Peculiarity of mitotic activity of chorionic villi cytotrofoblast on the first trimester of pregnancy

Full Text

Введение Цитотрофобласт ворсинчатого хориона (ЦТБ) представляет собой камбиальный слой синцитиотрофобласта и обладает высокой спонтанной митотической активностью. Известно, что пролиферативная активность клеток ЦТБ хориона достигает максимума в первом триместре и постепенно снижается по мере прогрессирования беременности [1; 16]. Одним из подходов к анализу пролиферации клеток является определение митотического индекса (МИ), величина которого характеризует долю клеток, находящихся в митозе [6]. Эти исследования можно дополнить путем определения общей продолжительности клеточного цикла (КЦ). Данные, полученные в экспериментах по изучению общей продолжительности КЦ и отдельных его фаз, а также МИ в клетках ЦТБ человека, скудны и противоречивы [2; 3; 30; 24; 40]. Кроме того, в работах, посвященных анализу особенностей пролиферации ЦТБ хориона, отсутствует четкое разделение исследуемого материала на образцы, полученные от эмбрионов при физиологически нормальной или неразвивающейся беременности. При этом известно, что нарушения пролиферации и дифференцировки клеток цитотрофобласта могут приводить не только к функциональной недостаточности плаценты, расстройствам трофики и дыхания, но и к остановке развития плода. Поэтому особый интерес представляет исследование спонтанной митотической активности клеток ЦТБ хориона при физиологически нормальной и неразвивающейся беременности. В этой связи целью настоящего исследования явился анализ особенностей митотической активности клеток цитотрофобласта хориона человека в I триместре при нормальной и неразвивающейся беременности. Материалы и методы Материалом исследования служили образцы ворсинчатого хориона, полученные после прерывания беременности в срок 5/6–10 недель по медицинским показаниям (диагноз «неразвивающаяся беременность», группа НБ, 8 образцов) и по желанию женщины (группа ФБ, физиологическая беременность, 6 образцов). Продолжительность КЦ оценивали методом «меченых» митозов (Епифанова, 2003), используя в качестве аналога азотистого основания 5-бромдезоксиуридин (БДУ). Образцы ворсин хориона инкубировали в среде RPMI 1640 («Биолот») с добавлением 10 % телячьей эмбриональной сыворотки («Биолот») и БДУ (конечная концентрация 10–15 мкг/мл) в течение 24, 48 и 72 ч. По окончании времени инкубации готовили препараты метафазных хромосом как описано в [14]. В качестве контроля использовали препараты, приготовленные из ворсин, инкубированных в среде, не содержащей БДУ, а также из ворсин, не подвергавшихся предварительному инкубированию [1]. Препараты окрашивали 0,01 % акридиновым оранжевым (АО), приготовленным на натрий-фосфатном буфере (рН = 7,0), либо проводили иммуноцитохимическую детекцию БДУ c помощью моноклональных антител [1]. Принадлежность метафазной пластинки к первой, второй или третьей генерации (т. е. прохождение клетками одного, двух или трех циклов репликации ДНК) определяли по дифференциальной окраске сестринских хроматид [15; 34]. Анализ препаратов проводили на микроскопе LEICA DMLS, оборудованного цветной камерой Leica DFC320, блоком светофильтров I3 и программным обеспечением для анализа изображений. МИ рассчитывали по формуле: (1) МИ = (количество митозов/10000 ядер) × 100 % Статистическую обработку результатов проводили с помощью программы «In Start Graph Pad Prism» и формул [4]. Результаты и обсуждение Массовые исследования спонтанных абортов показали ограниченные возможности традиционного цитогенетического анализа, обусловленные трудностями культивирования клеток из тканей абортусов, подвергшихся аутолизу [9; 10], или отсутствием спонтанных митозов в ЦТБ хориона [17]. Использование полупрямого метода приготовления препаратов (то есть после непродолжительного инкубирования ворсин хориона в питательной среде) зачастую оказывается неэффективным. Как и при прямом методе (исключающем этап культивирования) число делящихся клеток в ЦТБ, пригодных для хромосомного анализа, редко достигает уровня, предъявляемого к препаратам из клеточных культур [1]. Согласно международным стандартам [21], уровень успешных цитогенетических исследований ворсин хориона при