Behavioral, biochemical and morphological characteristics of experimentally changed thyroid status of female mice C3H-A

Full Text

Заболевания щитовидной железы относятся к часто встречающейся патологии человека и занимают ведущее место среди всех болезней эндокринной системы, при этом данная патология имеет определенные гендерные особенности: женщины болеют в 5–10 раз чаще мужчин [1, 2]. Истинная распространенность тиреоидной патологии меняется от региона к региону. При исследовании нарушений функции щитовидной железы есть разночтения в критериях определения манифестного и субклинического гипо- и гипертиреоза, формирования выборки и в структуре изучаемой популяции по возрасту, полу, генетическим и средовым особенностям [3, 4], при этом гипотиреоз является широко распространенной эндо кринопатией, имеющей гендерные, возрастные и эндемические особенности.

Физиологические и патофизиологические механизмы расстройств психоэмоциональной сферы включают разные представления на уровне системы, такие как нарушения динамики синтеза нейромедиаторов (ацетилхолина, моноаминов), гормонов и/или их рецепторов, нарушение экспрессии факторов ангио генеза и синтеза цитокинов и т. д. Однако при множестве разрозненных или сопряженных экспериментальных, клинических и эпидемиологических данных комплексная картина патофизиологических отклонений в настоящее время отсутствует [8, 9, 22].

Существующие представления о влиянии тиреоидных гормонов на органы и ткани постоянно дополняются новыми данными, что было связано как с появлением современных методов исследования, так и дополнением существующих представлений негеномными эффектами йодотиронинов и тканеспецифичных систем метаболизма гормонов щитовидной железы. Мета-анализ эпидемиологических данных продемонстрировал, что гипотиреоз является фактором риска развития глубокой депрессии [23]. Также известно, что при гипотиреозе и/или его последствиях нарушаются процессы ангиогенеза в центральной нервной системе, пищевое поведение, термогенез и вегетативные функции, что провоцирует клиническую манифестацию депрессивных расстройств. Также при гипотиреозе происходит снижение синтеза проопиомеланокортина, представляющего собой предшественник эндорфинов, и некоторых провоспалительных цитокинов, что, в свою очередь, может приводить к «закреплению» депрессивных нарушений [24, 25].

Однако данных о влиянии гипо- и гипертиреоза на экспрессию специфических белков нейральных тканей, на синтез и метаболизм моноаминов в настоящее время крайне мало. Результаты исследований о влиянии длительно индуцированного гипо- и гипертиреоза на ультраструктурные изменения клеточных элементов центральной нервной системы в литературе вовсе отсутствуют.

Целью исследования было изучить в экспериментальных моделях у мышей изменения в нейрогенезе и функциональном состоянии центральной нервной системы при экспериментальном гипо- и гипертиреозе.

Методы исследования

Выбор животных. Исследование выполнено на половозрелых инбредных самках мышей линии C3H-A, полученных из питомника лабораторных животных «Рапполово» (Ленинградская область) в возрасте 36 ± 11 сут, а также на их потомстве обоих полов поколения P1 массой 18–22 г. Животных содержали в виварии в стандартных пластмассовых клетках при свободном доступе к воде и пище в усло виях инвер тированного света 8.00–20.00 при температуре 22 ± 2 °С и относительной влажности 50–70 %. Уровень шумности не превышал 20 дБ. Режим проветривания обеспечивал смену около 15 объемов помещения в течение часа, концентрацию СО2 не более 0,15 объемных %, аммиа ка — не более 0,001 мг/л. Все опыты проведены в осенне-зимний период и в соответствии с приказом Министерства здравоохранения СССР № 755 от 12 августа 1977 г. «О мерах по дальнейшему совершенствованию орга низационных форм работы с исполь зованием экспериментальных животных».

Наблюдение за животными. Ежедневно на протяжении всего эксперимента каждое лабораторное животное осматривали не реже одного раза в сутки. Каждый осмотр включал в себя оценку общего состояния животного и общего поведения. Для взвешивания животных использовали электронные весы ВЛР-500 с пределом взвешивания 200 г и точностью взвешивания ± 0,1 г.

