PHENOLIC COMPOUNDS AND OXIDOREDUCTASES ACTIVITY IN MEDICINAL PLANTS (REVIEW)

Full Text

Одним из перспективных источников фитопрепаратов являются лекарственные растения, содержащие фенольные соединения, которые вследствие широкого распространения в растениях и структурного разнообразия в настоящее время находятся в центре внимания исследователей в области фармации и медицины [10]. К важнейшим неферментным антиоксидантам относят флавоноиды - группу вторичных соединений фенольной природы. Они способны к быстрому восстановлению наиболее биологически опасных форм свободных радикалов, могут подавлять образование активных форм кислорода через ингибирование окислительно-восстановительных ферментов (монооксигеназы, циклооксигеназы, липоксигеназы, ксантиноксидазы), а также хелатировать ионы металлов с переменной валентностью. Флавоноиды оказывают влияние на баланс всех окислительно-восстановительных процессов в клетках, поскольку препятствуют окислению аскорбиновой кислоты [15]. Известно, что малат играет существенную роль в поддержании внутренних физиологических условий растительных клеток. Двойной путь утилизации малата с помощью малатдегидрогеназ (МДГ) и малик-энзимов позволяет организму уменьшить зависимость от гликолиза при синтезе энергии и углеродных скелетов. Растительная МДГ (малатдегидрогеназная система) представляет собой динамическое равновесие белков, способное четко реагировать на физиологическое состояние и потребности растительного организма, а также на изменение окружающей среды. Малатдегидрогеназный комплекс представлен четырьмя дегидрогеназами, две из которых обладают оксидоредуктазной активностью, а две другие - декарбоксилирующие МДГ. Благодаря работе данной ферментной системы, осуществляется стыковка и сопряжение отдельных метаболических процессов в клетках. Наиболее изученным ферментом МДГ-комплекса является НАД+-зависимая оксидоредуктазная МДГ (К.Ф. 1.1.1.37), катализирующая превращение малата в оксалоацетат в цикле Кребса. Кроме того, данная МДГ отвечает за синтез малата и оксалоацетата. Результаты исследований свидетельствуют об индукции цикла трикарбоновых кислот хлоридом натрия в клетках мезофилла и обкладки кукурузы. Обнаруженные отличия в функционировании малатдегидрогеназной системы мезофилла и обкладки листьев кукурузы при засолении заключается в том, что активность ферментов изучаемого комплекса в обкладке подвержена минимальным изменениям по сравнению с мезофиллом. На основании полученных данных обсуждается роль МДГ - ферментной системы в механизмах адаптивной реакции различных тканей кукурузы к засолению [21]. В лекарственных растениях семейств сложноцветных (в одуванчике лекарственном, ромашке аптечной, тысячелистнике обыкновенном, календуле лекарственной, бессмертнике песчаном), губоцветных (в тимьяне, душице обыкновенной, монарде дудчатой) выявлены две молекулярные формы фермента МДГ - МДГ-1 и МДГ-3. Динамика активности молекулярных форм в сырье вышеуказанных растений в условиях повышенной влажности носит индивидуальный характер [17, 18]. Изучена МДГ у 28 видов растений, среди которых амарант (AmaranthusL.), эвкалипт (EucalyptusL’Herit.), кукуруза (Zeamays) и др. Полученные данные используются для описания и характеристики различных процессов и свидетельствуют о высокой эффективности данного фермента как генетического и физиологического маркера. Ферменты со всей совокупностью изоферментных систем и их белковых кофакторов представляют собой важнейшую область биологического и генетического маркирования организма с большим числом его теоретических и практических аспектов [19]. Получены гомогенные препараты изоформ НАД+-зависимой МДГ из двух видов растений: клещевины (Ricinuscommunis)и кукурузы (Zeamays). Выделена МДГ из глиоксисом, митохондрий и этиопластов эндосперма клещевины. Из щитка кукурузы получена цитоплазматическая МДГ. Разработан способ длительного хранения препаратов МДГ в среде, содержащей 25% глицерина или 1М сахарозы. Установлено, что функциональные единицы НАД+-зависимой МДГ являются молекулярными формами с димерной и тетрамерной структурой. Димеры имеют молекулярные массы от 65 до 85 кДа. Этиопластная МДГ представляет собой тетрамер (115 кДа). МДГ из цитоплазмы (кукурузы), глиоксисом и этиопластов (клещевины) имеют изологическую структуру и состоят из идентичных субъединиц с молекулярной массой от 30 до 36 кДа. Митохондриальная МДГ является гетерологическим димером, состоящим из двух неидентичных субъединиц (42 и 35 кДа). На основании исследований аминокислотного состава, физико-химических и кинетических характеристик установлено, что выделенные изоформы МДГ являются истинными изоферментами, т.