прямом методе составляет 90 %, а продуктов зачатия и частей плода материала — 60 %. Учитывая актуальность цитогенетического анализа при неразвивающейся беременности, нами было предпринято сравнительное исследование митотического потенциала клеток ЦТБ в образцах хориона в группах НБ и ФБ. Информацию о вступлении клеток в деление получали, регистрируя митозы с «мечеными» хромосомами через различные промежутки времени после однократного введения БДУ при постановке клеточной культуры [7]. Идентификацию «меченых» митозов проводили с помощью окраски АО, при которой участок хромосомы, включивший БДУ, флуоресцирует в красной области спектра, не включивший — в желто-зеленой. После одного раунда репликации ДНК в присутствии БДУ плечи всех хромосом окрашиваются равномерно в желто-зеленый цвет, а для хромосом 1, 9, 16, акроцентрических хромосом и длинного плеча Y-хромосомы характерна ассиметричная латеральная окраска гетерохроматиновых районов (ГХР) [15]. После двух раундов репликации отмечается дифференциальная окраска сестринских хроматид и сестринские хроматидные обмены (СХО), после трех — хромосомы с сестринскими хроматидами трех типов (с одинаковой и с дифференциальной окраской, а также с СХО) [34]. Однако в собственных экспериментах в ГХР хромосом 1, 9, 16 и Y мы наблюдали одинаковую красную флуоресценцию АО на обеих сестринских хроматидах независимо от времени инкубирования образца (рис. 1 а), что не позволяло идентифицировать метафазы после одного раунда репликации ДНК. Следует отметить, что и после двух раундов репликации одновременно с дифференциальной окраской сестринских хроматид мы также обнаружили необычную красную флуоресценцию ГХР (рис. 1 б). Данный факт, по-видимому, обусловлен особой организацией ГХР в ЦТБ. Поэтому для определения метафаз после одного раунда репликации, использовали иммуноцитохимический метод детекции БДУ с помощью специфических антител [38; 39]. Исходя из красной флуоресценции ГХР при окрашивании препаратов АО, мы ожидали, что сайты включения антител будут более представлены в районах 1qh, 9qh, 16qh и Yqh. Однако только в 2 из 119 проанализированных метафаз в обеих группах, независимо от времени инкубирования образцов, хромосомы полностью прошли один раунд репликации (рис. 2). Также были зарегистрированы метафазные пластинки, окраска хромосом в которых указывала, что на момент добавления БДУ они находились во второй половине S-фазы. При этом в 6 из 10 метафаз не было зарегистрировано сигнала антител в ГХР (рис. 3), что можно объяснить асинхронной репликацией гомологов при более раннем начале репликации одного из них. Возможно, к моменту добавления БДУ репликация гомологичных ГХР уже была завершена. Как было показано [19], С-блоки хромосом имеют как минимум два подтипа позднореплицирующегося ГХ. Один из этих подтипов начинает репликацию раньше, а второй подтип — самым последним, завершая репликацию всего генома. Кроме того, в ранние сроки беременности репликация ГХР хромосом в ЦТБ может происходить одновременно с некоторыми R-сегментами хромосом, то есть в первой половине S-фазы [12]. Ранняя репликация ГХ показана также у дрожжей [31], дрозофилы [28], мыши [37]. Особый интерес представляли метафазные пластинки, в которых отсутствовал сигнал антител к БДУ в ГХ районах хромосом 1, 9, 16 при относительно равномерном распределении сигнала по плечам всех хромосом, что свидетельствует о прохождении клеткой одного полного раунда репликации (рис. 4). О том, что это явление не является методическим артефактом, свидетельствует отсутствие сигнала на 3 из 4 ядер (рис. 3) и на 2 из 3 ядер (рис. 4), очевидно находящихся в стадии покоя. Известно, что метод иммуноцитохимической детекции БДУ имеет ограничение, связанное с различной доступностью хроматина для антител после денатурации ДНК [23; 22]. Структура хроматина, в свою очередь, может зависеть и от того, на какой стадии S фазы (поздней или ранней) БДУ был доступен для клеток [22]. Причиной отсутствия сигнала может быть также недорепликация ГХ, которая описана для интеркалярного ГХ политенных хромосом, образующихся вследствие нескольких раундов репликации без вступления клетки в митоз, у дрозофилы. Возможно, что недорепликация прицентромерного ГХ и, как