Results of a comparative valuation of the efficiency of using the plasmid construct pBud-VEGF165-FGF2 in models of autograft of the sciatic nerve defect and tubulation with the NeuraGen® collagen tube



Cite item

Full Text

Abstract

Traumatic injuries of peripheral nerves lead to profound disability in patients with partial or total loss of limb function. There remains the question about the use of technologies for detecting defects of the peripheral nerve with concurrent of its regeneration. In the study it has been investigated the effect of the gene-therapeutic plasmid construct pBud-VEGF165-FGF2 with various methods of overcoming 5 mm diastasis of the sciatic nerve: nerve autograft and tubulation with the NeuraGen® tube. In the study groups, assessment of sciatic nerve regeneration was based on functional and morphometric parameters. Direct injection of plasmid pBud-VEGF165-FGF2 stimulates regeneration and restoration of motor function in both groups, but with different efficacy. Comparative analysis of nerve defect replacement in combination with direct gene therapy showed the most effective approach with autologous insertion replacement by comparison to the NeuraGen. Thus, on the basis of the obtained data, we can assert that nerve autograft of the peripheral nerve remains the "gold standard” and provides the best hope of research in combination with the use of various regeneration stimulants.

Full Text

Введение Основной целью реконструктивной хирургии конечностей является восстановление утраченной функции в минимально возможные сроки с максимальной эффективностью, а ключевыми задачами - минимизация неудачных исходов лечения и осложнений. Именно поэтому научные группы во всем мире ежегодно проводят значительное количество исследований, направленных на достижение оптимальных условий восстановления чувствительной и двигательной функции конечностей [1]. В клинической практике при невозможности соединения концов нерва без натяжения применяют два способа: соединение нервных проводников с помощью фрагмента аутологичного нерва или полых кондуитов из различных биодеградируемых материалов, обеспечивающих направленный рост аксонов к периферическому отрезку нерва. Аутонервная вставка является «золотым стандартом» замещения дефекта периферического нерва и ее наиболее часто применяют при наличии непреодолимого диастаза между концами поврежденного нерва [2-4]. В основе метода лежит использование фрагмента нерва с донорского участка, для сопоставления дистального и проксимального отрезков поврежденного нерва. Например, в клинической практике, для замещения поврежденного нерва верхней конечности (срединного, локтевого или лучевого) используют икроножный нерв или межре-берные нервы. Данная методика снижает вероятность иммунологического отторжения, однако повреждение донорского участка ограничивает ее применение [5, 6]. Использование полых кондуитов снижает количество посттравматических невром [7], что положительно сказывается на восстановлении чувствительной функции конечностей, они действуют как иммуногенно-инертные каркасы, обеспечивающие адекватный рост аксонов [8]. При замещении дефекта нерва, функциональное восстановление зачастую проходит с осложнениями в виде недостаточной васкуляризации и ограниченной возможности прорастания аксонов с формированием внутри-ствольных невром [9, 10], что вынуждает исследователей Гены & Клетки, том XV, № 4, 2020 62 ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ заниматься поиском методов стимуляции регенерации, способных эффективно работать в условиях преодоления двух линий швов. Перспективными стимуляторами восстановления структуры нерва и васкуляризации принято считать экзогенные факторы роста [11, 12]. К наиболее исследованным и часто упоминаемым ангиогенным факторам относятся фактор роста эндотелия сосудов (VEGF) и фактор