Donor heart damage and protection: current state of the problem and prospects for its solution

Full Text

Введение

Несмотря на современные технологические достижения и создание новых поколений вспомогательных устройств для желудочков сердца, обеспечивающих поддержание его насосной функции, трансплантация сердца остается золотым стандартом лечения терминальной стадии сердечной недостаточности [41]. Однако одной из основных проблем современной клинической трансплантологии остается дефицит донорских органов [16]. Так, например, в США каждые 10 минут в лист ожидания добавляется один пациент, а за 2019 год всего было зарегистрировано около 112 тыс. пациентов, ожидающих пересадку того или иного органа. При этом более 7000 пациентов умерли, так и не дождавшись «своего» органа [10]. В Великобритании из 750 000 пациентов, нуждающихся в трансплантации сердца, только 0,02% получают ее. В Канаде годовая смертность пациентов, ожидающих трансплантацию сердца, за последние 10 лет составила 16% [11].

На сегодняшний день доказано, что главными факторами, определяющими успех трансплантации, помимо возраста донора, являются длительность временного периода от момента изъятия донорского органа до его пересадки и степень повреждения трансплантата в период ишемии и после реперфузии [14, 16, 41]. По статистике 7 из 10 сердец оказываются непригодными для пересадки из-за их неадекватного хранения и длительной ишемии. В то же время, уменьшение ишемии на 1 час снижает риск смерти в первый год после трансплантации на 25% и увеличивает выживаемость на 2,2 года [11, 14].

Данные обстоятельства привели к тому, что в настоящее время подходы к достижению успешной трансплантации немного изменились. Если раньше фокус был направлен на оптимизацию иммуносупрессивной терапии для подавления реакции отторжения трансплантата, возникающей в организме реципиента, и на увеличение продолжительности его жизни, то сейчас акцент сделан на максимально возможном сохранении органа на донорском этапе путем создания новых консервирующих растворов, усовершенствования состава уже имеющихся, а также путем активного внедрения в клиническую практику аппаратной (машинной) перфузии донорских органов и современных достижений биомедицинской инженерии [15].

Таким образом, рост числа пациентов, нуждающихся в трансплантации, на фоне имеющегося дефицита донорских органов, требует создания наиболее совершенных технологий их консервации.

 

Основная часть

Нарушение нормального кровотока и несоответствие потребности и доставки кислорода к тканям сердца, возникающие при изъятии органа, на фоне ишемии запускают каскад патологических реакций, приводящих к образованию активных форм кислорода (АФК) и нарушению целостности метаболически активных тканей. Восстановление тока крови (реперфузия), насыщенной кислородом, к ишемизированным тканям приводит к еще большему росту уровня АФК, развитию окислительного стресса и усугублению поражения тканей миокарда [16].

Существующие на сегодняшний день технологии консервации донорских органов достигли высокого уровня и позволяют относительно безопасно выключать сердце из кровообращения на срок до 2–3 ч и консервировать его на срок до 4–6 ч [16]. Это становится возможным, отчасти, благодаря используемым в трансплантологии консервирующим растворам, обеспечивающим сохранение донорских органов в оптимальных условиях. При этом каждый их известных в настоящее время растворов обладает своим уникальным составом, а также определенными преимуществами и недостатками.

Консервирующие растворы

В клинической практике для консервации донорских органов широко применяется раствор «Кустодиол», разработанный Х. Бретшнайдером еще в 70-х гг. прошлого века. Состав раствора приближен к составу внутриклеточной среды по содержанию ионов кальция и натрия (Na⁺ 15 ммоль/л; Са²⁺ 0,015 ммоль/л), что является несомненным его достоинством [12, 15]. Однако проведенные сотрудниками Национального медицинского исследовательского центра имени В.А. Алмазова и Первого Санкт-Петербургского государственного медицинского университета имени академика И.П. Павлова исследования кардиопротективной эффективности Кустодиола на модели гетеротопической трансплантации сердца крысы в условиях 2-часовой холодовой ишемии миокарда показали довольно слабые защитные свойства раствора – размер необратимого повреждения миокарда составил более 75 %. [16].