В процессе наблюдения за животными оценивали состояние и окрас шерсти по следующей шкале: 0 — серый с небольшой примесью коричневого; 1 — светло-коричневый; 2 — равномерно-коричневый (характерный для здоровых половозрелых самок мышей линии С3Н-А — агути); 3 — насыщенно-коричневый; 4 — насыщенно-коричневый с примесью черного; 5 — с выраженной черной окраской (меланисты). Степень проявления определенного варианта окраса выражали полуколичественным способом. Если окрас данной градации отсутствовал, то ставили «–», если окрас данной градации был максимально выражен — «+++». Результаты осмотра были занесены в лабораторные карты, при этом на каждое животное заполняли индивидуальную карту наблюдения [3].

Регистрация беременности. В течение эксперимента самок мышей линии C3H-A содержали отдельно от самцов. Через 4 месяца, после получения основных результатов эксперимента, по 20 половозрелых самок из каждой группы, намеченных для получения потомства P1, отсаживали в отдельные клетку и в течение 4–5 дней исследовали у них эстральный цикл методом цитологического анализа влагалищных мазков. К концу контрольного срока к нормально циклирующим самкам подсаживали самца и продолжали ежедневные исследования влагалищных мазков. Наступление беременности у лабораторных животных регистрировали с момента прекращения циклических колебаний клеточного состава их влагалищного содержимого и установления монотонной цитологической картины мазка. После этого животных отсаживали до появления потомства в отдельные для каждой самки клетки. В течение всего описываемого периода мыши получали L-тироксин или пропилтиоурацил.

Лекарственные субстанции для индукции гипо- и гипертиреоза. Для анализа использовали L-тироксин (РУП «Белмедпрепараты», Минск) и пропилтиоурацил (Merck, Германия). Животных делили на три группы: 1) гипертиреоидная (n = 74), получавшая L-тироксин (50 мкг/сут в виде 0,01 % раствора внутрибрюшинно), 2) гипотиреоидная (n = 74), получавшая пропилтиоурацил (0,4 мг/сут в виде 0,5 % раствора внутрь), и 3) контрольная (n = 58), получавшая дистиллированную воду (внутрь или внутрибрюшинно) [3]. Продолжительность опыта (введения веществ) составила 40 недель (10 месяцев).

Исследование поведения лабораторных животных в «открытом поле». С 18-й недели после начала фармакологического воздействия исследовали поведение мышей в тесте «открытое поле». Установка «открытое поле» представляла собой квадратную площадку размером 60 ×60 см с бортиками высотой 25 см, разделенную на 16 квадратов. По всей площади «открытого поля» равномерно располагались 9 отверстий (норок) диаметром 20 мм. Тестирование проводили в звукоизолированной комнате при освещенности 100 лк. Продолжительность одного опыта составляла 3 мин. В начале тестирования животное помещали в центр «открытого поля» [10, 11]. В процессе визуального наблюдения регистрировали следующие показатели поведения: число пересеченных квадратов (горизонтальная двигательная активность, или локомоция), число подъемов на задние лапы, или вертикальная двигательная активность (стойка на задних лапах с опорой на стенку или без опоры), число заглядываний в отверстия (норковый рефлекс), два последних показателя считаются проявлением исследовательской активности; число актов груминга (чистка собственного тела: чесание, вылизывание и выкусывание), число уринаций и дефекаций (проявление эмоциональности).

Методы иммуногистохимических исследований. Использовали выявление комплекса антиген – антитело на гистологических препаратах. Окраску осуществляли авидин-биотиновым методом с дальнейшей фиксацией. Далее проводили депарафинирование и обезвоживание. Дополнительно обрабатывали срезы перед окрашиванием. Определяли содержание белков GFAP (глиальный фибриллярный кислый белок), VEGF (вазоэндотелиальный фактор роста), PDGFR-α (рецепторы к вазоэндотелиальному фактору роста) с дальнейшей статистической обработкой результатов иммуногистохимического исследования.

