ПОКАЗАНО ЛИ ОПРЕДЕЛЕНИЕ CHLAMYDIA TRACHOMATIS В МАТОЧНЫХ ТРУБАХ ПРИ ОПЕРАЦИЯХ ПО ПОВОДУ ТРУБНОЙ БЕРЕМЕННОСТИ


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Цель исследования. Обоснование интраоперационной терапии у пациенток с трубной беременностью, направленной на снижение частоты и выраженности спайкообразования органов малого таза. Материал и методы исследования. 121 женщина с трубной беременностью (основная группа) и 24 пациентки группы сравнения с бесплодием. Пациенткам с трубной беременностью проведена идентификация Chlamydia trachomatis, Neisseria spp. и gonorrhoeae, Ureaplasma urealyticum, Mycoplasma hominis, Mycoplasma genitalium, Trichomonas vaginalis путем ПЦР-диагностики биоптатов шейки матки и маточных труб. В первой подгруппе основной группы (n=28) вводился сумамед (азитромицин) интраоперационно и в послеоперационном периоде с созданием условий гидрофлотации интраоперационно. Во II подгруппе (n=26) кроме сумамеда вводился гель Intercoat в брюшную полость. В III подгруппе (n=37) использовался интраоперационно цефтриаксон с созданием эффекта гидрофлотации. В IVподгруппе (n=30) помимо введения цефтриаксона вводился гель в брюшную полость. Повторные эндоскопические операции произведены через 6—12 недель — в I подгруппе у 17 пациенток, во II — у 13, в III — у 33, в IV — у 15. У пациенток основной группы определяли иммуноглобулины класса G, А, М к Chlamydia trachomatis, G к главному белку наружной мембраны (МОМР), G к белку теплового шока (Pgp3). Результаты исследования. Наиболее часто определялась Ureaplasma urealyticum (до 27,27%); Mycoplasma hominis — до 4,96% в брюшной полости. Остальные возбудители — от 0 до 5,79%. Наиболее часто диагностируемыми антителами к Chlamydia trachomatis у больных с трубной беременностью являются антитела к МОМР и Рgp3 (73,55%), менее значимыми — А и G (63,64 и 51,24%). Характерным для трубной беременности является сочетание антител А и к МОМР и Рgp3 (63,64%). В I подгруппе степень спаечного процесса при second-look-лапароскопии составила 7(5; 10), во II — 4 (4; 5), в III — 18 (15; 21), в IV — 14 (12; 18,5). Различия между подгруппами статистически значимые (р<0,01), кроме различий между III и IV подгруппами. Заключение. Нецелесообразно проводить забор материала на исследование различных инфектов методом ПЦР в верхних отделах генитального тракта во время операций по поводу трубной беременности. Для предупреждения спаечной болезни после оперативного вмешательства по поводу трубной беременности эффективным является интраоперационное внутривенное использование сумамеда с введением геля Intercoat в брюшную полость, что приводит к снижению выраженности спаечного процесса с 18 баллов при использовании гидрофлотации с цефалоспоринами до 4 баллов (р<0,01) по шкале аднексальных спаек Американского общества фертильности и может способствовать сохранению репродуктивной функции пациенток.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Светлана Олеговна ДУБРОВИНА

ФГБУ Ростовский научно-исследовательский институт акушерства и педиатрии Минздрава России

Email: s.dubrovina@gmail.com
доктор медицинских наук, главный научный сотрудник 344018, Россия, Ростов-на-Дону, ул. Мечникова, д. 43

Виктория Юрьевна ЛЕСОВАЯ

ФГБУ Ростовский научно-исследовательский институт акушерства и педиатрии Минздрава России

Email: s.dubrovina@gmail.com
кандидат медицинских наук, младший научный сотрудник 344018, Россия, Ростов-на-Дону, ул. Мечникова, д. 43