Еще один известный раствор «Euro-Collins» также является внутриклеточным, но отличается высокой концентрацией глюкозы, ионов калия и наличием в составе сочетания фосфатной и бикарбонатной буферных систем. Хотя глюкоза и является единственным энергетическим субстратом для клетки, ее высокие концентрации в консервирующих растворах способствуют активации анаэробного гликолиза в кардиомиоцитах и накоплению лактата, оказывая повреждающее действие [15].

Внутриклеточный раствор Висконсинского университета, содержащий гидроксиэтилкрахмал – компонент, снижающий выраженность внутриклеточного отека, также широко применяется в зарубежной практике, однако имеет один весомый недостаток - высокий уровень калия (125 ммоль/л) , частая причина развития «калиевых некрозов» [15].

Раствор «Celsior», содержащий 100 ммоль/л ионов Na+ (является внеклеточным) и содержит лактобионат, глутатион и глутамат, защищающие кардиомиоциты от гипоксии, возникающей при ишемии миокарда [15].

Несмотря на большое количество исследований, посвященных сравнению эффективности используемых в настоящее время консервирующих растворов, определить значимое превосходство одних растворов над другими не представляется возможным. Ряд экспериментальных исследований показывают преимущество внеклеточных растворов над внутриклеточными. В то же время есть исследования, указывающие на преимущество внутриклеточных растворов над внеклеточными. При использовании в качестве консервирующего раствора «Кустодиол», как правило, отмечается меньшая выраженность дегенеративного и воспалительного процессов в миокарде, по сравнению с Celsior [15].

В клинической практике сравнить эффективность консервирующих растворов оказывается еще более сложным, так как помимо кардиопротективных свойств растворов на результат трансплантации оказывает влияние большое количество других, внешних и внутренних факторов.

Традиционное холодовое хранение с использованием консервирующих растворов являтется основным методом консервации донорских органов [23]. Несмотря на то, что многие исследования показали, что холодовая ишемия миокарда более 4 часов значительно увеличивает риск летальности у реципиентов, описаны клинические случаи гораздо более длительной холодовой ишемии с последующей успешной трансплантацией донорского сердца [1, 14]. Так, например, в "НМИЦ им. ак. Е.Н. Мешалкина» было проведено сравнение результатов трансплантации сердца с холодовой ишемией трансплантата менее 5 часов и трансплантации сердца с длительной холодовой ишемией (более 5 часов). В ходе исследования было обнаружено, что сократительная активность длительно ишемизированного сердца в послеоперационном периоде значительно не пострадала [13, 14]. Более того, исследования, проведенные О.В. Каменской, И.Ю. Логиновой и др. в том же исследовательском центре, показали, что длительность холодовой ишемии трансплантата (210 (175–340) мин) не оказала отрицательного влияния на результаты ортотопической трансплантации в отдаленном периоде наблюдения - изучаемая группа реципиентов характеризовалась высокой выживаемостью и высокой толерантностью к физическим нагрузкам [13]. Данные результаты подтверждаются и исследованиями Gaffey AC, et al., в ходе которых, после проведенных более 25000 ортотопических трансплантаций, был сделан вывод об отсутствии влияния времени холодовой ишемии трансплантата на 1- и 5-летнюю выживаемость [13].

Интересным является и тот факт, что госпитальная летальность после проведенных трансплантаций определяется в большей степени тяжестью предтрансплантационного состояния реципиента, а не длительностью холодовой ишемии трансплантата [13]. В частности, имеются данные о влиянии возраста донора на результат трансплантации. При пожилом возрасте донора не рекомендуется длительная консервация сердца более 4 часов (более 5,5 часа по данным других авторов) [1, 36], так как из-за возрастных изменений сердце может быть особенно восприимчивым к гипоксическому и реперфузионному повреждению и имеет меньшую способность к регенерации [1, 13].