роста фибробластов (FGF), которые синтезируются нативными эндотелиальными клетками и фибробластами [13-15]. Данные факторы, успешно применяют с целью стимуляции посттравматиче-ской регенерации ЦНС и ПНС [16-21]. Однако их роль при комбинированном использовании в составе плазмидной конструкции pBud-VEGF165-FGF2 остается не до конца изученной. Стратегия метода заключается в доставке терапевтических генов к клеткам-мишеням, что приводит к биосинтезу белковых молекул, стимуляторов регенерации в области травматического повреждения [22, 23]. Цель работы: оценка эффективности применения плазмидной конструкции pBud-VEGF165-FGF2 при замещении 5 мм диастаза седалищного нерва крысы методом аутонервной вставки или тубуляции трубкой NeuraGen®. Материал и методы Дизайн эксперимента Оценку эффективности применения плазмидной конструкции pBud-VEGF165-FGF2 выполняли в модельных экспериментах на крысах, используя два способа замещения диастаза: аутонервную вставку и тубуляцию био-деградируемой трубкой NeuraGen® (NG, Integra, США). Эксперименты проводили на белых крысах породы Wistar (n=45) в возрасте 4-6 мес., массой 200300 г (GMBH «Питомник РАМТН», Москва, Россия). Все животные были акклиматизированы за 2 недели до начала эксперимента. Животных содержали в стандартных условиях вивария в режиме день/ночь (12/12) со свободным доступом к корму и воде и использовали для экспериментальных процедур в соответствии с правилами, принятыми Казанским федеральным университетом и утвержденными локальным этическим комитетом (разрешение № 5 от 27 мая 2014 г.). Крыс глубоко анестезировали внутрибрюшинной инъекцией хлоралгидрата (AppliChem, Германия) в стерильной воде для инъекций в дозе 400 мг/кг, выполняли хирургический доступ к левому седалищному нерву и формировали диастаз длиной 5 мм путем пересечения нерва двумя параллельными разрезами. Экспериментальные животные были разделены на две группы: группа «тубуляция» (группа NG, n=20) и группа «аутонервная вставка» (группа AB, n=20). Для замещения дефекта нерва в группе «тубуляция» использовали трубку NG длиной 7 мм и внутренним диаметром 2,2 мм: дистальную и проксимальную части нерва погружали в трубку на глубину 1 мм с каждой стороны и подшивали к трубке без натяжения нитью Prolene 9,0 (Ethicon, США) отдельными узловыми эпиневральными швами для создания кондуита нерва. Трубку перед трансплантацией пропитывали 0,9% стерильным раствором NaCl согласно рекомендациям фирмы-производителя. В группе с замещением дефекта нерва с помощью нервного аутотрансплантата вставку производили по методике, описанной нами ранее [24, 25], путем немедленного замещения дефекта нерва иссеченным фрагментом. Для оценки терапевтических свойств плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 животные каждой из групп были разделены на 2 подгруппы: животным опытных подгрупп сразу после замещения дефекта путем тубуляции коллаге-новой трубкой NG или аутонервной вставки, в дистальный и проксимальный отрезки нерва вводили плазмиду pBud-VEGF165-FGF2 (NG VF, n=10; AB VF, n=10), животным контрольных подгрупп в тех же условиях вводили 0,9% раствор NaCl (NG, n=10; AB, n=10). Раствор, содержащий плазмиду pBud-VEGF165-FGF2 или NaCl, вводили строго перпендикулярно стволу нерва в объеме 30 мкл на 1 крысу в 2 точки (по 15 мкл в каждую) на расстоянии 1 мм от дистальной и проксимальной линий шва. Количество вводимой плазмиды составляло 30 мкг на 1 животное. Послеоперационную рану зашивали послойно. Животных наблюдали в течение 60 сут. после операции и выводили из эксперимента внутрибрюшинным введением летальной дозы хлоралгидрата. Эффективность регенерации оценивали через 30 и 60 сут. после травмы по показателям васкуляризации дистального отрезка нерва, восстановлению двигательной функции конечности (SFI) и по количеству миелиновых волокон в дистальном отрезке нерва. Результаты, полученные