Advances in Chemical PhysicsAdvances in Chemical PhysicsФизиология растений0015-33033034-6126The Russian Academy of Sciences69877610.7868/S3034624X25020011ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИResearch ArticleRespiratory Response of Arabidopsis thaliana Plants with NPQ1 Suppression to High Light: Some Aspects of the Functional Interaction of Chloroplasts and MitochondriaРЕАКЦИЯ ДЫХАНИЯ РАСТЕНИЙ ARABIDOPSIS THALIANA С ПОДАВЛЕНИЕМ NPQ1 НА ПОВЫШЕННУЮ ОСВЕЩЕННОСТЬ: НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ ФУНКЦИОНАЛЬНОГО ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ХЛОРОПЛАСТОВ И МИТОХОНДРИЙGarmashE. VГармашЕ. Вgarmash@ib.komisc.ruYadrikhinskiyK. VЯдрихинскийК. ВShelyakinM. AШелякинМ. АBelykhE. SБелыхЕ. СSilinaE. VСилинаЕ. ВMalyshevR. VМалышевР. ВInstitute of Biology Komi Science Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of SciencesИнститут биологии Коми научного центра Уральского отделения Российской академии наук15032025722VOL 72, NO2 (2025)ТОМ 72, №2 (2025)819916122025Copyright ©; 2025, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2025, Российская академия наук2025Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://journals.eco-vector.com/0015-3303/article/view/698776

The energy-dissipating systems (EDS) of a photosynthetic cell — the violaxanthin cycle (VXC) in chloroplasts and the alternative respiratory pathway (AP) in mitochondria — are involved in protecting against excess light energy. The mechanisms of functional interaction of EDS are poorly understood. The aim was to study the effect of high light on respiration and AP activity in Arabidopsis thaliana plants with suppression of NPQ1 encoding the VXC enzyme — violaxanthine de-epoxidase. Four-week-old plants of npq1 line and Columbia-0 wild type line (Col-0) grown at 90 mmol/(m2 s) were exposed to high light, 400 mmol/(m2 s), for 8 hours. Under stress conditions, the npq1 line showed significantly lower values of non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence and the level of de-epoxidation compared to the wild-type line (Col-0), which indicated the absence of zeaxanthin-dependent protection of the photosynthetic apparatus. The plants of the mutant line reacted to high light by increasing respiration due to activation of both alternative and cytochrome pathways. At the same time, the part of AP from total respiration in the npq1 line was consistently high and amounted to about 50%, regardless of the light conditions. Activation of AP and accumulation of the alternative oxidase (AOX) protein were obviously facilitated by increased expression of most AOX genes, the level of transcripts of which was higher under control conditions (0 h), but decreased by the end of the experiment. At the same time, the amount of mRNA of the most stress-inducible AOX1a gene was the lowest among all AOX genes. It is assumed that in the npq1 line the signaling pathway supported by the transcriptional factor of MYB4, a negative regulator of phenylpropanoid synthesis, is weakened. This could be the reason for the low expression of AOX1a, which contains a large number of MYB4-binding sites in the promoter, and an increased content of anthocyanins in leaves compared to Col-0. Unlike Col-0 plants, the npq1 line was characterized by half the activity of superoxide dismutase (SOD), with a predominance of Fe-SOD localized mainly in chloroplasts. However, based on the content of superoxide anion radical and hydrogen peroxide, plants of the npq1 line showed a higher level of oxidative reactions in high-light conditions compared with the wild type line. The data obtained showed a reduced ability of plants with suppression of the genes of two key components of energy-dissipating systems (NPQ1 and AOX1a) to withstand stress. The results indicate the mutual regulation of the EDS of mitochondria and chloroplasts to protect against photooxidation, the importance of AOX in the modulation of respiratory function, and the existence of fast adaptive metabolic rearrangements that provide plant viability under stressful conditions.