Таким образом, использование донорских сердец с длительной холодовой ишемией может позволить значительно увеличить количество трансплантаций и снизить уровень летальности среди реципиентов, включенных в лист ожидания. Однако различные способы консервации, неоднородная структура реципиентов, а также сравнительно небольшое количество клинических испытаний оставляют, по-прежнему, открытым вопрос о “безопасной” длительности холодовой ишемии [13].

В отечественной и зарубежной литературе все чаще появляются публикации, посвященные органопротективным свойствам монооксида углерода (СО), который способен уменьшать негативные последствия повреждения миокарда после длительной холодовой ишемии, а также улучшать физиологические показатели сердечного трансплантата [12, 26, 40]. Сотрудниками института биофизики клетки РАН и НМИЦ трансплантологии и искусственных органов им. ак. В.И. Шумакова было проведено исследование, посвященное оценке сохранности миокарда крысы и изолированного сердца барана после пролонгированной 24-часовой гипотермической консервации под давлением газовой смеси на основе монооксида углерода (СО). В состав используемой газовой смеси, помимо монооксида углерода, был включен кислород (соотношение 4:3 соответственно), как фактор с доказанной способностью снижения ишемического и реперфузионного повреждения, патологических процессов в миокарде. Кроме того, пересаживаемый орган предварительно отмывали от крови консервирующими растворами с целью исключения токсического эффекта СО - нарушения доставки кислорода к тканям, возникающего при связывании этого газа с гемоглобином крови [12].

Уникальность данного исследования состояла, во-первых, во времени консервации сердца (24 часа), что в четыре раза превышает максимально разрешенные сроки стандартного холодового хранения в консервирующих растворах, а во-вторых, в использовании в эксперименте, помимо сердца крысы, изолированного сердца крупного лабораторного животного (барана), сопоставимому по размеру и массе с сердцем человека (220-300 г). Последнее позволило оценить перспективы использования СО в клинической практике. В ходе эксперимента было показано, что консервация газовой смесью на основе монооксида углерода под давлением 6 атм. способна обеспечить эффективное восстановление сократительной активности изолированного сердца крысы после 24-часового хранения. Продолжительность работы сердца на стенде после реперфузии не отличалась от контроля, зоны поврежденного миокарда при окрашивании трифенилтетразолием хлоридом отсутствовали. Положительные результаты были получены и на модели изолированного сердца барана: сократительная активность сердец после начала перфузии во всех экспериментах была восстановлена самостоятельно, при этом миокард сохранял нормальную структуру ткани, а возникшие в ходе ишемии и реперфузии повреждения трансплантата можно было оценить как умеренные [12].

Полученные данные подтверждают перспективность предлагаемого подхода для пролонгации хранения сердца человека и возможность рассматривать газовую консервацию в качестве нового метода хранения и транспортировки донорского органа, метода, сопоставимого по стоимости с классической статической холодовой консервацией, но при этом существенно более эффективного.

Имеются данные о возможности использования в качестве кардиопротекторов высокоактивных и низкотоксичных ингибиторов некроптоза — некросульфонамида (NSA) и некростатина‑1s (Nec‑1s), способных подавлять гибель клеток путем воздействия на определенные молекулярные мишени [10, 22, 39].

Дмитриевым Ю. В., Минасян С. М. и др. были проведены исследования на крысах-самцах, которым за 1 час до эксперимента вводились внутрибрюшинно в дозе 1,65 мг/кг NSA и Nec‑1s с последующим изъятием сердца, его 8-часовой ишемией в условиях гипотермии при 4 °C, последующей реперфузией и выполнением гистологической оценки объема некроза миокарда [10].