е. генетически детерминированными белками. Изучен активный центр и предложена схема механизма каталитического превращения для растительных МДГ. В его состав входят два остатка аргинина и гистидина и по одному радикалу лизина и цистеина. Последняя аминокислота присутствует в активном центре митохондриальных белков. Активность МДГ обнаружена в органах всех исследованных растений. Установлено, что в онтогенезе растений динамика активности фермента имеет общие и специфичные черты, зависящие от тканей, от характера метаболизма на данном этапе развития, от физиологического состояния, а также видовой принадлежности организма. Сильное возрастание активности МДГ наблюдается через 3-5 дней после прорастания семян. В органах разных видов растений обнаружены множественные молекулярные формы МДГ, имеющие различную субклеточную локализацию. Изоферменты МДГ локализуются в разных компартментах клетки (цитоплазме, митохондриях, глиоксисомах, пероксисомах, хлоропластах (или этиопластах)). Характер распределения активности МДГ между ними зависит от типа тканей и от вида растений. Установлено, что набольшая доля активности МДГ локализуется в цитоплазме (45-80%) и митохондриях (10-30%) растений. Показано, что отличия в динамике активности МДГ разных видов растений имеют качественную основу. Изоферментный спектр МДГ растений обладает видовой и тканевой специфичностью. Установлено, что характер изоферментного спектра зависит от типа метаболизма, от физиологического состояния и от возраста организма. Обнаружена также зависимость изоферментного спектра МДГ от продуктивности (содержания жиров и белков в семенах) и от генетической основы растений. Экзогенный малат способен вызывать индуцированный синтез изоферментов МДГ в органах высших растений. Инкубация растений в условиях анаэробиоза способна вызывать возрастание активности и изменение изоферментного спектра МДГ в их органах. Установлено, что возрастание активности МДГ при гипоксии происходит за счет повышения каталитической эффективности некоторых ее изоферментов. Показано, что в растительных клетках активность МДГ регулируется с помощью различных факторов. Важный вклад в регуляцию активности изоферментов МДГ вносят концентрации и отношения сопрягающих агентов (АТФ/АДФ; НАД+/НАДН) в компартментах клетки. Обнаружено, что некоторые органические кислоты (фумарат и малонат) и ионы металлов (K+, Na+, Ca2+, Ba2+, Mg2+, Mn2+) могут принимать участие в регуляции активности изоферментов МДГ [14]. Высокая активность МДГ обнаруживается в растениях полыни широколистной (13,5 и 8,19·10-3 ФЕ/мл) и полыни армянской (11,09 и 5,78·10-3 ФЕ/мл соответственно). Наименьшая активность МДГ измеряется в полыни обыкновенной и полыни эстрагон, что, возможно, связано с высокими адаптивными возможностями этих видов полыней [8]. Исследования активности и изоферментного спектра пероксидазы в зависимости от внешних условий произрастания растений выявили, что термостабильность и оптимум рН пероксидазы (слабосвязанная с клеточной стенкой и растворимая молекулярные формы) изменяется в зависимости от природных условий и сроков вегетации. Активность пероксидазы также варьируется по сезонам года. Показано, что адаптация растений к гипотермии и сопутствующему ей окислительному стрессу осуществляется за счет повышения активности пероксидазы в ответ на действие стрессора, а также за счет качественного и количественного изменения в составе стрессовых белков - дегидринов [2]. М.Н. Запрометовпоказал, что в побегах чая катехины используются в качестве дыхательного субстрата. Можно предположить, что другие флавоноиды, такие как кверцетин, способны к аналогичному процессу окисления. Необходимо ответить на вопрос, в какой степени растения способны к окислению фенольных соединений[6, 7]. Многие фенольные соединения высших растений образуются в результате дальнейшего метаболизма ароматических аминокислот или синтезируются из промежуточных соединений, участвующих в синтезе ароматических аминокислот. Для ароматических аминокислот характерны два типа реакций: декарбоксилирование, ведущее к накоплению алкалоидов, и отщепление аммиака, обусловливающее образование коричной или п-кумаровой кислот и приводящее к накоплению фенольных соединений. Например, гидроксилирование коричных кислот может привести к образованию либо кумарина, либо лигнина и родственных соединений в зависимости от места введения гидроксильной группы и последующих реакций. Конденсация коричной кислоты с активными ацетатными фрагментами приводит к образованию таких соединений, как изокумарины, флавоноиды и изофлавоны [4]. Изучена динамика содержания диеновых конъюгатов, фенольных соединений, ферментов (каталазы, глутатионредуктазы) в почках и листьях смородины черной (RibesnigrumL.), калины обыкновенной (ViburnumopulusL.), шиповника коричного (RosacinnamomeaL.). На протяжении вегетационных циклов развития растений отмечалось увеличение продуктов перекисного окисления липидов (диеновых конъюгатов) в фазе раскрытия листовых почек у калины обыкновенной и смородины черной. Выявлено максимальное