Энергодиссипирующие системы (ЭДС) фотосинтезирующей клетки — виолаксантиновый цикл (ВКЦ) в хлоропластах и альтернативный путь дыхания (АП) в митохондриях — участвуют в защите от избытка световой энергии. Механизмы функционального взаимодействия ЭДС слабо исследованы. В работе изучено влияние повышенной освещенности (400 мкмоль ФАР/(м2 с) на дыхание и вовлечение АП у растений Arabidopsis thaliana с подавлением NPQ1, кодирующим фермент ВКЦ — виолаксантиндеэпоксидазу. Четырехнедельные растения линии npq1 и дикого типа Columbia-0 (Col-0), выращенные при 90 мкмоль/(м2 с) и используемые в качестве контроля, подвергали воздействию света высокой интенсивности, 400 мкмоль/(м2 с), в течение 8 ч. В ходе эксперимента определяли активность дыхательных путей, относительное содержание транскриптов генов, активность супероксиддисмутазы, содержание супероксид анион-радикала, пероксида водорода, антоцианов. В условиях стресса линия npq1 демонстрировала значительно более низкие величины нефотохимического тушения флуоресценции хлорофилла и уровня деэпоксидации в сравнении с линией дикого типа (Col-0), что свидетельствовало об отсутствии реализации зеаксантин-зависимой защиты фотосинтетического аппарата. Растения мутантной линии реагировали на повышенную освещенность усилением дыхания за счет активации транспорта электронов по обоим путям: альтернативному и цитохромному. При этом доля АП от общего дыхания в линии npq1 была стабильно высокой и составляла около 50% независимо от условий светового режима. Активации АП и накоплению белка альтернативной оксидазы (AOX), очевидно, способствовало усиление экспрессии большинства генов AOX, уровень содержания транскриптов которых был выше в контрольных условиях (0 ч), но снижался к концу эксперимента. При этом количество мРНК наиболее стресс-индуцибельного гена AOX1a было самым низким среди всех генов AOX. Сделано предположение об ослаблении в линии npq1 сигнального пути, поддерживаемого транскрипционным фактором MYB4 — негативным регулятором синтеза фенилпропаноидов. Это могло стать причиной низкой экспрессии AOX1a, содержащего в промоторе большое количество MYB4-связывающих сайтов, и повышенного по сравнению с Col-0 содержания антоцианов в листьях. В отличие от растений Col-0, линия npq1 характеризовалась вдвое меньшей активностью супероксиддисмутазы (СОД) с преобладанием локализованной преимущественно в хлоропластах Fe-СОД. Однако, судя по содержанию супероксид анион-радикала и пероксида водорода, растения линии npq1 в условиях повышенной освещенности демонстрировали более высокий уровень окислительных реакций по сравнению с линией дикого типа. Полученные данные свидетельствовали о пониженной способности растений с подавлением генов двух ключевых компонентов энергодиссипирующих систем (NPQ1 и AOX1a) противостоять стрессу. Результаты указывают на взаиморегуляцию ЭДС митохондрий и хлоропластов для защиты от фотоокисления, участие AOX в модуляции дыхательной функции и существование быстрых адаптивных перестроек метаболизма, обеспечивающих жизнеспособность растений в стрессовых условиях.

Arabidopsis thaliananpq1 mutant lineviolaxanthine de-epoxidasehigh lightrespirationalternative oxidase (AOX)oxidative stresscontent of AOX gene transcriptssuperoxide dismutaseArabidopsis thalianaлиния с подавлением NPQ1альтернативная оксидаза (AOX)виолаксантиндезпоксидазадыханиеокислительный стрессповышенная освещенностьсодержание транскриптов генов AOXсупероксиддисмутазаThe work was carried out within the theme of the State Budget “Physiological and molecular mechanisms of integration of cellular processes and the integrity of a plant organism: photosynthesis and respiration” (registration no. 125020301262-2).Работа выполнена в рамках темы госбюджетных НИОКТР “Физиологические и молекулярные механизмы интеграции клеточных процессов и целостности растительного организма: фотосинтез и дыхание” (№ 125020301262-2).Demmig-Adams B. Carotenoids and photoprotection in plants: a role for the xanthophyll zeaxanthin // Biochim. Biophys. Acta — Bioenerg. 1990. V. 1020. P. 1–24. https://doi.org/10.1016/0005-2728(90)90088-LNiyogi K.K., Grossman A.R., Björkman O. Arabidopsis mutants define a central role for the xanthophyll cycle in the regulation of photosynthetic energy conversion // Plant Cell. 1998. V. 10. P. 1121–1134. https://doi.org/10.1105/tpc.10.7.1121Raghavendra A.S., Padmasree K. Beneficial interactions of mitochondrial metabolism with photosynthetic carbon assimilation // Trends Plant Sci. 2003. V. 8. P. 546–553. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2003.09.015Noguchi K., Yoshida K. Interaction between photosynthesis and respiration in illuminated leaves // Mitochondrion. 2008. V. 8. P. 87–99. https://doi.org/10.1016/j.mito.2007.09.003Гармаш Е.В. Митохондриальное дыхание фотосинтезирующей клетки // Физиология растений. 2016. Т. 63. C. 17–30. https://doi.org/10.7868/S001533031506007XVanlerberghe G.C., Dahal K., Alber N.A., Chadee A. Photosynthesis, respiration and growth: a carbon and energy balancing act for alternative oxidase // Mitochondrion. 2020. V. 52. P. 197–211. https://doi.org/10.1016/j.mito.2020.04.001Гармаш Е.В. Сигнальные пути регуляции экспрессии генов альтернативной оксидазы растений // Физиология растений. 2022. Т. 69. C. 3–19. https://doi.org/10.31857/S001533032010055Van Aken O. Mitochondrial redox systems as central hubs in plant metabolism and signalling // Plant Physiol. 2021. V. 186. P. 36–52. https://doi.org/10.1093/plphys/kiab101van Lis R., Atteia A. Control of mitochondrial function via photosynthetic redox signals // Photosynth. Res. 2004. V. 79. P. 133–148. https://doi.org/10.1023/B:PRES.0000015409.14871.68Юрина Н.П., Одинцов М.С. Ретроградная сигнальная система хлоропластов // Физиология растений. 2019. Т. 66. C. 243–255. https://doi.org/10.1134/S0015330319040146Garmash E.V., Dymova O.V., Malyshev R.V., Plyusnina S.N., Golovko T.K. Developmental changes in energy dissipation in etiolated wheat seedlings during the greening process // Photosynthetica. 2013. V. 51. P. 497–508. https://doi.org/10.1007/s11099-013-0044-zVishwakarma A., Tetali S.D., Selinski J., Scheibe R., Padmasree K. Importance of the alternative oxidase (AOX) pathway in regulating cellular redox and ROS homeostasis to optimize photosynthesis during restriction of the cytochrome oxidase pathway in Arabidopsis thaliana // Ann Bot. 2015. V. 116. P. 555–569. https://doi.org/10.1093/aob/mcv122Garmash E.V., Dymova O.V., Silina E.V., Malyshev R.V., Belykh E.S., Shelyakin M.A., Velegzhaninov I.O. AOX1a Expression in Arabidopsis thaliana affects the state of chloroplast photoprotective systems under moderately high light conditions // Plants. 2022. V. 11. P. 3030. https://doi.org/10.3390/plants11223030Garmash E.V. Suppression of mitochondrial alternative oxidase can result in upregulation of the ROS scavenging network: some possible mechanisms underlying the compensation effect // Plant Biol. 2022. V. 25. P. 43–53. https://doi.org/10.1111/plb.13477Boyes D.C., Zayed A.M., Ascenzi R., McCaskill A.J., Hoffman N.E., Davis K.R., Görlach J. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: a model for high throughput functional genomics in plants // Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1499–1510. https://doi.org/10.2307/3871382Czechowski T., Stitt M., Altmann T., Udvardi M.K., Scheible W.-R. Genome-wide identification and testing of superior reference genes for transcript normalization in Arabidopsis // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 5–17. https://doi.org/10.1104/pp.105.063743Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(–Delta Delta C(T)) method // Methods. 2001. V. 25. P. 402–408. https://doi.org/10.1006/meth.2001.1262Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248–254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3Chaitanya K.S.K., Naithani S.C. Role of superoxide, lipid peroxidation and superoxide dismutase in membrane perturbation during loss of viability in seeds of Shorea robusta Gaertn.f. // New Phytol. 1994. V. 126. P. 623–627. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.1994.tb02957.xBellincampi D., Dipierro N., Salvi G., Cervone F., De Lorenzo G. Extracellular H2O2 induced by oligogalacturonides is not involved in the inhibition of the auxin-regulated rolB gene expression in tobacco leaf explants // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 1379–1386. https://doi.org/10.1104/pp.122.4.1379Libik M., Konieczny R., Surowka E., Miszalski Z. Superoxide dismutase activity in organs of Mesembryanthemum crystallinum L. at different stages of CAM development // Acta Biol. Cracov. Bot. 2005. V. 47. P. 199–204.Beauchamp C., Fridovich I. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels // Anal. Biochem. 1971. V. 44. P. 276–287. https://doi.org/10.1016/0003-2697(71)90370-8Giusti M.M., Wrolstad R.E. Characterization and measurement of anthocyanins by UV-visible spectroscopy // Curr. Protoc. Food Anal. Chem. 2001. V. 00. P. 1.2.1–1.2.13. https://doi.org/10.1002/0471142913.faf0102s00Külheim C., Jansson S. What leads to reduced fitness in non-photochemical quenching mutants? // Physiol. Plant. 