Биохимические методы исследования биогенных аминов. В опытах по изучению содержания дофамина, норадреналина, серотонина и их метаболитов в вентральной области покрышки, прилежащем ядре, медиальной префронтальной коре, стриатуме и гипоталамусе животных декапитировали на 10–12-е сутки после окончания гестации. Животных декапитировали, мозг извлекали. Из правой и левой половин мозга на льду выделяли определенные морфологические структуры, взвешивали на торсионных весах и помещали в 0,01 М раствор соляной кислоты: стриатум — в 50 мкл, гиппокамп и обонятельный бугорок — в 100 мкл, кору больших полушарий — в 150 мкл. Пробы гомогенизировали с помощью прибора УЗДН-2Т, центрифугировали в течение 10 мин при 15 000 g. Надосадочную жидкость собирали в пробирки и хранили до анализа при –90 °С. Концентрации норадреналина (НА), дофамина (ДА), серотонина (5-НТ) и их метаболитов — диоксифенилуксусной (ДОФУК), гомованилиновой (ГВК) и 5-гидроксииндолуксусной (5-ГИУК) кислот определяли методом обращенно-фазовой высокоэффективной жидкостной хроматографии с электрохимической детекцией [5, 21]. Хроматографическая система включала инжектор Rheodyne 7125 с петлей на 20 мкл для нанесения образцов, колонку Phenomenex (250,0 × 4,6 мм) с сорбентом SphereClone 5 uODS(2) и амперометрический детектор LC-4С BAS. Определение концентраций исследуемых веществ проводили при потенциале +0,70 В. Подвижная фаза включала 5,5 мМ цитратно-фосфатного буфера с 0,7 мМ октансульфоновой кислотой, 0,5 мМ ЭДТА и 8 % ацетонитрила (рН 3,0). Скорость элюции подвижной фазы составляла 1 мл/мин, время анализа одной пробы — около 20 мин.

Для электронно-микроскопического исследования брали кусочки сенсомоторного отдела коры головного мозга мышей (I–V зоны), которые фиксировали в растворе 2,5 % глютарового альдегида на фосфатном буфере (рН 7,4). Постфиксацию осуществляли в 1 % растворе четырехокиси осмия, приготовленном на фосфатном буфере с сахарозой (рН 7,4) и далее обрабатывали по стандартным методикам [7]. Полутонкие эпонаралдитовые срезы окрашивали толуидиновым синим по методу Ниссля и оценивали в световом микроскопе. Ультратонкие срезы контрастировали азотнокислым свинцом по Рейнольдсу и уранилацетатом, после чего изучали в электронном микроскопе JEM-100 (Япония). Всего исследовано 840 отсканированных электронограмм.

Статистические методы исследования. Статистический анализ проводили с использованием пакета программ статистической обработки результатов SSPS Statistics 17.0 for Windows. Методы описательной статистики включали в себя оценку средней (Х) и среднеквадратичной ошибки (m). Для оценки межгрупповых различий значений признаков применяли ранговый U-критерий Манна – Уитни, при сравнении частотных величин — χ2-критерий Пирсона и/или для проверки первого метода точный метод Фишера. При сравнении сопряженных групп использовали парный Ud-критерий (Вилкоксона). Взаимо связи между двумя признаками анализировали с помощью rs-критерия Спирмена. Критический уровень достоверности нулевой статистической гипотезы (об отсутствии значимых различий или факторных влияний) принимали  равным 0,05.

Результаты исследования

Оценка фенотипа мышей С3Н-А с измененным тиреоидным статусом. Разница в окраске шерсти у инбредных мышей линии С3Н-А с индуцированными гипертиреозом и гипотиреозом на 25-й неделе эксперимента представлена на рис. 1.

 

Рис. 1. Изменение окраса у мышей С3Н-А: справа — мышь с гипотиреозом, слева — мышь с гипертиреозом

Видно, что при экспериментальном гипертиреозе окрас животных становится более темным (левая мышь) в сравнении с гипотиреозом (светлый окрас, правая мышь). При гипотиреозе животные набирали большую массу в сравнении с гипертиреозными, которые не отличались по массе от контрольной группы животных (рис. 2). Разница в массе между эутиреоидными и гипотиреоидными животными начинала достоверно отмечаться с 18–19-й недели эксперимента, а между гипертиреоид ными и ги потиреоидными — с 25–27-й недели эксперимента.

 

Рис. 2. Динамика изменения массы тела у мышей С3Н-А. I — мыши с гипертиреозом; II — мыши с гипо тиреозом; III — эутиреоидные мыши (контроль). 1p < 0,05; 2p < 0,01 по сравнению с группой контроля

 

В таблицах 1 и 2 представлены данные по изменению поведения мышей на 18-й и 40-й неделях эксперимента. В целом при гипертиреозе двигательная и исследовательская активность была увеличена на фоне повышенной эмоциональности, а при гипотиреозе отмечены противоположные результаты — снижение исследовательской активности и эмоциональности. У мышей потомства Р1, рожденных от матерей с измененным тиреоидным статусом, выявлена только тенденция к увеличению локомоторной активности.