следствие — эндомитоз — является одним из механизмов полиплоидизации, которая регулярно происходит в клетках трофобласта у млекопитающих и человека [8; 27]. Это предположение подтверждается относительно частой регистрацией эндомитозов при рутинном цитогенетическом анализе клеток ЦТБ при нормальной и неразвивающейся беременности [1]. Известно также, что в случае незавершения репликации клетка может вступить в апоптоз, что также характерно для клеток ЦТБ хориона. Однако связано ли наблюдаемое нами в некоторых клетках явление с ранней репликацией или недорепликацией ГХР хромосом 1, 9, 16, либо с недоступностью участков, содержащих БДУ, для антител, остается неясным. Таким образом, ни с помощью АО, ни моноклональных антител к БДУ нам не удалось четко идентифицировать метафазы, хромосомы в которых завершили один раунд репликации и вступили во второе деление. Исходя из предположения, что митотический потенциал клеток ЦТБ может снижаться при НБ, мы провели сравнительный анализ числа клеток, прошедших 2 раунда репликации (табл. 1). Частота клеток, прошедших 2 раунда репликации, варьировала в широких пределах во всех образцах (табл. 1). Эта вариабельность обусловлена, в первую очередь, гетерогенностью клеточной популяции [29; 32]. Следует отметить, что при проведении экспериментов в работе нами не были использованы синхронизирующие агенты, поэтому клетки ЦТБ в момент добавления БДУ находились на разных стадиях клеточного цикла. Кроме того, известно, что митотическая активность клеток хориона в различных ворсинах неодинакова. Межиндивидуальная вариабельность в обеих исследованных группах также может быть обусловлена особенностями кариотипа [11; 5; 9; 10; 13], сроками беременности и стадией, на которой произошла остановка развития [3]. Несмотря на существенные отличия в частоте «меченых» митозов в пределах группы, обращала на себя внимание тенденция к задержке вступления клеток в митоз в группе НБ. Так, после 24-часовой инкубации встречались единичные метафазные пластинки 2-й генерации только в группе ФБ (3,1 ± 3,1 %). При увеличении времени инкубирования до 48 ч. две S-фазы прошли 36,1 ± 16,0 % клеток в группе ФБ по сравнению с 10,5 ± 4,2 % в группе НБ. Возможно, это связано с нарушением параметров КЦ после «шока», который испытывают клетки ЦТБ в момент биопсии хориона [1], и для вступления клеток в митоз необходим некий «лаг-период». Для ЦТБ группы ФБ он, по-видимому, короче, чем для группы НБ. Вместе с тем, на сохранение пролиферативной активности клеток ЦТБ в условиях in vitro указывает значительный прирост клеток 2-й генерации при увеличении времени инкубации до 72 ч. — в 1,5 раза в группе ФБ и в 5 раз в группе НБ. При этом различия между группами существенно нивелируются (табл. 1). С одной стороны не наблюдается значительного повышения доли клеток 2-й генерации в образцах группы ФБ, что можно было ожидать, ориентируясь на результаты инкубации в течение 48 ч; с другой стороны наблюдается рост митотической активности ЦТБ в группе НБ. Следует отметить, что нами ни в одном случае не было зарегистрировано клеток 3-й генерации. Незначительное число таких метафаз было обнаружено и в аналогичных исследованиях [40]. Эти результаты свидетельствуют о «лимите деления», т. е. ограниченном числе циклов, которое проходит клетка в условиях in vitro. Согласно полученным данным, этот лимит не превышает 2–3 последовательных циклов. По-видимому, ограниченное число делений в условиях in vitro является характерным для клеток ЦТБ не только в условиях органной культуры. В первичных клеточных культурах клетки трофобласта также быстро утрачивают способность к митотическому делению, вступают в апоптоз или дифференцируются [26]. В условиях in vivo клетки в тканях организма после выхода из цикла как после окончания митоза, так и по завершению синтеза ДНК в S-фазе, могут вступить в состояние пролиферативного покоя [7]. Особое значение это состояние имеет для стволовых клеток, в том числе и стволовых клеток ворсинчатого ЦТБ, которые на протяжении всей беременности обладают способностью к самоподдержанию и сохраняют возможность дифференцироваться в функционально специализированные клетки [18; 29]. Наиболее высокой митотической активностью обладают клетки