Роль липидомных исследований в репродукции человека и исходах программ лечения бесплодия методами вспомогательных репродуктивных технологий


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Липиды и липофильные микроэлементы вызывают все больший интерес как потенциальные неинвазивные предиктивные молекулы результатов экстракорпорального оплодотворения. Их анти-оксидантная и/или провоспалительная активность оказывает влияние на женскую и мужскую репродуктивные функции. Поскольку причины нарушения фертильности могут быть связаны с метаболическим дисбалансом, метаболомика может быть использована в репродуктивной медицине для выявления и количественного определения низкомолекулярных метаболитов в фолликулярной жидкости и в половых клетках пар, проходящих лечение методами вспомогательных репродуктивных технологий. Изучение влияния липидов на исходы вспомогательных репродуктивных технологий с целью коррекции нарушений липидного обмена поможет улучшить показатели живорождения. Проведен систематический анализ данных отечественных и зарубежный статей, найденных в PubMed (http://pubmed.ncbi.nim.nih.gov) и опубликованных за последние 5лет. В статье представлены данные исследований по изучению липидома фолликулярной жидкости, сперматозоидов и семенной плазмы, плазмы крови пар и возможные перспективы исследований в программах вспомогательных репродуктивных технологий. Заключение: Несмотря на объем проведенных актуальных исследований, остается открытым вопрос сочетанного взаимного влияния липидного профиля женских и мужских гамет и крови пациентов на показатели оо-, спермато- и эмбриогенеза и, соответственно на исходы программ вспомогательных репродуктивных технологий. Необходимо проведение дальнейших исследований по изучению липидома с целью предикции результатов лечения методами вспомогательных репродуктивных технологий и разработке возможных вмешательств по коррекции липидомного состава.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Юлия Алексеевна Фортыгина

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России

Email: yu_fortygina@oparina4.ru
аспирант

Наталья Петровна Макарова

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России

Email: np_makarova@oparina4.ru
д.б.н., в.н.с. отделения вспомогательных технологий в лечении бесплодия им. профессора Б.В. Леонова

Оксана Сергеевна Непша

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России

Email: o_nepsha@oparina4.ru
к.б.н., н.с. отделения вспомогательных технологий в лечении бесплодия им. профессора Б.В. Леонова

Наталия Николаевна Лобанова

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России

Email: n_lobanova@oparina4.ru
м.н.с. отделения вспомогательных репродуктивных технологий в лечении бесплодия им. профессора Б.В. Леонова

Елена Анатольевна Калинина

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова» Минздрава России

Email: e_kalinina@oparina4.ru
д.м.н, профессор, заведующая отделением вспомогательных технологий в лечении бесплодия им. профессора Б.В. Леонова