Список литературы

  1. Diamond M.P. An overview of postoperative healing and adhesion development. Infert. Reprod. Med. Clin. North Am. 2003; 14: 387-90.
  2. Haggerty C.L., Schulz R., Ness R.B. Lower quality of life among women with chronic pelvic pain after pelvic inflammatory disease. Obstet. Gyne-col. 2003; 102: 934-9.
  3. Crossman S.H. The challenge of pelvic inflammatory disease. Am. Fam. Physician. 2006; 73: 859-64.
  4. Ross J., Judlin P. 2012 European guideline for the management of pelvic inflammatory disease. June 2012. Proposed date for review: June 2015.
  5. Joki-Korpela P., Sahrakorpi N., Halttunen M., Surcel H.M., Paavonen J., Tiitinen A. The role of Chlamydia trachomatis infection in male infertility. Fertil. Steril. 2009; 91(4, Suppl.): 1448-50.
  6. Gérard H.C., Branigan P.J., Balsara G. R., Minassian S.S., Hudson A.P. Viability of Chlamydia trachomatis in fallopian tubes of patients with ectopic pregnancy. Fertil. Steril. 1998; 70(5): 945-8.
  7. Rizzo A., Spedicato M., Mutinati M., Minoia G., Angioni S., Jirillo F. et al. Peritoneal adhesions in human and veterinary medicine: from pathogenesis to therapy. A review. Immunopharmacol. Immunotoxicol. 2010; 32(3): 481-94.
  8. Saed G.M., Jiang Z., Diamond M.P., Abu-Soud H.M. The role of myeloperoxidase in the pathogenesis of postoperative adhesions. Wound Repair Regen. 2009; 17(4): 531-9.
  9. Imai A., Suzuki N. Topical non-barrier agents for postoperative adhesion prevention in animal models. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 2010; 149: 131-5.
  10. Lundorff P., Donnez J., Korell M., Audebert A.J., Block K., diZerega G.S. Clinical evaluation of a viscoelastic gel for reduction of adhesions following gynecological surgery by laparoscopy in Europe. Hum. Reprod. 2005; 20(2): 514-20.
  11. Young P., Johns A., Templeman C., Witz C., Webster B., Ferland R. et al. Reduction of post-operative adhesions after laparoscopic gynecological surgery wuth Oxiplex/AP gel: a pilot study. Fertil. Steril. 2005; 84(5): 1450-6.
  12. Aysan Е., Bektas Н., Ersoz F., Sari S., Huq G. Effects of contractubex on the prevention of postoperative peritoneal adhesion. J. Surg. Res. 2010; 164(2): 193-7.
  13. Davey A.K., Maher P.J. Surgical adhesions: a timely update, a great challenge for the future. J. Minim. Invasive Gynecol. 2007; 14(1): 15-21.
  14. Senthilkumar M.P., Dreyer J.S. Peritoneal adhesions: pathogenesis, assessment and effects. Trop. Gastroenterol. 2006; 27(1): 11-8.
  15. Baczynska A., Funch P., Fedder J., Knudsen H.J., Birkelund S., Christiansen G. Morphology of human Fallopian tubes after infection with Mycoplasma genitalium and Mycoplasma hominis—in vitro organ culture study. Hum. Reprod. 2007; 22(4): 968-79.
  16. Costoya А., Morales F., Borda P., Vargas R., Fuhrer J., Salgado N. et al. Mycoplasmateceae species are not found in Fallopian tubes of women with tubo-peritoneal infertility. Braz. J. Infect. Dis. 2012; 16(3): 273-8.
  17. Doh K., Barton P.T., Korneeva I., Perni S.C., Bongiovanni A.M., Tuttle S.L. et al. Differential vaginal expression of interleukin-1 system cytokines in the presence of Mycoplasma hominis and Ureaplasma urealyticum in pregnant women. Infect. Dis. Obstet. Gynecol. 2004; 12(2): 79-85.
  18. Pellati D., Mylonakis I., Bertoloni G., Fiore C., Andrisani A., Ambrosini G., Armanini D. Genital tract infections and infertility. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 2008; 140: 3-11.
  19. Molano M., Meijer C.J., Weiderpass E., Arslan A., Posso H., Franceschi S. et al. The natural course of Chlamydia trachomatis infection in asymptomatic Colombian women: a 5-year follow-upstudy. J. Infect. Dis. 2005; 191: 907-16.