ЦТБ, которые концентрируются на вершинах и в местах ветвления ворсин, образуя так называемые «клеточные столбики» [32]. Смена периодов покоя и активной пролиферации клеток является основой координированного роста и регуляции численности и размеров клеточных популяций в пределах ткани и органа. При этом для вступления клеток, находящихся в состоянии пролиферативного покоя, необходимы определенные стимулы [7]. Адекватными подходами для оценки влияния различных факторов на митотическую активность клеток в клеточной популяции могут служить гистохимические методы с использованием антител к белкам-маркерам пролиферации и апоптоза, а также определение МИ на цитогенетических препаратах. Поэтому на следующем этапе данной работы мы провели сравнительный анализ величины МИ в нативных и инкубированных при различных условиях образцах хориона. Как видно из данных представленных в таблице 2, величина МИ в нативных образцах хориона в обеих группах существенно варьирует независимо от срока развития, а также наличия и типа аномалии кариотипа в ЦТБ. Основной причиной этой вариабельности является, по-видимому, различная интенсивность роста и рамификации ворсин [32]. Большинство исследователей сходятся во мнении, что степень васкуляризации, наличие терминальных ворсин и другие особенности строения хориона, не коррелируют с величиной митотического индекса на «прямых» препаратах из ворсин хориона [36; 33]. Как и другие авторы [2; 24], мы обратили внимание на тенденцию к увеличению частоты митозов в условиях in vitro в большинстве образцов (табл. 2). Как было показано, на пролиферацию ЦТБ в условиях in vitro могут влиять такие факторы, как продолжительность инкубирования образца [2; 24], концентрация кислорода и эмбриональной телячьей сыворотки [25; 24]. Известно также, что наличие в питательной среде БДУ может изменять общую продолжительность КЦ и его отдельных фаз [15; 20; 40], что в свою очередь может снижать МИ. Однако, по-видимому, вследствие выраженных различий МИ в разных ворсинах, полученных из одного хориона, а также в образцах хориона от разных эмбрионов, нам не удалось выявить значимого влияния длительности инкубирования (коэффициент регрессии, недостоверно отличался от нуля, Р > 0,05, табл. 2), а также наличия БДУ в питательной среде. Только для двух образцов № 5 и № 6, группы ФБ из 6 исследованных (табл. 2), были обнаружены статистически значимые различия (t = 4,914, Р< 0,05; t = 6,286, Р< 0,05). Таким образом, в результате исследования нами отмечена тенденция к замедленному вступлению в митоз клеток ЦТБ в группе НБ, что свидетельствует о сниженном пролиферативном потенциале клеток ЦТБ при НБ. Однако способность к пролиферации клеток ЦТБ хориона при НБ повышается в условиях in vitro и не зависит от наличия БДУ в питательной среде. Полученные нами данные свидетельствуют, что использование полупрямого метода приготовления препаратов хромосом с инкубированием образцов хориона в течение 24–72 ч в сочетании с методом дифференциальной окраски RBA, предполагающем использование БДУ, может повысить результативность и разрешающую способность цитогенетической диагностики при анализе причин неразвивающейся беременности. Кроме того, нами выявлены особенности организации прицентромерных ГХР хромосом 1, 9 и 16, которые выражались в необычной окраске флуорохромом АО и особенностях репликации. Следует подчеркнуть, что в настоящее время прицентромерному ГХ отводится важная роль в регуляции функций генома в развитии [35]. Однако вклад ГХР хромосом 1, 9 и 16, а также значение полиморфизма по этим районам продолжают оставаться загадочными.

About the authors

Irina Leonidovna Trofimova

Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS

Email: irina311@inbox.ru
research collaborator in Laboratory for prenatal diagnosis of inherited and inborn disorders

Eva Valer’evna Evdokimenko

St. Petersburg State University

student of Department of Genetics and Breeding, Faculty of Biology and Soil Sciences

Tatyana Vladimirovna Kuznetzova

Ott Research Institute of Obstetrics and Gynecology, RAMS

Email: tkuznetzova@mail.ru
Dr. Sci, Prof., Leading Researcher. Laboratory for prenatal diagnosis of inherited and inborn disorders

References

Supplementary files