Список литературы

  1. Batushansky A., Zacharia A., Shehadeh A., Bruck-Haimson R., Saidemberg D., Kogan N.M. et al. A shift in glycerolipid metabolism defines the follicular fluid of ivf patients with unexplained infertility. Biomolecules. 2020; 10(8): 1135. https://dx.doi.org/10.3390/biom10081135.
  2. Shehadeh A., Bruck-Haimson R., Saidemberg D., Zacharia A., Herzberg S., Ben-Meir A., Moussaieff A. A shift in follicular fluid from triacylglycerols to membrane lipids is associated with positive pregnancy outcome. FASEB J. 2019; 33(9): 10291-9. https://dx.doi.org/10.1096/fj.201900318RR.
  3. Johnson A.A., Stolzing A. The role of lipid metabolism in aging, lifespan regulation, and age-related disease. Aging Cell. 2019; ; 18(6): e13048. https://dx.doi.org/10.1111/acel.13048.
  4. Zullig T., Trotzmuller M., Kofeler H.C. Lipidomics from sample preparation to data analysis: a primer. Anal. Bioanal. Chem. 2020; 412(10): 2191-209. https://dx.doi.org/10.1007/s00216-019-02241-y.
  5. Revelli A., Delle Piane L., Casano S., Molinari E., Massobrio M., Rinaudo P. Follicular fluid content and oocyte quality: from single biochemical markers to metabolomics. Reprod. Biol. Endocrinol. 2009; 7(4): 40. https://dx.doi.org/10.1186/1477-7827-7-40.
  6. Zhang X.,, Wang T., Song J., Deng J., Sun Z. Study on follicular fluid metabolomics components at different ages based on lipid metabolism. Reprod. Biol. Endocrinol. 2020; 18(1): 42. https://dx.doi.org/10.1186/s12958-020-00599-8.
  7. Uzbekova S., Bertevello P. S., Dalbies-Tran R., Elis S., Lab as V., Monget P., Teixeira-Gomes A.P. Metabolic exchanges between the oocyte and its environment: focus on lipids. Reprod. Fertil. Dev. 2022; 34(2): 1-26. https://dx.doi.org/10.1071/RD21249.
  8. Babayev E., Duncan F.E. Age-associated changes in cumulus cells and follicular fluid: the local oocyte microenvironment as a determinant of gamete quality. Biol. Reprod. 2022; 106(2): 351-65. https://dx.doi.org/10.1093/biolre/ioab241.
  9. Zarezadeh R., Mehdizadeh A., Leroy J.L.M.R., Nouri M., Fayezi S., Darabi M. Action mechanisms of n-3 polyunsaturated fatty acids on the oocyte maturation and developmental competence: Potential advantages and disadvantages. J. Cell. Physiol. 2019; 234(2): 1016-29. https://dx.doi.org/10.1002/jcp.27101.
  10. Бурдули А.Г., Кициловская Н.А., Сухова Ю.В., Ведихина И.А., Иванец Т.Ю., Чаговец В.В., Стародубцева Н.Л., Франкевич В.Е. Фолликулярная жидкость и исходы программвспомогательных репродуктивных технологий (обзор литературы). Гинекология. 2019; 21(6): 36-40.
  11. Ruiz-Sanz J.I., Perez-Ruiz I., Meijide S., Ferrando M., Larreategui Z., Ruiz-Larrea M.B. Lower follicular n-3 polyunsaturated fatty acid levels are associated with a better response to ovarian stimulation. J. Assist. Reprod. Genet. 2019; 36(3): 473-82. https://dx.doi.org/10.1007/s10815-018-1384-1.
  12. Cordeiro F.B., Montani D.A., Pilau E.J., Gozzo F.C., Fraietta R., Turco E.G.L. Ovarian environment aging: follicular fluid lipidomic and related metabolic pathways. J. Assist. Reprod. Genet. 2018; 35(8): 1385-93. https://dx.doi.org/10.1007/s10815-018-1259-5.
  13. Mirabi P., Chaichi M.J., Esmaeilzadeh S., Jorsaraei S.G.A., Bijani A., Ehsani M. Does different BMI influence oocyte and embryo quality by inducing fatty acid in follicular fluid? Taiwan. J. Obstet. Gynecol. 2017; 56(2): 159-64. https://dx.doi.org/10.1016/j.tjog.2016.11.005.
  14. Montani D.A., Braga D.P.A.F., Borges E. Jr, Camargo M., Cordeiro F.B., Pilau E.J. et al. Understanding mechanisms of oocyte development by follicular fluid lipidomics. J. Assist. Reprod. Genet. 2019; 36(5): 1003-11. https://dx.doi.org/10.1007/s10815-019-01428-7.
  15. Luti S., Fiaschi T., Magherini F., Modesti P.A., Piomboni P., Governini L. et al. Relationship between the metabolic and lipid profile in follicular fluid of women undergoing in vitro fertilization. Mol. Reprod. Dev. 2020; 87(9): 986-97. https://dx.doi.org/10.1002/mrd.23415.
  16. Liu Y., Tilleman K., Vlaeminck B., Gervais R., Chouinard P.Y., De Sutter P., Fievez V. The fatty acid composition in follicles is related to the developmental potential of oocytes up to the blastocyst stage: a single-centre cohort study. Reprod. Biol. Endocrinol. 2022; 20(1): 107. https://dx.doi.org/10.1186/s12958-022-00974-7.