В ходе исследования было выявлено, что более низкие размеры некроза миокарда и лучшие показатели внутрисердечной гемодинамики, по сравнению с контролем, наблюдались в группах некросульфонамида и некростатина‑1s. Кроме того, в период реперфузии в этих же группах регистрировались более высокие значения пульсового внутрижелудочкового давления и скорости коронарного потока, а также более низкое диастолическое внутрижелудочковое давление.

Таким образом, кардиопротективное действие ингибиторов некроптоза способствует лучшей выживаемости клеток сердечного трансплантата, лучшему морфофункциональному состоянию миокарда и меньшей лейкоцитарной инфильтрации, что может в дальнейшем быть использовано не только в экспериментальной, но и в клинической практике [1, 10, 52].

На сегодняшний день в качестве потенциального компонента растворов для прекондиционирования сердечного трансплантата может быть рассмотрен пероксиредоксин-6 (Prx6) – многофункциональный антиоксидантный фермент из семейства пероксиредоксинов, способный значительно снижать уровень АФК в ишемизированных тканях, а значит участвовать в борьбе с окислительным стрессом, ключевым звеном патогенеза ишемического и реперфузионного повреждения [17, 45]. Однако синтезируемого в ишемизированных тканях собственного эндогенного Prx6 для этого не достаточно, что указывает на необходимоть использования экзогенного рекомбинантного Prx6 человека [16, 44].

Данные, полученные Н.В. Грудининым, В.К. Богдановым, М.Г. Шараповым и др. при экспериментальных исследованиях с использованием методики гетеротопической трансплантации сердца крысы, свидетельствовали об эффективности антиоксидантной защиты рекомбинантного Prx6, вводимого на этапе реперфузии: в исследуемой группе животных-реципиентов наблюдалась лучшая сократимость миокарда и более низкие концентрации тропонина I, по сравнению с контрольной группой. Все это требует дальнейшего изучения возможности использования Prx6 в трансплантологии с целью улучшения сохранности донорских органов [16].

Имеются данные о кардиопротективных эффектах сероводорода (H₂S), способных значительно улучшать сохранность сердечного трансплантата в условиях глобальной ишемии [27]. Образующийся в организме эндогенный H₂S играет важную роль в регуляции сосудистого тонуса и уровня артериального давления. Кроме того, H₂S способен повышать выработку АТФ митохондриями в условиях гипоксии, подавлять развитие окислительного стресса и уменьшать выраженность воспаления в клетках, в том числе и в кардиомиоцитах [21, 55]. Данные свойства H₂S являются особенно ценными для защиты миокарда от ишемического и реперфузионного повреждения. Ertugrul I.A., van Suylen V., Damman K. и др. были проведены исследования, посвященные оценке кардиопротективного действия сероводорода в условиях тотальной ишемии, на модели изолированного сердца крысы. В качестве «донора» H₂S использовали гидросульфид натрия (NaHS), который вводили в перфузат. Анализ полученных результатов показал, что кондиционирование сердец с использованием H₂S характеризовалось более низким уровнем креатинфосфокиназы (КФК), лактатдегидрогеназы (ЛДГ) и меньшими размерами некроза миокарда по сравнению с контролем. Измерение уровня супероксиддисмутазы, маркера окислительного стресса, показало более высокий уровень данного вещества в группе с H₂S. Показатели сократительной активности миокарда левого желудочка также оказались значительно лучше в исследуемой группе [24].

Основываясь на результатах экспериментальных исследований, свидетельствующих о наличии у H₂S выраженных кардиопротективных эффектов, следует предположить о возможном использовании сероводорода для сохранения донорских сердец в клинической практике.

Несмотря на то, что широко применяемая в трансплантологии холодовая консервация остается одним из самых простых и доступных методов сохранения донорских органов, имеется ряд важных аспектов и условий, соблюдение которых определяет успех трансплантации. Так, например, огромное значение имеет соблюдение температурного режима от 4 до 8 ℃, а также химический состав и характеристики консервирующего раствора. Гипотермия замедляет скорость метаболических реакций и процесс разрушения внутриклеточных ферментов, а температурный диапазон от 4 до 8 ℃ признан наиболее оптимальным для должного сохранения органа и его функции в посттрансплантационном периоде и предотвращения возникновения холодовых травм [41].