накопление количества фенольных соединений в период полного облиствения кустарниковых растений. У всех исследуемых объектов наблюдается низкая активность каталазы в почках по сравнению с листьями. При изучении активности глутатионредуктазы установлено, что в фазу изменения окраски листьев у смородины черной и шиповника коричного достоверно снижается активность фермента. Сравнительный анализ биохимических показателей позволил выявить фенологические фазы развития с более высоким содержанием антиоксидантов фенольного типа, которые можно рекомендовать для сбора в качестве источников природных антиоксидантов. Содержание вторичных метаболитов (сумма фенольных соединений, сумма флавоноидов) максимально на стадии полного облиствения. Таким образом, заготовку сырья с целью получения флавоноидов целесообразно осуществлять на стадии полного облиствения. Биохимическим критерием развития почек может служить повышенный уровень диеновых конъюгатов, а критерием начала гибели листьев - повышение активности каталазы [13]. Воздействие биологических стимуляторов при замачивании семян гречихи показало активацию антиоксидантных ферментов супероксиддисмутазы, пероксидазы и снижение каталазной активности, что указывает на высокую жизнеспособность растений [3]. Исследовано количественное содержание антиоксидантов (аскорбиновая кислота, флавоноиды) в листьях лекарственных растений при стрессовых условиях (4-8 0С, 12 сут, темнота). Отмечено концентрирование антиоксидантов в листьях (содержание флавоноидов увеличивалось в 2 раза), что является адаптивной реакцией на стресс и может быть рекомендовано для практического использования с целью повышения содержания биологически активных веществ в лекарственном сырье [1]. Соли цинка при повышенных концентрациях (10-4-10-7М) являются стрессорным фактором для конопли посевной, вызывающим окислительный стресс. При этом наблюдалось повышение уровня активности полифенолоксидазы в 1,31-3,46 раза по сравнению с контролем [16]. Сукцинатдегидрогеназа - это мембранный белковый комплекс, одновременно обеспечивающий функционирование цикла трикарбоновых кислот и электронтранспортной цепи. В работах В.Н. Попова с соавторами показано падение активности сукцинатдегидрогеназы в интактных листьях кукурузы на свету. Малые концентрации АТФ (2-5 мкМ) активировали сукцинатдегидрогеназу, высокие концентрации (более 30 мкМ) - ингибировали [22]. Интенсивность накопления фенольных соединений зависит от периода развития, органа растения, возрастного состояния и климатических условий лет наблюдений[20]. В холодный и засушливый периоды в сабельнике болотном накапливается больше растворимых фенольных соединений. Наибольшее количество фенольных соединений (общая сумма, флаваны) в надземных органах отмечается в фазу вегетации и цветения, в подземных органах - в фазу плодоношения. В фазу плодоношения в корневищах сабельника содержится больше растворимых фенольных соединений и флаванов по сравнению с надземными органами. В качестве лекарственного растительного сырья сабельника болотного целесообразно использовать надземные органы возрастного состояния в фазу вегетации, подземные органы - в фазу плодоношения. Также целесообразна заготовка растения в фазу цветения, когда характерно высокое содержание фенольных соединений для надземных органов и корневищ [5]. Содержание водорастворимых фенолов в листьях березы повислой в условиях континентального климата обнаруживает отчетливую сезонную динамику с максимумом в первой-второй декаде мая, пониженным количеством до середины июля позднелетним-осенним подъемом. В зависимости от условий года вегетации на фоне типичной динамики прослеживаются существенные количественные различия, обнаружена тенденция снижения данного показателя в засушливый год [9]. Изучено влияние экзогенных фенольных соединений и их предшественников на содержание фенольных соединений и реализацию морфогенетического потенциала в каллусе сирени цветкового происхождения. В процессе исследования установлено, что при культивировании каллуса на средах в присутствии экзогенных фенольных соединений и их предшественников на 20-й день культивирования содержание суммы фенольных соединений в каллусной культуре сирени в 6-10 раз выше по сравнению с контрольной средой. Введение экзогенных фенольных соединений (рутина, фенилаланина) в среду культивирования позволяет сократить время выращивания каллуса для максимального накопления суммы фенольных соединений в три раза [11, 12]. Таким образом, теоретическое и экспериментальное обоснование энзимодиагностики (по структуре и активности оксидоредутаз) лекарственных растений и сырья, содержащего фенольные соединения, является актуальным направлением научных исследований в области фармации.

About the authors

A V VORONIN

Email: dimmu2000@mail.ru

D E REDKOKASHIN

Email: redkokashin@inbox.ru

References

Supplementary files