в экспериментальных группах животных, сравнивали с результатами, полученными в группе животных, которым осуществляли доступ к седалищному нерву без нарушения его целостности (Норма, n=5). Кодон оптимизированные рекомбинантные конструкции В работе была использована модифицированная двухкассетная плазмидная конструкция pBud-VEGF165-FGF2, созданная ранее на базе коммерчески доступной плазмиды pBudCE4,1 (4595 п. н., Catalog # V532-20, Invitrogen, США) [26]. Конструкция позволяет одновременно и независимо экспрессировать кодон оптимизированные последовательности сосудистого эндотелиального фактора роста человека (VeGf, изоформа 165) и основного фактора роста фибробластов человека (FGF2). В рекомбинантной конструкции последовательность гена устойчивости к зеоцину и его промотор заменены на последовательность гена устойчивости к канамицину, удалены последовательности тэгов V5-His и myc-His. Оптимизация кодонного состава генов VEGF165 и FGF2 была проведена с использованием алгоритмов OptimumGene. Синтез нуклеотидных последовательностей кДНК генов VEGF165 и FGF2 и наработка рекомбинантных конструкций была выполнена компанией GenScript (США). Функциональный индекс седалищного нерва Восстановление двигательной функции конечности оценивали с помощью функционального индекса седалищного нерва (SFI) через 7, 14, 21, 28, 35, 44, 52 и 60 сут. после операции по методу L. de Medinaceli с соавт. (1984) [27] с нашими модификациями [28]. В основе метода лежит измерение отпечатков задних лап поврежденной и здоровой конечностей, оставляемых животными при прохождении беговой дорожки. Анализировали следующие параметры: длина шага, длина от пятки до 3 пальца, ширина между вторым и четвёртым пальцами, ширина между первым и пятым пальцами. Васкуляризация Восстановление кровотока в дистальном отрезке седалищного нерва оценивали через 30 и 60 сут. после операции с использованием лазерного допплера EasyLDI (Aimago, Швейцария) в режиме реального времени Гены & Клетки, том XV, № 4, 2020 ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ 63 по методике, описанной ранее [28]. Лазерный луч аппарата направляли на дистальный фрагмент седалищного нерва для определения потока крови в микроциркуля-торном русле. Параметры измеряли в абсолютных единицах перфузии (APU) в соответствии с инструкциями фирмы-производителя. Количество миелиновых волокон Количество миелиновых волокон в дистальном отрезке нерва оценивали на сроках 30 и 60 сут. после травмы: участки нерва длиной 2 мм на расстоянии 5 мм от дистальной линии шва фиксировали в 2,5% глутаральдегиде (SigmaAldrich, США) в 1 М фосфатном буфере в течение 12 ч., далее образцы фиксировали в 1% тетроксиде осмия в течение 1 ч. (SigmaAldrich, США), дегидратировали в этаноле до 96% (3 смены по 30 мин.), последовательно выдерживали в ацетоне, а затем в пропиленоксиде по 15 мин., и заливали в смолу Epon 812 (SigmaAldrich, США). После полимеризации при 37 °С, 45 °С и 60 °С образцы нарезали на полутонкие (до 2 мкм) срезы с использованием ультрамикротома (LeicaUC7, Германия). Срезы монтировали на предметных стеклах, докрашивали толуиди-новым синим и микроскопировали в приборе PrimoStar (CarlZeiss, Германия) с погружением в иммерсионное масло по методике, описанной ранее [28]. Статистический анализ Статистическую обработку полученных данных выполняли с использованием одностороннего дисперсионного анализа (ANOVA). Значение менее 0,05 считали статистически значимым (р<0,05). Результаты Восстановление двигательной функции В экспериментах с замещением дефекта нерва с помощью трубки NG статистически значимые показатели SFI были зарегистрированы, начиная с 35 сут. тестирования в группе со стимуляцией регенерации плазмидой pBud-VEGF165-FGF2 (рис. 1А1). В экспериментах с замещением дефекта нерва с помощью аутонервной вставки статистически значимые показатели SFI