Russian Journal of Bioorganic ChemistryRussian Journal of Bioorganic ChemistryБиоорганическая химия0132-34231998-2860The Russian Academy of Sciences68309510.31857/S0132342325010047LZVQOEArticlesСтатьиResearch ArticleComparison of methods for rapid determination of cholesterol concentration in human sperm membrane in clinical laboratory practiceСравнение методов определения концентрации холестерина в мембране сперматозоидов человека для экспресс-анализа в условиях клинической лабораторииMironovaA. G.МироноваА. Г.
Russian Federation
agm90@mail.ruAfanasyevaS. I.АфанасьеваС. И.
Russian Federation
agm90@mail.ruSybachinA. V.СыбачинА. В.
Russian Federation
agm90@mail.ruSpiridonovV. V.СпиридоновВ. В.
Russian Federation
agm90@mail.ruBolshakovM. A.БольшаковМ. А.
Russian Federation
agm90@mail.ruSimonenkoE. Yu.СимоненкоЕ. Ю.
Russian Federation
agm90@mail.ruHuman Reproduction Clinic “Altravita” (LLC “ECO CENTER”)Клиника репродукции человека “Альтравита” (ООО “ЭКО ЦЕНТР”)N.M. Emanuel Institute of Biochemical Physics, Russian Academy of SciencesИнститут биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАНLomonosov Moscow State University, Faculty of Physics, Department of BiophysicsМосковский государственный университет им. М.В. Ломоносова, физический факультет, кафедра биофизикиLomonosov Moscow State University, Faculty of Chemistry, Department of High Molecular CompoundsМосковский государственный университет им. М.В. Ломоносова, химический факультет, кафедра высокомолекулярных соединенийFSBI “Federal Research Center “Pushchino Scientific Center for Biological Research of the Russian Academy of Sciences”ФГБУН “Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований” РАН15022025511435005062025Copyright ©; 2025, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2025, Российская академия наук2025Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://journals.eco-vector.com/0132-3423/article/view/683095

This study proposes a rapid method for the determination of cholesterol in human sperm membranes suitable for use in the clinical laboratory. Four physicochemical methods for the quantitative measurement of cholesterol were selected for comparison: the enzymatic cholesterol assay, the Liberman–Burkhardt method, the infrared spectroscopy and the high-performance liquid chromatography. The following cholesterol concentrations were obtained: 1.0 ± 0.3, 1.32 ± 0.15, 5.1 ± 1.8, and 1.53 ± 0.18 nmol/106 cells, respectively. The following criteria of the applicability of the method were chosen: the amount of material to be analyzed, determined by the number of spermatozoa in the seminal fluid of a single ejaculate of a patient, the number of sample preparation steps that account for the systematic error of the analysis, and the total time of the analysis. The infrared spectroscopy method requires at least 20 mg of cellular sample, which is unrealizable for estimating cholesterol in sperm membranes of a single patient. The Liberman–Burkhardt and high-performance liquid chromatography methods require multi-step sample preparation and the use of aggressive volatile reagents. In turn, the enzymatic assay is optimal for the considered criteria, it allows rapid analysis of cholesterol in the sperm membrane of a single patient, and is suitable for use within the in vitro fertilization laboratory.