 

Таблица 1. Поведение мышей С3Н-А с различным тиреоидным статусом в «открытом поле» на 18-й неделе эксперимента

Показатель	Мыши с эутиреозом (n = 15)	Мыши с гипотиреозом (n = 10)	Мыши с гипертиреозом (n = 8)
Двигательная и исследовательская активность (суммарно)	57,4	76,7	90,3
Локомоция	47,3 ± 3,1	54,7 ± 2,4	63,3 ± 1,9**, vv
Подъем на задние лапы	7,0 ± 1,3	17,3 ± 2,1**	20,4 ± 3,4***
Заглядывания в отверстия	3,1 ± 0,9	4,7 ± 0,5	6,6 ± 0,4*, v
Груминг	3,4 ± 0,9	2,5 ± 0,6	5,4 ± 0,4*, v
Эмоциональность (суммарно)	5,7	5,0	8,5
Уринация	0,6 ± 0,2	1,2 ± 0,4	1,4 ± 0,3
Дефекация	1,7 ± 0,6	1,3 ± 0,5	1,7 ± 0,5
Примечание: *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,005 в сравнении с эутиреоидными, vp < 0,05, vvp < 0,01 — с гипотиреоидными мышами

 

Таблица 2. Поведение мышей С3Н-А с различным тиреоидным статусом в «открытом поле» на 40-й неделе эксперимента

Показатель	Мыши с эутиреозом (n = 11)	Мыши с гипотиреозом (n = 8)	Мыши с гипертиреозом (n = 7)
Двигательная и исследовательская активность (суммарно)	62,4	46,9	92,0
Локомоция	48,1 ± 4,2	38,2 ± 3,2	65,9 ± 2,1**, vv
Подъем на задние лапы	9,2 ± 1,6	7,4 ± 2,3	19,3 ± 2,9 *, vv
Заглядывания в отверстия	5,1 ± 1,4	1,3 ± 0,6	6,8 ± 0,8v
Груминг	3,4 ± 0,9	4,4 ± 0,6	5,4 ± 0,4*
Эмоциональность (суммарно)	6,0	6,1	9,4
Уринация	0,9 ± 0,2	0,8 ± 0,4	2,2 ± 0,6*, v
Дефекация	1,7 ± 0,6	0,9 ± 0,3	1,8 ± 0,4v
Примечание: *p < 0,05; **p < 0,01 в сравнении с эутиреоидными, vp < 0,05; vvp < 0,01 — с гипотиреоидными мышами

 

При исследовании условной реакции предпочтения места (УРПМ) при введении этанола гипертиреоидные мыши демонстрировали предпочтение светлого отсека, ассоциированного с введением этанола (0,5 г/кг, 58 % времени пребывания в светлом отсеке от общего времени), в то время как гипотиреоидные мыши, как и контрольные животные, не выявляли предпочтения темного и светлого отсеков установки (48–49 % времени пребывания в светлом отсеке).

Содержание дофамина, норадреналина и серотонина, а также их метаболитов в прилежащем ядре, стриатуме и медиальной префронтальной коре у самок мышей линии C3H-A и потомства Р1. В коре и гиппокампе мышей гипотиреоидной группы регистрировали снижение уровня серотонина (в стриатуме — замедление обмена, а в обонятельном бугорке даже его повышение без изменения скорости обмена), а в гипертиреоидной группе — преимущественно умеренное повышение синтеза дофамина в стриатуме, обонятельном бугорке и гиппокампе (табл. 3). У потомства Р1 достоверных различий в уровнях дофамина, нор адре налина и серотонина, а также их метаболитов в прилежащем ядре, стриатуме и медиальной префронтальной коре у самок мышей не получено.

 

Таблица 3. Содержание моноаминов (нг/мг ткани) в структурах мозга у самок мышей линии C3H-A при медикаментозно измененном тиреоидном статусе