Однако в действительности строгое соблюдение температурного режима при транспортировке донорских органов оказывается затруднительным, что, согласно некоторым данным, зачастую приводит к охлаждению органов до 2 ℃ и ниже. Последнее значительно увеличивает риск холодового повреждения органа и становится причиной несостоятельности трансплантата. Кроме того, использование для транспортировки донорских органов стандартной техники «трех пакетов» часто сопровождается появлением и ростом микробной флоры в консервирующих растворах, что влечет за собой развитие инфекционных осложнений в посттрансплантационном периоде [51].

Система SherpaPak ™, разработанная компанией Paragonix Technologies (Массачусетс, США), смогла решить данные проблемы и нивелировать недостатки стандартной техники транспортировки донорских органов, обеспечив, тем самым, оптимальные условия для их сохранения. Клинические испытания, проведенные Radakovic D, Karimli S, Penov K, Schade I и др. подтвердили эффективность и безопасность использования данной системы в повседневной практике. SherpaPak ™ способна поддерживать температуру органа в диапазоне 4–8 ℃, несмотря на изменения температуры окружающей среды, за счет наружного герметичного контейнера с охладительными элементами и специального регистратора данных, отслеживающего и отображающего температуру раствора, в котором хранится сердце во время транспортировки [37]. Герметичность и стерильность системы SherpaPak ™ (наличие в устройстве одноразовой стерильной упаковки) обеспечивают низкий риск заражения донорских органов, что подтверждается отсутствием бактериальных культур, таких как Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa и Enterococcus faecium, в посевах крови, взятых в течение 30 дней после трансплантации у реципиентов в группе SherpaPak ™ . Более того, органы, транспортируемые с помощью данного устройства, имели оптимальные функциональные показатели в периоперационном периоде [41].

Таким образом, гипотермическая система для консервации и транспортировки донорских органов SherpaPak ™ можно считать одним из наиболее эффективных и перспективных методов сохранения сердечных трансплантатов [38, 41].

Аппаратная перфузия донорских органов

Поиск решений проблемы дефицита донорских органов привел к тому, что еще в начале 21 века были изменены принципы селекции доноров и в качестве альтернативных источников органов стали рассматриваться «доноры с расширенными критериями», доля которых в настоящее время прогрессивно увеличивается [10, 11, 15]. Развитие современных перфузионных технологий и активное внедрение в клиническую практику аппаратной перфузии позволило использовать такие органы, обеспечивая их надежное сохранение.

Изменения концепции и принципов консервации донорских органов, а именно, постепенный переход от статического холодового хранения к аппаратной перфузии, произошли отчасти и благодаря имеющимся на сегодняшний день результатам исследований патофизиологического аспекта ишемического и реперфузионного повреждения [10]. Так, например, большое значение придается феномену "no-reflow", связанному с происходящей в условиях ишемии активацией адгезии лейкоцитов к эндотелию сосудистой стенки и последующим возникновением окклюзии микроциркуляторного русла. Постоянный поток раствора через орган, осуществляемый при аппаратной перфузии, способствует разрыву связей между лейкоцитами и эндотелием, «вымыванию» медиаторов воспаления и предотвращению иммуноклеточной инфильтрации паренхимы органа, что, в конечном итоге, значительно снижает вероятность развития описанного феномена после запуска кровотока в организме реципиента [10, 20]. Возникающие в результате ишемии повреждение гликокаликса и недостаток эндотелиального релаксирующего фактора (NO) обусловливают развитие отека сосудистой стенки и выраженной вазоконстрикции, а в конечном итоге – и нарушение микроциркуляции. При аппаратной перфузии, под действием перфузионного потока, происходит формирование «энергии сдвига» в цитоскелете эндотелия, что стимулирует выработку NO. Последний, в свою очередь, тормозит агрегацию тромбоцитов и синтез факторов адгезии, защищая микроциркуляторное русло и предотвращая развитие реперфузионной травмы [10, 18, 19]. Возможность включения в состав перфузионного раствора фибринолитиков и антикоагулянтов в условиях аппаратной перфузии также является достоинством данного метода и имеет большое значение для предотвращения тромбоза микрососудов и защиты трансплантата от ишемического и реперфузионного повреждения.