были обнаружены в группе со стимуляцией регенерации плазмидой pBud-VEGF165-FGF2 уже на 21 сут. после травмы (рис. 1А2). Статистически значимые показатели двигательного теста в группе с замещением дефекта нерва с помощью аутонервной вставки при введении плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 значительно превышали показатели других групп (рис. 1А3). При сравнительном анализе эффективности регенерации седалищного нерва в группах с аутонервной вставкой и с тубуляцией было показано положительное влияние плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 на посттравматическое восстановление двигательной функции (рис. 1А3). Васкуляризация дистального отрезка Оценка васкуляризации дистального фрагмента нерва в группах с инъекцией плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 выявила значительное повышение показателей перфузии, как в группах с тубуляцией седалищного нерва, так и в группах с замещением дефекта нерва с помощью аутонервной вставки по сравнению с контрольными группами. Гиперваскуляризация сохранялась в течение 60 сут. после введения плазмиды (рис. 1 Б). В группе с тубуляций седалищного нерва показатели васкуляри-зации на 30 и 60 сут. после травмы не превышали показателей группы Норма. В группе NG VF показатели васку-ляризации через 30 и 60 сут. были значительно выше, чем в группах NG и Норма. Аналогичная ситуация была обнаружена в группе с аутонервной вставкой: в группе с введением плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 (группа AВ VF) показатели васкуляризации через 30 и 60 сут. также превышали значения групп AВ и Норма (рис. 1Б). Количество миелиновых волокон Через 30 сут. после тубуляции или аутонервной вставки седалищного нерва, количество миелиновых волокон в дистальном отрезке нерва было существенно меньше по сравнению с группой Норма. К 60 сут. данный показатель увеличивался, однако, не достигал показателей группы Норма ни в одной из исследуемых групп. В экспериментах с тубуляцией седалищного нерва количество миелиновых волокон в группе NG VF на сроках 30 и 60 сут. после травмы не отличалось от показателей группы NG. В группах с аутонервной вставкой через 30 сут. после травмы, количество миелиновых волокон в группе AB также не отличалось от показателей группы AB VF, но через 60 сут. после травмы в группе с введением плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 количество миелиновых волокон превышало показатели группы АВ. При подсчете количества миелиновых волокон в дистальных фрагментах седалищного нерва на сроке 30 сут. в группе NG VF было обнаружено большое количество дегенериро-ванных волокон, тогда как в группе AВ VF было выявлено большое количество новых волокон с тонкой миелиновой оболочкой и большое количество кровеносных сосудов (рис. 1Г2, 4). Обсуждение Главная цель любого подхода к стимуляции регенерации поврежденных периферических нервов - создание наиболее благоприятной среды для регенерации аксонов для восстановления утраченных функций [29]. Мы исследовали терапевтические свойства генно-терапевтической плазмиды pBud-VEGF165-FGF2, включающей комбинацию терапевтических генов VEGF165 и FGF2, одновременно и независимо экспрессирующих два рекомбинантных гена, на моделях аутологичного замещения дефекта нерва или тканеинженерного замещения дефекта нерва биодеградируемой трубкой NG. Полученные нами результаты генной терапии дают основание полагать, что при введении генно-терапевтической плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 в область травматического повреждения седалищного нерва доставленные белковые молекулы оказывают необходимый терапевтический эффект в острый период травматического процесса. При изучении процессов восстановления двигательной функции с помощью стимуляции регенерации плазмидой pBud-VEGF165-FGF2 в группе с аутонервной вставкой были выявлены статистически