Показатель, нг/мг	Кора	Стриатум	Обонятельный бугорок	Гиппокамп
Гипертиреоз
ДА	0,199 ± 0,029	5,452 ± 0,407*#	2,348 ± 0,621*#	8,328 ± 0,263*#
ДОФУК	0,044 ± 0,019	0,699 ± 0,088	0,837 ± 0,115	0,854 ± 0,183
ГВК	0,059 ± 0,006*##	0,488 ± 0,087	0,308 ± 0,068	0,219 ± 0,035
НА	0,197 ± 0,086	0,367 ± 0,071**#	0,862 ± 0,167*##	0,811 ± 0,081
5-HT	1,984 ± 0,043#	2,126 ± 0,038	1,174 ± 0,051	2,075 ± 0,328#
5-ГИУК	2,611 ± 0,175#	5,214 ± 0,231#	7,071 ± 0,852	7,423 ± 0,598#
Гипотиреоз
ДА	0,051 ± 0,09	9,075 ± 0,480	5,928 ± 0,811	4,411 ± 0,393
ДОФУК	0,034 ± 0,116	0,717 ± 0,105	0,765 ± 0,231	0,522 ± 0,234
ГВК	0,015 ± 0,004*	0,601 ± 0,055	0,305 ± 0,068	0,085 ± 0,029*
НА	0,148 ± 0,026	0,096 ± 0,034	0,153 ± 0,088	0,754 ± 0,090
5-HT	1,217 ± 0,263*	2,439 ± 0,169	3,059 ± 1,209*	1,173 ± 0,148*
5-ГИУК	1,419 ± 0,140*	2,130 ± 0,241*	5,266 ± 0,959	3,262 ± 0,348*
Контроль
ДА	0,051 ± 0,011	8,182 ± 0,360	4,871 ± 0,461	5,016 ± 0,663
ДОФУК	0,027 ± 0,098	0,549 ± 0,088	0,783 ± 0,142	0,541 ± 0,094
ГВК	0,039 ± 0,010	0,428 ± 0,102	0,308 ± 0,068	0,203 ± 0,076
НА	0,271 ± 0,012	0,109 ± 0,078	0,304 ± 0,064	0,631 ± 0,1091
5-HT	1,948 ± 0,026	2,296 ± 0,271	1,660 ± 0,178	1,704 ± 0,209
5-ГИУК	2,414 ± 0,263	4,639 ± 0,731	5,759 ± 0,933	6,880 ± 0,254
Примечание: *p < 0,05; **p < 0,01 в сравнении с эутиреоидными, #p < 0,05; ##p < 0,01 — с гипотиреоидными мышами

 

Результаты иммуногистохимического исследования. Изучение уровней экспрессии маркеров ангиогенеза (VEGF, PDGFR-α) и нейрогенеза (GFAP) в тканях головного мозга самок мышей линии С3Н-А с различным тиреоидным статусом на 40-й неделе эксперимента показало, что экспрессия VEGF коррелирует с уровнем тиреоидных гормонов: повышена при гипертиреозе и снижена при гипотиреозе в сравнении с контролем. В то же время экспрессия GFAP (глиального фибриллярного кислого белка) снижена при гипотиреозе в сравнении с контролем (табл. 4).

 

Таблица 4. Уровни экспрессии маркеров ангиогенеза и GFAP в головном мозге самок мышей линии С3Н-А с различным тиреоидным статусом на 40-й неделе эксперимента

Показатель	Эутиреоидные мыши (n = 7)		Гипотиреоидные мыши (n = 8)		Гипертиреоидные мыши (n = 11)
	уровень экспрессии, %		уровень экспрессии, %		уровень экспрессии, %
	неокортекс	гиппокамп СА1	неокортекс	гиппокамп СА1	неокортекс	гиппокамп СА1
VEGF	48,6 ± 32,3	44,3 ± 25,6	23,8 ± 18,0	26,3 ± 14,9	72,7 ± 19,1v	79,1 ± 19,3v
GFAP	20,9 ± 11,6	32,3 ± 18,9	9,3 ± 4,9	10,7 ± 6,2	30 ± 16,6v	38,8 ± 15,4v
PDGFR-α	5,0 ± 4,6	4,3 ± 4,2	26,9 ± 13,3*	27,5 ± 14,8*	5,9 ± 3,6v	4,6 ± 4,5v
Примечание: *p < 0,05 в сравнении с эутиреоидными, vp < 0,05 — с гипотиреоидными мышами

 

Более демонстративно это видно на гистологических срезах (рис. 3).