Имеется значительное количество исследований, свидетельствующих об улучшении качества трансплантата после применения аппаратной перфузии [15]. C.H. Wigfield и соавт. описали случай восстановления поврежденных донорских легких посредством перфузионных технологий и их успешной пересадки. При этом общее время ишемии составило более 15 часов [10, 50].

Учитывая описанные возможности аппаратной перфузии, нетрудно догадаться, что устройство современных аппаратов, несмотря на ряд различий в их структуре и области применения, имеет общую схему. Помимо емкости для хранения органа аппарат содержит контур циркуляции консервирующего раствора, роликовый насос, создающий определенную частоту пульсаций, лейкоцитарный фильтр, иногда – оксигенатор, а также порт для возможности введения в контур лекарственных средств и забора перфузата для биохимического и других исследований [15].

Однако в настоящее время существует несколько методов аппаратной перфузии, отличающихся характером используемого перфузата (консервирующий раствор или кровь), наличием или отсутствием оксигенатора в составе устройства, а также температурным режимом перфузии: гипотермическая (0–12 °C), субнормотермическая (25–34 °C) и нормотермическая перфузия (35–38 °C) [10]. Наибольшее распространение получила последняя.

Изучение научных публикаций последних лет позволяет отметить тот факт, что все больше авторов, как отечественных, так и зарубежных, выступает в пользу перехода от гипотермии к нормотермической перфузии донорского органа обогащенной кислородом аутокровью [14, 29, 30].

Преимущество нормотермической перфузии ex vivo перед гипотермической консервацией донорских сердец было отчетливо показано в ряде экспериментальных и клинических исследований. Trahanas J. ,* Witer L., Alghanem и др. продемонстрировали успешное сохранение свиных сердец после 12-часовой нормотермической перфузии раствором на основе крови. Перфузированные сердца показали меньшее повреждение кардиомиоцитов и лучшую функцию после трансплантации (высокая сократительная способность желудочков, более низкие уровни калия и лактата, меньшая выраженность отека тканей и признаков дегенеративных изменений миокарда), по сравнению со стандартными контролями, консервированными холодом [48]. Важность данного исследования состоит еще и в том, что в ходе эксперимента было показано преимущество использования перфузата на основе крови, а также высказано предположение о важной роли нервно-гуморальной регуляции в поддержании сосудистого тонуса, улучшении толерантности тканей к тепловой ишемии и повышении жизнеспособности донорских органов. Последнее объясняет необходимость включения в состав перфузата биологически активных веществ - гормонов.

Сохранение целостности коронарного эндотелия, на ряду с защитой миокарда, имеет не менее важное значение для успешной трансплантации, Zhou P, Liu X, Korkmaz-Icöz S и др. в своем исследовании провели оценку влияния на коронарный эндотелий сердца доноров гипотермической непрерывной аппаратной перфузии с раствором гистидинтриптофан-кетоглутарата (ГTK) и нормотермической непрерывной аппаратной перфузией с теплой кровью на модели сердца свиньи ex vivo после смерти от кровообращения. Результаты показали, что нормотермическая перфузия с аутокровью значительно снижает эндотелиальную дисфункцию коронарной артерии донорских сердец по сравнению с перфузией в условиях гипотермии за счет подавления апоптоза и нитрооксидантного стресса [53].

Клинические исследования также подтверждают преимущество нормотермии с точки зрения результатов 1 и 2-летней выживаемости, первичной недостаточности трансплантата и частоты острого его отторжения по сравнению с холодным ишемическим хранением [35].