значимые различия показателей функционального индекса седалищного нерва на протяжении всего эксперимента, а в группах с тубуляцией седалищного нерва крысы, начиная с 35 сут. исследования. При оценке количества миелиновых волокон можно предположить, что в случае с аутонервной вставкой аксоны преодолевают свой путь быстрее и легче, чем при использовании коллагеновой трубки NG, а введение генно-терапевтической плазмиды pBud-VEGF165-FGF2 стимулирует Гены & Клетки, том XV, № 4, 2020 64 ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ A 1 3 0 7 14 21 28 35 42 56 0 7 14 21 28 35 42 56 Дни после травмы 0 7 14 21 28 35 42 56 I S ч CD CD 40 30 Ч 20 -& 10 Г 1 Норма NG NG VF AB AB VF 2 7000 5000 § 3000 1000 с о Норма NG NG VF AB AB VF Норма NG NG VF AB AB VF 4 2 Б В х X 3 Рис. 1. Результаты посттравматического восстановления седалищного нерва крысы в группах с тубуляцией и аутонервной вставкой при регенерации в естественных условиях и при стимуляции геннотерапевтической плазмидой pBud-VEGF165-FGF2: А - показатели восстановления двигательной функции. По оси абсцисс - срок после операции (сут.), по оси ординат - значения SFI; А1 - тубуляция трубкой NeuraGen; А2- аутонервная вставка.*р<0,05 при сравнении внутри групп (NG и NG VF) и (AI3 и AI3 VF); А3 **p<0,05 при сравнении групп AI3 VF и NG VF; ***p<0,05 при сравнении групп АВ VF и AB Б - показатели кровотока в периферическом отрезке нерва. По оси ординат - значения микроциркуляции в абсолютных единицах перфузии (apu).**p<0,05 при сравнении групп NG VF и NG; В - количество миелиновых волокон. По оси ординат - количество волокон.*р<0,05 при сравнении внутри групп, для Б и В - синие столбики - 30 сут., красные столбики - 60 сут. после травмы; Г - миелиновые волокна седалищного нерва крысы через 30 (1, 3) и 60 (2, 4) сут. после тубуляции (2, 3) и аутонервной вставки (3, 4). Полутонкие поперечные срезы. Окраска осмием, докраска толуидиновым синим. Масштабный отрезок - 100 мкм. регенерацию аксонов и положительно сказывается на восстановлении двигательной функции. Вне зависимости от выбранного способа реконструкции, регенерация нерва представляет собой строгую последовательность морфологических и молекулярных событий в месте травмы, а также в дистальном и проксимальном направлениях [30] и требует четко организованного восстановления нервных связей [31] и реваску-ляризации [32]. Васкуляризация периферического нерва играет одну из ключевых ролей в успехе его регенерации. Являясь транспортной системой доставки, в первую очередь кислорода, кровоснабжающие поврежденный нерв сосуды обеспечивают возможность восстановления целостности нервной ткани, а применение прямой генной терапии стимулирует рост кровеносных сосудов к нерву после его реконструкции. Развивающийся вследствие повреждения нерва фиброз препятствует качественной регенерации нерва, в то время как влияние микроокружения является важным условием успешной регенерации [33, 34]. FGF Гены & Клетки, том XV, № 4, 2020 ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ 65 и их рецепторы регулируют миграцию, пролиферацию, дифференцировку, выживаемость и метаболическую активность клеток, оказывая положительное влияние на посттравматическую регенерацию нервной ткани и способствуя последующей миелинизации аксонов [35]. Миелинизация нервных волокон, наряду с другими процессами, играет основополагающую роль в посттравматиче-ском восстановлении, от которой напрямую зависит успех регенерации периферического нерва [36]. Сравнительный анализ количества миелиновых волокон в группах тубуля-ции и аутонервной пластики седалищного нерва выявил более высокую миелинизацию во второй группе. Обобщив полученные результаты можно заключить, что замещение дефекта нерва аутонервной вставкой более эффективно по сравнению с методом замещения дефекта нерва трубкой NG, при одинаковых исходных условиях.
×