  20. Dietrich W., Rath M., Stanek G., Apfalter P., Huber J.C., Tempfer C. Multiple site sampling does not increase the sensitivity of Chlamydia trachomatis detection in infertility patients. Fertil. Steril. 2010; 93(1): 68-71.Paukku M., Kilpikari R., Puolakkainen M., Oksanen H., Apter D., Paavonen J. Criteria for selective screening for Chlamydia trachomatis. Sex. Transm. Dis. 2003; 30: 120-3.
  21. Rabenau H.F., Köhler E., Peters M., Doerr H.W., Weber B. Low correlation of serology with detection of Chlamydia trachomatis by ligase chain reaction and antigen EIA. Infection. 2000; 28: 97-102.
  22. Debattista J., Timms P., Allan J. Immunopathogenesis of Chlamydia trachomatis infections in women. Fertil. Steril. 2003; 79(6): 1273-87.
  23. Den Hartog J.E., Land J.A., Stassen F.R., Kessels A.G., Bruggeman C.A. Serological markers of persistent C. trachomatis infections in women with tubal factor subfertility. Hum. Reprod. 2005; 20(4): 986-90.
  24. Land J.A., Gijsen A.P., Kessels A.G., Slobbe M.E., Bruggeman C.A. Performance of five serological Chlamydia antibody test in subfertile women. Hum. Reprod. 2003; 18(12): 2621-7.
  25. Perquin D.A., Beersma M.F., Crean A.J., Helmerhorst F.M. The value of C. trachomatis - specific IgG antibody testing and hysterosalpingography for predicting tubal pathology and occurrence of pregnancy. Fertil. Steril. 2007; 88(1): 224-6.
  26. Kari L., Whitmire W.M., Crane D.D., Reveneau N., Carlson J.H., Goheen M.M. et al. Chlamydia trachomatis native major outer membrane protein induces partial protection in nonhuman primates: implication for a trachoma transmission-blocking vaccine. J. Immunol. 2009; 182(12): 8063-70.
  27. Pal S., Peterson E.M., de la Maza L.M. Vaccination with the Chlamydia trachomatis major outer membrane protein can elicit an immune response as protective as that resulting from inoculation with live bacteria. Infect. Immun. 2005; 73: 8153-60.
  28. Bjartling C., Osser S., Persson K. Deoxyribonucleic acid of C. trachomatis in fresh tissue from the fallopian tubes of patients with ectopic pregnancy. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 2007; 134: 95-100.
  29. Bothin C., Midtvedt T., Perbeck L. Orally delivered antibiotics which lower bacterial numbers decrease experimental intraabdominal adhesions. Langerbecks Arch. Surg. 2003; 388: 112-5.
  30. Zong X., Li S., Chen E., Garlick B., Kim K.S., Fang D. et al. Prevention of postsurgery-induced abdominal adhesions by electrospun bioabsorbable nanofibrous Poly(lactide-coglycide)-based membranes. Ann. Surg. 2004; 240: 910-5.
  31. Nappi C., Sardo A., Greco E., Guida M., Bettocchi S., Bifulco G. Prevention of adhesions in gynaecological endoscopy. Hum. Reprod. Update. 2007; 13(4): 379-94.
  32. Wiseman D.M., Trout J.R., Diamond M.P. The rates of adhesion development and the effects of crystalloid solutions on the adhesion development in pelvic surgery. Fertil. Steril. 1998; 70: 702-11.
  33. Sutton C., Minelli L., Garcia E., Korell M., Pouly J.L., Pados G. et al. Use of icodextrin 4% solution in the reduction of adhesion formation after gynaecological surgery. Gynecol. Surg. 2005; 2(4): 287-96.
  34. Di Zerega G.S., Campeau J.D. Peritoneal repair and post-surgical adhesion formation. Hum. Reprod. Update. 2001; 7: 547—55.
  35. Koninckx P.R., Molinas R., Binda M.M. Профилактика послеоперационных спаек. Проблемы репродукции. 2009; 3: 26-35.
  36. Patton D.L., Moor D.E., Spadoni L.R., Soules M.R., Halbert S.A., Wang S.P. A comparison of fallopian tube’s response to overt and silent salpingitis. Obstet. Gynecol. 1989; 73(4): 622-33.
  37. Белянова Э.А., Соколова Ю.А., Лукач А.А., Полянин Д.В., Ольховикова С.В., Григорьева Д.Н., Самойлова Ю.П. Применение антиспаечных барьеров для предотвращения и лечения спаечного процесса у женщин с эктопической беременностью. Проблема репродукции. 2011; Специальный выпуск: 172-3.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© ООО «Бионика Медиа», 2013