2005. V. 125. P. 202–211. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2005.00547.xClifton R., Millar A.H., Whelan J. Alternative oxidases in Arabidopsis: a comparative analysis of differential expression in the gene family provides new insights into function of non-phosphorylating bypasses // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1757. P. 730–741. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2006.03.009Yoshida K., Noguchi K. Differential gene expression profiles of the mitochondrial respiratory components in illuminated Arabidopsis leaves // Plant Cell Physiol. 2009. V. 50. P. 1449–1462. https://doi.org/10.1093/pcp/pcp090Garmash E.V., Belykh E.S., Velegzhaninov I.O. The gene expression profiles of mitochondrial respiratory components in Arabidopsis plants with differing amounts of ALTERNATIVE OXIDASE1a under high intensity light // Plant Signal Behav. 2021. V. 16. https://doi.org/10.1080/15592324.2020.1864962Keunen E., Schellingen K., Van Der Straeten D., Remans T., Colpaert J., Vangronsveld J., Cuypers A. ALTERNATIVE OXIDASE1a modulates the oxidative challenge during moderate Cd exposure in Arabidopsis thaliana leaves // J. Exp. Bot. 2015. V. 66. P. 2967–2977. https://doi.org/10.1093/jxb/erv035Clifton R., Lister R., Parker K.L., Sappl P.G., Elhafez D., Millar A.H., Day D.A., Whelan J. Stress-induced co-expression of alternative respiratory chain components in Arabidopsis thaliana // Plant Mol. Biol. 2005. V. 58. P. 193–212. https://doi.org/10.1007/s11103-005-5514-7Wang H., Huang J., Liang X., Bi Y. Involvement of hydrogen peroxide, calcium, and ethylene in the induction of the alternative pathway in chilling-stressed Arabidopsis callus // Planta. 2012. V. 235. P. 53–67. https://doi.org/10.1007/s00425-011-1488-7Rasmusson A.G., Escobar M. Light and diurnal regulation of plant respiratory gene expression // Physiol. Plant. 2007. V. 129. P. 57–67. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2006.00797.xFlorez-Sarasa I., Ostaszewska M., Galle A., Flexas J., Rychter A.M., Ribas-Carbó M. Changes of alternative oxidase activity, capacity and protein content in leaves of Cucumis sativus wild type and MSC16 mutant grown under different light intensities // Physiol. Plant. 2009. V. 137. P. 419–426. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2009.01244.xGarmash E.V., Grabelhych O.I., Velegzhaninov I.O., Borovik O.A., Dalke I.V., Voinikov V.K., Golovko T.K. Light regulation of alternative oxidase pathway during greening of etiolated wheat seedlings // J. Plant Physiol. 2015. V. 174. P. 75–84. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.09.016Zalutskaya Z., Lapina T., Ermilova E. The Chlamydomonas reinhardtii alternative oxidase 1 is regulated by heat stress // Plant Physiol. Biochem. 2015. V. 97. P. 229–234. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2015.10.014El-Brolosy M.A., Stainier D.Y.R. Genetic compensation: a phenomenon in search of mechanisms // PLoS Genet 2017. V. 13. P. e1006780. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1006780Selinski J., Hartmann A., Deckers-Hebestreit G., Day D.A., Whelan J., Scheibe R. Alternative oxidase isoforms are differentially activated by tricarboxylic acid cycle intermediates // Plant Physiol. 2018. V. 176. P. 1423–1432. https://doi.org/10.1104/pp.17.01331Ambawat S., Sharma P., Yadav N.R., Yadav R.C. MYB transcription factor genes as regulators for plant responses: an overview // Physiol. Mol. Biol. Plants. 2013. V. 19. P. 307–321. https://doi.org/10.1007/s12298-013-0179-1Zhang X., Ivanova A., Vandepoele K., Radomiljac J., Van de Velde J., Berkowitz O., Willems P., Xu Y., Ng S., Van Aken O., Duncan O., Zhang B., Storme V., Chan K.X., Vaneechoutte D. et al. The transcription factor MYB29 is a regulator of ALTERNATIVE OXIDASE1a // Plant Physiol. 2017. V. 173. P. 1824–1843. https://doi.org/10.1104/pp.16.01494Jin H. Transcriptional repression by AtMYB4 controls production of UV-protecting sunscreens in Arabidopsis // EMBO J. 2000. V. 19. P. 6150–6161. https://doi.org/10.1093/emboj/19.22.6150Shams M., Pokora W., Khadivi A., Aksmann A. Superoxide dismutase in Arabidopsis and Chlamydomonas: diversity, localization, regulation, and role // Plant Soil. 2024. V. 53. P. 751–771. https://doi.org/10.1007/s11104-024-06618-6