 

Рис. 3. Гиперэкспрессия GFAP в ткани гиппокампа (a); экспрессия PDGF в ткани гиппокампа (б); экспрессия VEGF в коре головного мозга, ув. ×200 (в); экспрессия VEGF в гиппокампе, ув. ×400 (г). Окраска авидином и биотином

 

Электронная микроскопия коры головного мозга мышей линии С3Н-А с индуцированным гипертиреозом в течение 3 недель. В коре головного мозга мышей линии С3Н-А с индуцированным гипертиреозом после 3 недель введения L-тироксина отчетливо определялись митохондрии — резко увеличенные, отечные, в виде «теннисной ракетки», «гантели», с очагами деструкции и гипертрофии, что является признаком оксидативного стресса (рис. 4, а, б). Обращает на себя внимание огромное количество мультивезикулярных телец вместе с гранулами липофусцина и гемосидерина, что является признаком возрастной дегенерации, истощения и оксидативного стресса (рис. 4, в, г).

 

Рис. 4. Электронная микроскопия коры головного мозга мышей линии С3Н-А с индуцированным гипертире озом в течение 3 недель: а, б — гигантские митохондрии в дендритах нейронов, имеющие вид ракетки (а, ув. ×6000) либо гантели (б, ув. ×10 000); в — бифуркация дендрита нормохромного нейрона. В этой части нейрона содержится много полирибосом и мультивезикулярные тельца (ув. ×15 000); г — начальный участок апикального дендрита нормо хромного нейрона, содержащий липидные и липофусциновые гранулы (ув. ×5000); д — миелиновые волокна с изме ненными осевыми цилиндрами и нарушениями миелиновой оболочки (ув. ×8000); е — синапс с разрушенным пресинаптическим окончанием с одной стороны, с очень плотным утолщением в области синаптического контакта и мелкими слипшимися разрушенными синаптическими везикулами с другой стороны от щели (ув. ×4000)

 

Также наблюдали истончение и деградацию миелиновой оболочки (рис. 4, д). Большинство аксональных терминалей содержат большое количество синаптических везикул, которые либо сконцентрированы вблизи активной зоны синапса, либо равномерно распределены по всей площади профиля, что может указывать на распространенный по всей коре процесс затруднения нервного проведения. Имеются единичные случаи формирования «ложных» синапсов (рис. 4, е).

Следовательно, по данным электронной микроскопии имеются признаки оксидативного стресса, повышенной белоксинтетической функции нейронов и глии; косвенные признаки нарушения нейронной проводимости.

Электронная микроскопия коры головного мозга мышей линии С3Н-А с индуцированным гипотиреозом в течение 3 недель. В коре головного мозга мышей линии С3Н-А с индуцированным гипотиреозом в течение 3 недель наблюдается тенденция к большому содержанию органелл в олигодендроцитах, признаки аутолитических процессов: митохондрии с очагами деструкции в виде вакуоли, деструкция (нарушение) цитоскелета (рис. 5).

 

Рис. 5. Электронная микроскопия коры головного мозга мышей линии С3Н-А с индуцированным гипотиреозом в течение 3 недель: а — нормохромный нейрон с умеренной деструкцией комплекса Гольджи и резко расширенными прозрачными канальцами эндоплазматического ретикулума. Митохондрии нормальной структуры, располагающиеся как в цитоплазме, так и в дендрите и контактирующие с цитолеммой (ув. ×8000); б — нормохромный нейрон с митохондрией неправильной формы (ув. ×8000); в — нормохромный нейрон в контакте с олигодендроцитом (слева). В нейроне гетерохроматин ядра распределен типичным образом, в цитоплазме умеренно измененные митохондрии. В области контакта нейрона с олигодендроцитами — синцитиальные перфорации (ув. ×8000); г — гиперхромный нейрон с необратимыми изменениями. В ядре нейрона определяется гипертрофированное ядрышко. Вблизи ядра, имеющего инвагинации, наблюдаются выраженные изменения комплекса Гольджи (ув. ×5000); д — олигодендроциты с измененным рисунком хроматина в ядре и крупной фаголизосомой, заполненной органеллами (ув. ×5000); е — аксо-аксональный синапс с неоформленной синаптической щелью, с большим содержанием синаптических везикул в одной части и отсутствием их в другой (ув. ×25 000)

 

Следовательно, имеются признаки недостатка нейромедиации, нарушения проведения нервного импульса вследствие изменения структуры синапсов в виде снижения количества синаптических везикул и уплотнения зоны синаптического контакта, нарушения органелл в миелинсинтезирующих клетках, оксидативного стресса (аутолитические процессы митохондрий).