В результате сравнения четырех методов количественного анализа холестерина метод ферментативно-колориметрической детекции предложен в качестве метода экспресс-анализа холестерина в мембранах сперматозоидов человека в условиях клинической лаборатории. Для сравнения были выбраны четыре физико-химических метода определения концентрации холестерина: ферментативно-колориметрической детекции, Либeрмана–Бурхарда, инфракрасной спектроскопии и высокоэффективной жидкостной хроматографии. Были получены следующие усредненные по выборкам концентрации холестерина: 1.0 ± 0.3, 1.32 ± 0.15, 5.1 ± 1.8 и 1.53 ± 0.18 нмоль/106 клеток соответственно. Для оценки применимости метода были выбраны следующие критерии: количество материала для анализа, определяющееся количеством сперматозоидов в семенной жидкости единичного эякулята пациента или донора, количество этапов пробоподготовки, обусловливающее систематическую ошибку анализа, а также общее время анализа. Установлено, что метод инфракрасной спектроскопии требует использования не менее 20 мг клеточного образца, что нереализуемо для оценки холестерина в мембранах сперматозоидов у отдельно взятого пациента или донора. Методы Либeрмана–Бурхарда и высокоэффективной жидкостной хроматографии требуют многоэтапной пробоподготовки и использования агрессивных летучих реактивов. В свою очередь, метод ферментативно-колориметрической детекции оптимален для рассмотренных критериев, позволяет проводить экспресс-анализ холестерина у отдельно взятого пациента или донора и подходит для использования в пределах лаборатории экстракорпорального оплодотворения.

cholesterolspermmembranechromatographyinfrared spertroscopyLieberman–Burkhard reactionхолестеринсперматозоидмембранахроматографияИК-спектроскопияреакция Либермана–БурхардаПроекта 23-Ш01-15 междисциплинарной научно-образовательной школы МГУ им. М.В. Ломоносова “Фундаментальные и прикладные исследования космоса”Project 23-Ш01-15 of the interdisciplinary scientific and educational school of Moscow State University named after M.V. Lomonosov “Fundamental and Applied Space Research”Marquardt D., Kučerka N., Wassall S.R., Harroun T.A., Katsaras J. // Chem. Phys. Lipids. 2016. V. 199. P. 17–25. https://doi.org/10.1016/j.chemphyslip.2016.04.001Subczynski W.K., Pasenkiewicz-Gierula M., Widomska J., Mainali L., Raguz M. // Cell Biochem. Biophys. 2017. V. 75. P. 369–385. https://doi.org/10.1007/s12013-017-0792-7Leonard A., Escrive C., Laguerre M., Pebay-Peyroula E., Neri W., Pott T., Katsaras J., Dufourc E.J. // Langmuir. 2001. V. 17. P. 2019–2030. https://doi.org/10.1021/la001382pKessel A., Ben-Tal N., May S. // Biophys. J. 2001. V. 81. P. 643–658. https://doi.org/10.1016/s0006-3495(01)75729-3Harroun T.A., Katsaras J., Wassall S.R. // Biochemistry. 2006. V. 45. P. 1227–1233. https://doi.org/10.1021/bi0520840Harroun T.A., Katsaras J., Wassall S.R. // Biochemistry. 2008. V. 47. P. 7090–7096. https://doi.org/10.1021/bi800123bArmstrong C.L., Marquardt D., Dies H., Kučerka N., Yamani Z., Harroun T.A., Katsaras J., Shi A.C., Rheinstädter M.C. // PLoS One. 2013. V. 8. P. e66162. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0066162Armstrong C.L., Häussler W., Seydel T., Katsaras J., Rheinstädter M.C. // Soft Matter. 