Первое современное устройство, обеспечивающее сохранение донорского сердца в условиях постоянной нормотермической перфузии ex vivo (вне организма) в клинической практике - аппаратная система сохранения органов OCS™ Heart (Organ Care System) от компании TransMedics (США). Уникальной данного устройства заключается в том, что на протяжении всего периода от момента изъятия до пересадки орган продолжает функционировать в своем прежнем режиме, благодаря возможностям аппарата. Используемый в аппарате перфузат представляет собой ни что иное, как собственную кровь донора с добавлением антибиотика, инсулина, метилпреднизолона, бикарбоната натрия и поливитаминов. Такой состав раствора является оптимальным и не позволяет органу «заметить» отсутствие его хозяина [14]. Известно, что OCS™ Heart позволяет продлить время нахождения донорского органа вне тела минимум до 8 часов с возможностью транспортировать трансплантат на большие расстояния. Сообщается об успешной пересадке сердца через 10,5 и 16 часов перфузии с использованием данного аппарата. [11] Использование OCS™ Heart для оценки функционального состояния органа перед его пересадкой является еще одним уникальным свойством данной системы и позволяет максимально уменьшить риск посттрансплантационных осложнений [28]. Однако высокая стоимость представленного устройства значительно ограничивает его применение в клинической практике [13]. Так, например, по некоторым данным стоимость одноразового перфузионного комплекта составляет около £ 30 000 без учета стоимости дополнительных расходных средств [47].

Для снижения выраженности иммунного воспаления в трансплантате и устранения необходимости пожизненной иммуносупрессии рассматривается использование противовоспалительных агентов при аппаратной перфузии донорских сердец [31, 42, 46]. Многообещающие данные получены при добавлении в контур устройства простагландина Е1, обладающего вазодилатирующими, антиагрегантными, фибринолитическим свойствами; N-ацетилцистеин, способного уменьшать выработку свободных радикалов; севофлурана, обладающего эндотелиопротективными свойствами; а также монооксида, оказывающего вазодилатирующий и противовоспалительный эффект. Применение всех этих компонентов привело к снижению уровня аспартатаминотрансферазы (АсАТ), интерлейкина-6, фактора некроза опухоли-α (ФНО-α) и галактозидазы [42].

Другим способом уменьшения ишемического и реперфузионного повреждения может стать использование при перфузии агонистов противовоспалительных рецепторов, в частности, рецептора аденозина – А2А, активация которого способствует снижению активности CD4+ и CD8+ Т-клеток и увеличению содержания оксида азота (NO) в эндотелиальных клетках (174). Ряд экспериментальных и клинических исследований доказали эффективность данного метода. Использование агониста A2AR в опытах на сердцах средних и крупных лабораторных животных (кроликов и свиней) привело к уменьшению ишемически-реперфузионного повреждения миокарда и адекватному функционированию органа после его пересадки [42].

Таким образом, возможности современных перфузионных систем, заключающиеся не только в оптимальном сохранении трансплантата, но и в повышении его качества путем «лечения» и даже реабилитации, делают термин «консервация» (технически – простое холодовое хранение) не совсем корректным и указывают не необходимость его постепенной замены на словосочетание «восстановление и сохранение донорских органов» [10, 11, 42, 43].

Стволовые клетки в трансплантологии

Еще одним современным и перспективным направлением в трансплантологии является использование для сохранения донорских органов стволовых клеток [25]. Среди множества видов клеток: плюрипотентные стволовые клетки; стволовые клетки плаценты плода, пуповины, амниотической жидкости и мезенхимальные стволовые клетки, содержащиеся в жировой ткани и костном мозге, наибольшую эффективность доказали последние [34, 49]. Способность данных клеток подавлять иммунные и воспалительные реакции, а также стимулировать регенеративные процессы в тканях обусловливает их возможное применение в рамках аппаратной перфузии [32, 33, 42].