Обсуждение полученных результатов

В наших опытах показано, что при экспериментально вызванном гипо- или гипертиреозе существенно меняется поведение экспериментальных мышей линии С3Н-А, предрасположенных к гормонозависимым опухолям. Экспериментальный гипотиреоз, вызванный введением пропилтиоурацила, характеризуется осветлением окраса животных, замедлением общего обмена, снижением исследовательской активности и эмоциональности. Напротив, при гипертиреозе, вызванном введением повышенных доз L-тироксина, изменения носили противоположный характер: окрас животных был более темного тона, общий обмен у них повышался, в поведении отмечали гиперактивность и гипер-эмоциональность. Указанные изменения регистрировали как у взрослых животных, так и у потомства, рожденного от матерей с гипотиреозом. Нейрохимические изменения в головном мозге мышей при гипо- и гипертиреозе, оцененные по содержанию и обмену дофамина и серотонина в различных отделах головного мозга, были умеренными, в то время как экспрессия факторов ангиогенеза VEGF и GFAP в структурах головного мозга менялась более существенно. В частности, при гипотиреозе отмечено умеренное снижение синтеза серотонина в коре головного мозга и гиппокампе, а при гипертиреозе, напротив, повышение обмена дофамина в этих же структурах, что в целом укладывается в представления о повышении общего обмена при гипертиреозе. Экспрессия VEGF коррелировала с уровнем тиреоидных гормонов, повышаясь при гипертиреозе и снижаясь при гипотиреозе. Экспрессия GFAP (глиальный фибриллярный кислый белок) снижалась при гипотиреозе и не менялась при гипертиреозе. При ультраструктурных исследованиях коры головного мозга в нейронах отмечаются признаки усиления белоксинтезирующей активности. Выявлены изменения ядер в структуре и локализации гетерохроматина, найдено большое количество полирибосом в цитоплазме и канальцах эндоплазматического ретикулума, развитый комплекс Гольджи. В нейрональных клетках регистрировали также повышение количества митохондрий, и они иногда имели нечеткую структуру матрикса и крист. Ядра астроцитов отличались наличием ядрышкоподобных телец, контактирующих с карио леммой, а в их цитоплазме либо обнаруживалось небольшое количество органелл вблизи ядра, либо большая часть цитоплазмы имела дистрофические изменения. В большинстве олигодендроцитов также имелись признаки высокой функциональной активности, что характеризовалось высоким насыщением цитоплазмы необходимыми органеллами.

Таким образом, выявлено, что изменение уровня тиреоидных гормонов как у взрослых животных, так и у их потомства отражается во всех сферах функциональной активности животных: двигательной и исследовательской активности, эмоциональности, обмене серотонина и дофамина в структурах головного мозга, экспрессии факторов ангиогенеза VEGF и GFAP, наконец, многочисленными ультраструктурными изменениями в головном мозге мышей самок линии С3Н-А. Гипотиреоз во многом характеризовался изменениями, свойственными депрессантному поведению животных.

Депрессия — широко распространенное заболевание, приводящее к снижению качества жизни, социальной дезадаптации, длительной нетрудоспособности, нарушению семейных отношений и сопровождающееся суицидальным риском. Одной из наиболее социально значимых форм депрессии является послеродовая депрессия у женщин [14, 15, 22]. Уже с первых минут своего существования плод начинает бороться за выживание, оказывая мощное позитивное влияние на организм матери, изменяя гормональный баланс женщины и адаптируя ее к эффективному вынашиванию плода и родам [13, 18]. Хотя роды и являются физиологическим механизмом появления на свет млекопитающих, разрешение от родов приводит к резкой депривации позитивного, подкрепляющего влияния плода на организм матери и зачастую сопровождается функциональными расстройствами настроения и самочувствия, известными как послеродовая депрессия [6, 19, 25]. Патогенез депрессий активно изучается, но имеющиеся к настоящему времени данные не дают полной картины развития этого заболевания. Так, распространенная теория дофаминергической природы депрессии строится в основном на данных фармакологического анализа, свидетельствующих, что истощение серотонинергической и дофаминергической систем сопровождается депрессивным поведением, и, наоборот, препараты, стимулирующие накопление моноаминов в мозге, обладают выраженным антидепрессивным действием.