About the authors

R. F Masgutov

Kazan (Volga region) Federal University; Republican Clinical Hospital, Kazan

G. A Masgutova

Kazan (Volga region) Federal University

L. R Mukhametova

Kazan (Volga region) Federal University

K. F Idrisova

Kazan (Volga region) Federal University

A. F Mullakhmetova

Kazan (Volga region) Federal University

V. Y Syromiatnikova

Kazan (Volga region) Federal University

A. A Bogov

Republican Clinical Hospital, Kazan

I. I Salafutdinov

Kazan (Volga region) Federal University

S. S Arkhipova

Kazan (Volga region) Federal University

R. Z Salikhov

Republican Clinical Hospital, Kazan

A. A Rizvanov

Kazan (Volga region) Federal University

References

  1. Roberto S.M., Bastos D., Mario G.S. et al. Traumatic injuries of peripheral nerves: a review with emphasis on surgical indication. Arq. Neuropsiquiatr. 2013; 71(10): 811-4.
  2. Patel N.P., Lyon K.A., Huang J.H. An update-tissue engineered nerve grafts for the repair of peripheral nerve injuries. Neural Regeneration Research 2018; 13(5): 764-74.
  3. Bryan J.P., Gordon T., Joseph R.L. et al. Biomedical Engineering Strategies for Peripheral Nerve Repair: Surgical Applications, State of the Art, and Future Challenges. Biomedical Engineering 2011; 39(2): 81-124.
  4. Siemionow M., Brzezicki G. Current techniques and concepts in peripheral nerve repair. Int. Rev. Neurobiol. 2009; 87: 141-72.
  5. Isaacs J. Treatment of acute peripheral nerve injuries: current concepts. Journal of Hand Surgery 2010; 35: 491-7.
  6. Moskow J., Ferrigno B., Mistry N. et al. Review: Bioengineering approach for the repair and regeneration of peripheral nerve. Bioactive Materials 2018; 4(1): 107-13.
  7. Yixia Y., Binbin L., Qiongjiao Y. et al. Promotion of peripheral nerve regeneration and prevention of neuroma formation by PRGD/PDLLA/pTCP conduit: report of two cases. Regenerative Biomaterials 2015; 2(2): 119-24.
  8. Wilson Z., Ray M.D., Susan E. et al. Management of nerve gaps: Autografts, allografts, nervetransfers, and end-to-side neurorrhaphy. Experimental Neurology 2010; 223(1): 77-85.
  9. Bozkurt A., van Neerven S.G., Claeys K.G. et al. The proximal medial sural nerve biopsy model: a standardised and reproducible baseline clinical model for the translational evaluation of bioengineered nerve guides. BioMed Research International 2014; 2014: 121452.
  10. Haroon K., Taher T., Alam S. et al. Nerve Anastomosis-our Experience of Thirteen Cases. Bangladesh Journal of Neurosurgery 2019; 9(1): 33-8.
  11. Boyd J.G., Gordon T. Neurotrophic factors and their receptors in axonal regeneration and functional recovery after peripheral nerve injury. Molecular Neurobiology 2003; 27(3): 277-323.
  12. Terenghi G., Hart A., Wiberg M.J. The nerve injury and the dying neurons: diagnosis and prevention. Journal of Hand Surgery 2011; 36(9): 730-4.
  13. Spanholtz J., Preijers F., Tordoir M. et al. Clinical-Grade Generation of Active NK Cells from Cord Blood Hematopoietic Progenitor Cells for Immunotherapy Using a Closed-System Culture Process. PLoS ONE 2011; 6(6): e20740.
  14. Xia B., Lv Y. Dual-delivery of VEGF and NGF by emulsion electros-punna no fibrous scaffold for peripheral nerve regeneration. Mater. Sci. Eng. 2018; 82: 253-64.
  15. Matthias D., Hans G.M., Carsten T. VEGF Signaling Regulates Cofilin and the Arp2/3-complex within the Axonal Growth Cone. Curr. Neurovasc. Res. 2015; 12(3): 293-307.
  16. Grothe C., Haastert K., Jungnickel J. Physiological function and putative therapeutic impact of the FGF-2 system in peripheral nerve regeneration - lessons from in vivo studies in mice and rats. Brain Res. Rev. 2006; 51: 293-9.