Pengyu Zhou, Hao Liu, Ximao Liu в своем исследовании оценили влияние на функции сердечного трансплантата крыс мезензимальных стволовых клеток костного мозга (МСКМ), которые, по некоторым данным, способны секретировать широкий спектр биологически активных веществ, таких как цитокины, антиапоптотические факторы и факторы роста. При этом выделяли две различных культуры МСКМ: нормоксическую (культивировали на среде с 20%-содержанием кислорода) и гипоксическую (культивировали на среде с 1%-содержанием кислорода), которые затем добавляли в перфузионный раствор – Кустодил. В качестве контрольной группы использовались сердца, перфузированные раствором Кустодиола без добавления МСКМ. В ходе исследования были получены следующие результаты. Время до возвращения спонтанного сокращения сердец было значительно меньше в группе гипоксических МСКМ по сравнению с нормоксическими МСТМ и контролем. Сократительная способность левого желудочка также имела лучшие показатели в группе гипоксических МСКМ. Гистологическая оценка окрашенной гематоксилином и эозином ткани миокарда показала большую инфильтрацию воспалительными клетками, неупорядоченность волокон миокарда в группе контроля, по сравнению с группами нормоксических и гипоксических МСКМ. При этом гистопатология ткани миокарда в группе гипоксических МСКМ наименее выражена. Уровень апоптоза и провоспалительных цитокинов (интерлейкина-1, интерлейкина-6, фактора некроза опухоли-α), а также тропонина-I был значительно ниже в группе гипоксических МСКМ, что свидетельствует о минимальных ишемических повреждениях миокарда и выраженной кардиопротекции гипоксических МСКМ, по сравнению с другими группами [54].

Результаты данного исследования подтверждают перспективу использования мезенхимальных стволовых клеток в составе перфузионного раствора для сохранения донорских сердец.

Заключение

Дефицит донорских органов является глобальной проблемой, ограничивающей возможности трансплантации сердца – основного, а иногда и единственного способа лечения терминальной стадии сердечной недостаточности. Наличие данной проблемы, с одной стороны, приводит к использованию уже «скомпрометированных» органов от доноров с расширенными критериями, а с другой стороны, требует совершенствования методов и повышение качества сохранения донорских сердец с целью увеличения максимального времени пригодности трансплантата и числа органов, приемлемых для пересадки.

Несмотря на простоту и относительную доступность метода, традиционное холодовое хранение органов с использованием консервирующих растворов на сегодняшний день уходит на второй план и уступает место более перспективным и надежным технологиям сохранения донорских органов.

Внедрение в клиническую практику современных перфузионных технологий, а также достижений в области молекулярной биологии и биомедицинской инженерии позволило перейти на следующий этап и значительно расширить границы привычной «консервации» донорских сердец. Стало возможным не только сохранять жизнеспособность трансплантатов, но «реабилитировать» их, улучшать свойства и показатели функционирования органов, а также воздействовать на все возможные звенья патогенеза ишемического и реперфузионного повреждения, отслеживать и регулировать параметры перфузии, проводить оценку качества трансплантата и тем самым прогнозировать исход трансплантации еще на предоперационном этапе. Таким образом, несмотря на ряд экономических и финансовых аспектов, ограничивающих широкое применение передовых технологий в клинической практике, имеется реальная перспектива создания в будущем крупных региональных центров оценки и восстановления органов.

About the authors

T. P. Khramikh

Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education "Omsk State Medical University" of the Ministry of Health of the Russian Federation

Author for correspondence.
Email: khramykh@yandex.ru

доктор медицинских наук, доцент, заведующий кафедрой топографической анатомии и оперативной хирургии

Russian Federation, Omsk

A. S. Ipatova

Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education "Omsk State Medical University" of the Ministry of Health of the Russian Federation

Email: khramykh@yandex.ru
Russian Federation, Omsk

References

Supplementary files