В настоящее время дефицит тиреоидных гормонов рассматривают как один из факторов, стимулирующих развитие депрессии [23, 24]. И это понятно. Ведь тиреоидные гормоны по геномному и негеномному механизмам, активируя более ста генов, регулируют множество процессов в организме, включая энергетический обмен, кальциевый гомеостаз, память и поведение. Одной из мишеней тиреоидных гормонов являются клетки нервной системы. Тиреоидные гормоны стимулируют пролиферацию и дифференцировку клеток мозга, экспрессию факторов роста, синтез белков внеклеточного матрикса и т. п. [12, 16, 17]. Поэтому изучение механизмов тиреоид-ассоциированных депрессий представляет собой актуальную задачу биологии и медицины.

Открытие и изучение постнатального нейрогенеза как реализации потенциала нейросекреторных клеток также вызвало переоценку целого ряда устоявшихся представлений, касающихся восстановительных процессов в ЦНС [17]. Тиреоидные гормоны, свободно проникая через гематоэнцефалический барьер, влияют на все этапы морфогенеза нейрональных клеток, включая миграцию и дифференцировку клеток. В экспериментальных работах на культурах клеток продемонстрирован широкий спектр действия йодотиронинов на основные типы нейральных тканей: усиление пролиферации клеток глиомы, изменение экспрессии генов миелина и белков внеклеточного матрикса, таких как ламинин и фибронектин, полимеризацию актина, экспрессию ростовых факторов (фактора роста фиброластов, сосудисто-эндотелиального фактора роста), миграцию глиальных клеток [12, 20].

На сегодняшний день вызывает особый интерес изучение тиреоидного статуса в связи с негеномными эффектами тиреоидных гормонов и полученными в эксперименте данными об их влиянии на нейральные ткани в целом. Также следует уделить внимание влиянию измененного тиреоидного статуса на функционирование ЦНС матери и новорожденного. Именно этим проблемам и посвящена настоящая статья, подтвердившая взаимосвязь между гипотиреоидным состоянием и склонностью к депрессантному поведению.

Выводы

1. Длительно протекающий гипо- и гипертиреоз характеризуется двигательными и эмоциональными нарушениями поведения у мышей линии С3Н-А начиная с 18-й недели эксперимента с преимущественным увеличением количественных показателей всех компонентов исследовательской активности и груминга у гипертиреоидных мышей и нарушением исследовательской активности (снижение норкового рефлекса) у гипотиреоидных животных. По мере удлинения эксперимента (до 40 недель) нарушения поведения становились более заметными.
2. Длительно протекающий гипо- и гипертиреоз характеризуется умеренным изменением активности моноаминергической (дофаминергической и серотонинергической) системы головного мозга мышей С3Н-А. Гипертиреоз способствовал достоверному повышению уровня дофамина (гиппокамп, стриатум, обонятельный бугорок) в головном мозге, в то время как у гипотиреоидных мышей отмечали только снижение уровня и обмена серотонина преимущественно в гиппокампе и коре.
3. Изменение тиреоидного статуса мышей С3Н-А (гипо- и гипертиреоз) разнонаправленно влияет на экспрессию факторов нейрогенеза и ангиогенеза. При гипотиреозе снижается преимущественно экспрессия GFAP и VEGF с повышением экспрессии PDGFR-α в гиппокампе и неокортексе, а при гипертиреозе, напротив, повышается экспрессия GFAP и VEGF с понижением экспрессии PDGFR-α в тех же структурах.
4. В коре головного мозга мышей С3Н-А при гипертиреозе наблюдаются стойкие структурные признаки усиления белоксинтезирующей активности в цитоплазме, что проявляется снижением плотности гетерохроматина в ядре, увеличением числа полирибосом и гипертрофии комплекса Гольджи. Одновременно имелись умеренные признаки деструкции миелиновых волокон и нарушения в аксошипиковых синапсах, капилляростаз и признаки дистрофических изменений эндо телиоцитов и периваскулярного пространства. При гипотиреозе нарушения в большей степени касались миелиновых волокон, шипикового аппарата при умеренных изменениях пресинаптических терминалей.

About the authors

Elena V. Kozyrko

Institute of Experimental Medicine

Author for correspondence.
Email: lenochka525@gmail.com

Fellow, S.V. Anichkov Department of Neuropharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

Ruslan I. Glushakov

S.M. Kirov Military Medical Academy

Email: glushakovruslan@gmail.com

PhD, Scientific Researcher, Department of Obstetrics and Gynecology

Russian Federation, Saint Petersburg

Petr D. Shabanov

Institute of Experimental Medicine

Email: pdshabanov@mail.ru

Dr. Med. Sci., Professor, Head, S.V. Anichkov Department of Neuropharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

References