  17. Giannaccini M., Calatayud M.P., Poggetti A. et al. Magnetic nanoparticles for efficient delivery of growth factors: stimulation of peripheral nerve regeneration. Adv. Healthc. Mater. 2017; 6(7).
  18. Muratori L., Gnavi S., Fregnan F. et al. Evaluation of Vascular Endothelial Growth Factor (VEGF) and its family member expression after peripheral nerve regeneration and denervation. Anat. Rec. 2018; 301: 1646-56.
  19. Zor F., Deveci M., Kilic A. et al. Effect of VEGF gene therapy and hyaluronic acid film sheath on peripheral nerve regeneration. Microsurgery 2014; 34: 209-16.
  20. Guaiquil V.H., Pan Z., Karagianni N. et al. VEGF-B selectively regenerates injured peripheral neurons and restores sensory and trophic functions. PNAS USA 2014; 111: 17272-7.
  21. Hobson M.I., Green C.J., Terenghi G. VEGF enhances intraneural angiogenesis and improves nerve regeneration after axotomy. J. Anat. 2000; 197: 591-605.
  22. Stilhano R.S., Martins L., Ingham S. et al. Gene and cell therapy for muscle regeneration. Curr. Rev. Musculoskelet. Med. 2015; 8(2): 182-7.
  23. Hoyng S.A., de Winter F., Tannemaat M.R. et al. Gene therapy and peripheral nerve repair: a perspective. Front. Mol. Neurosci. 2015; 8: 32.
  24. Masgutov R.F., Masgutova G.A., Zhuravleva M.N. et al. Human adipose-derived stem cells stimulate neuroregeneration. Clinical and Experimental Medicine 2016; 16(3): 451-61.
  25. Masgutov R., Masgutova G., Mullakhmetova A. et al. Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells Applied in Fibrin Glue Stimulate Peripheral Nerve Regeneration. Front. Med. (Lausanne) 2019; 6: 68.
  26. Solovyeva V.V., Salafutdinov 1.1., Tazetdinova L.G. et al. Genetic Modification of Adipose Derived Stem Cells with Recombinant Plasmid DNA pBud-VEGF-FGF2 Results in Increased of IL-8 and MCP-1 Secretion. Journal Of Pure & Applied Microbiology 2014; 8: 523-8.
  27. de Medinaceli L., DeRenzo E., Wyatt R.J. Rat sciatic functional index data management system with digitized input. Computers and Biomedical Research 1984; 17: 92-185.
  28. Masgutov R., Masgutova G., Mukhametova L. et al. Allogenic Adipose Derived Stem Cells Transplantation Improved Sciatic Nerve Regeneration in Rats: Autologous Nerve Graft Model. Front. Pharmacol. 2018; 9: 86.
  29. Hussain G., Wang J., Rasul A. et al. Current Status of Therapeutic Approaches against Peripheral Nerve Injuries: A Detailed Story from Injury to Recovery. Int. J. Biol. Sci. 2020; 16(1): 116-34.
  30. Fathi S.S., Zaminy A. Stem cell therapy for nerve injury. World J. Stem Cells 2017; 9(9): 144-51.
  31. Jiang B.G., Han N., Rao F. et al. Advance of Peripheral Nerve Injury Repair and Reconstruction. Chin. Med. J. (Engl) 2017; 130(24): 2996-8.
  32. Caillaud M., Richard L., Vallat J.M. et al. Peripheral nerve regeneration and intraneural revascularization. Neural. Regen. Res. 2019; 14(1): 24-33.
  33. Chen S., Chen Z., Dai H. et al. Repair, protection and regeneration of peripheral nerve injury. Neural. Regen. Res. 2015; 10(11): 1777-98.
  34. Fukui K. Reactive oxygen species induce neurite degeneration before induction of cell death. Journal of clinical biochemistry and nutrition 2016; 59(3): 155-9.
  35. Wang Z.G., Wang Y., Huang, Y. et al. bFGF regulates autophagy and ubiquitinated protein accumulation induced by myocardial ischemia/reperfusion via the activation of the PI3K/Akt/mTOR pathway. Scientific reports 2015; 5(1): 1-12.
  36. Menorca R.M., Fussell T.S., Elfar J.C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. Hand Clin. 2013; 29(3): 317-30.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2020 Eco-Vector


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: