federation, Saint Petersburg, Russia

References

Supplementary files