2014. V. 10. P. 2600–2611. https://doi.org/10.1039/c3sm51757hArmstrong C.L., Barrett M.A., Hiess A., Salditt T., Katsaras J., Shi A.C., Rheinstädter M.C. // Eur. Biophys. J. 2012. V. 41. P. 901–913. https://doi.org/10.1007/s00249-012-0826-4Kucerka N., Perlmutter J.D., Pan J., Tristram-Nagle S., Katsaras J., Sachs J.N. // Biophys. J. 2008. V. 95. P. 2792−2805. https://doi.org/10.1529/biophysj.107.122465Keller F., Heuer A. // Soft Matter. 2021. V. 17. P. 6098− 6108. https://doi.org/10.1039/d1sm00459jLeftin A., Molugu T.R., Job C., Beyer K., Brown M.F. // Biophys. J. 2014. V. 107. P. 2274−2286. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2014.07.044Rog T., Pasenkiewicz-Gierula M. // FEBS Lett. 2001. V. 502. P. 68–71. https://doi.org/10.1016/s0014-5793(01)02668-0Dahley C., Garessus E.D.G., Ebert A., Goss K.U. // Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 2022. V. 1864. P. 183953. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2022.183953Khatibzadeh N., Gupta S., Farrell B., Brownell W.E., Anvari B. // Soft Matter. 2012. V. 8. P. 8350−8360. https://doi.org/10.1039/c2sm25263eYeagle P.L. // Biochimie. 1991. V. 73. P. 1303–1310. https://doi.org/10.1016/0300-9084(91)90093-gJafurulla M., Chattopadhyay A. // Methods Mol. Biol. 2017. V. 1583. P. 21–39. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-6875-6_3Grouleff J., Irudayam S.J., Skeby K.K., Schiøtt B. // Biochim. Biophys. Acta. 2015. V. 1848. P. 1783–1795. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.03.029Epand R.M. // In: The Structure of Biological Membrane / Ed. Yeagle P.L. CRC Press, Boca Raton, 2005. P. 499–509.Reichow S.L., Gonen T. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2009. V. 19. P. 560–565. https://doi.org/10.1016/j.sbi.2009.07.012Tong J., Briggs M.M., McIntosh T.J. // Biophys. J. 2012. V. 103. P. 1899–1908. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2012.09.025Tong J., Canty J.T., Briggs M.M., McIntosh T.J. // Exp. Eye Res. 2013. V. 113. P. 32–40. https://doi.org/10.1016/j.exer.2013.04.022Fantini J., Epand R.M., Barrantes F.J. // Adv. Exp. Med. Biol. 2019. V. 1135. P. 3–25. https://doi.org/10.1007/978-3-030-14265-0_1Fantini J., Di Scala C., Baier C.J., Barrantes F.J. // Chem. Phys. Lipids. 2016. V. 199. P. 52–60. https://doi.org/10.1016/j.chemphyslip.2016.02.009Hedger G., Koldsø H., Chavent M., Siebold C., Rohatgi R., Sansom M.S.P. // Structure. 2019. V. 27. P. 549–559.e2. https://doi.org/10.1016/j.str.2018.11.003George K.S., Wu S. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 2012. V. 259. P. 311–319. https://doi.org/10.1016/j.taap.2012.01.007Phillips M.C. // J Biol Chem. 2014. V. 289. P. 24020– 24029. https://doi.org/10.1074/jbc.r114.583658Yancey P.G., Bortnick A.E., Kellner-Weibel G., de la LleraMoya M., Phillips M.C., Rothblat G.H. // Arterioscler. Thromb Vasc. Biol. 2003. V. 23. P. 712–719. https://doi.org/10.1161/01.atv.0000057572.97137.ddRosenson R.S., Brewer H.B., Jr., Davidson W.S., Fayad Z.A., Fuster V., Goldstein J., Hellerstein M., Jiang X.C., Phillips M.C., Rader D.J., Remaley A.T., Rothblat G.H., Tall A.R., Yvan-Charvet L. // Circulation. 2012. V. 125. P. 1905–1919. https://doi.org/10.1161/circulationaha.111.066589Low H., Hoang A., Sviridov D. // J. Vis. Exp. 2012. V. 61. P. e3810. https://doi.org/10.3791/3810Sugkraroek P., Kates M., Leader A., Tanphaichitr N. // Fertil. Steril. 1991. V. 55. P. 820–827.Force A., Grizard G., Giraud M.N., Motta C., Sion B., Boucher D. // Int. J. Androl. 2001. V. 24. P. 327–334. https://doi.org/10.1046/j.1365-2605.2001.00309.xFolch J., Lees M., Sloane-Stanely G.M. // J. Biol. Chem. 1957. V. 226. P. 497–509.