  17. Ruebel M.L., Piccolo B.D., Mercer K.E., Pack L., Moutos D., Shankar K., Andres A. Obesity leads to distinct metabolomic signatures in follicular fluid of women undergoing in vitro fertilization. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2019; 316(3): E383-96. https://dx.doi.org/10.1152/ajpendo.00401.2018.
  18. Bou Nemer L., Shi H., Carr B.R., Word R.A., Bukulmez O. Effect of body weight on metabolic hormones and fatty acid metabolism in follicular fluid of women undergoing in vitro fertilization: A pilot study. Reprod. Sci. 2019; 26(3): 404-11. https://dx.doi.org/10.1177/1933719118776787.
  19. Ndnez Calonge R., Guijarro J.A., Andres C., Cortes S., Saladino M., Caballero P., Kireev R. Relationships between lipids levels in blood plasma, follicular fluid and seminal plasma with ovarian response and sperm concentration regardless of age and body mass index. Rev. Int. Androl. 2022; 20(3): 178-88. https://dx.doi.org/10.1016/j.androl.2021.02.004.
  20. Song J., Xiang S., Pang C., Guo J., Sun Z. Metabolomic alternations of follicular fluid of obese women undergoing in-vitro fertilization treatment. Sci. Rep. 2020; 10(1): :5968. https://dx.doi.org/10.1038/s41598-020-62975-z.
  21. Khan R., Jiang X., Hameed U., Shi Q. Role of Lipid metabolism and signaling in mammalian oocyte maturation, quality, and acquisition of competence. Front. Cell Dev. Biol. 2021; 9: 639704. https://dx.doi.org/10.3389/fcell.2021.639704.
  22. da Costa L. do V.T., Cordeiro F.B., Rochetti R., M. Murgu M., D. Zylbersztejn D., Cedenho A. et al. Follicular fluid lipidomics reveals lipid alterations by LH addition during IVF cycles. Metabolomics. 2017; 13(6): 70.
  23. Wang S., Wang J., Jiang Y., Jiang W. Association between blood lipid level and embryo quality during in vitro fertilization. Medicine (Baltimore). 2020; 99(13): e19665. https://dx.doi.org/10.1097/MD.0000000000019665.
  24. Cai W.Y., Luo X., Chen E., Lv H., Fu K., Wu X.K., Xu J. Serum lipid levels and treatment outcomes in women undergoing assisted reproduction: a retrospective cohort study. Front. Endocrinol. (Lausanne). 2021; 12: 633766. https://dx.doi.org/10.3389/fendo.2021.633766.
  25. Wang J., Zheng W., Zhang S., Yan K., Jin M., Hu H. et al. An increase of phosphatidylcholines in follicular fluid implies attenuation of embryo quality on day 3 post-fertilization. BMC Biol. 2021; 19(1): 200. https://dx.doi.org/10.1186/s12915-021-01118-w.
  26. Rivera-Egea R., Garrido N., Sota N., Meseguer M., Remohi J., Dominguez F. Sperm lipidic profiles differ significantly between ejaculates resulting in pregnancy or not following intracytoplasmic sperm injection. J. Assist. Reprod. Genet. 2018; 35(11): 1973-85. https://dx.doi.org/10.1007/s10815-018-1284-4.
  27. Chen S., Wang M., Li L., Wang J., Ma X., Zhang H. et al. High-coverage targeted lipidomics revealed dramatic lipid compositional changes in asthenozoospermic spermatozoa and inverse correlation of ganglioside GM3 with sperm motility. Reprod. Biol. Endocrinol. 2021; 19(1): 105. https://dx.doi.org/10.1186/s12958-021-00792-3.
  28. Mirabi P., Chaichi M.J., Esmaeilzadeh S., AH Jorsaraei S.G., Bijani A., Ehsani M., Hashemi Karooee S.F. The role of fatty acids on ICSI outcomes: a prospective cohort study. Lipids Health Dis. 2017; 16(1): 18. https://dx.doi.org/10.1186/s12944-016-0396-z.
  29. Гусякова О.А., Мурский С.И., Тукманов Г.В., Комарова М.В. Особенности метаболического состава спермальной плазмы при различных морфофункциональных патологиях эякулята. Клиническая лабораторная диагностика. 2019; 64(8): 469-76. https://dx.doi.org/10.18821/0869-2084-2019-64-8-469-476.
  30. Crisostomo L., Videira R.A., Jarak I., Starcevic K., Masek T., Rato L. et al. Diet during early life defines testicular lipid content and sperm quality in adulthood. Am. J. Physiol. Metab. 2020; 319(6): E1061-73. https://dx.doi.org/10.1152/ajpendo.00235.2020.
  31. Iizuka-Hishikawa Y., Hishikawa D., Sasaki J., Takubo K., Goto M., Nagata K. et al. Lysophosphatidic acid acyltransferase 3 tunes the membrane status of germ cells by incorporating docosahexaenoic acid during spermatogenesis. J. Biol. Chem. 2017; 292(29): 12065-76. https://dx.doi.org/10.1074/jbc.M117.791277.
  32. Evans H.C., Dinh T.T.N., Hardcastle M.L., Gilmore A.A., Ugur M.R., Hitit M. et al. Advancing semen evaluation using lipidomics. Front. Vet. Sci. 2021; 8: 601794. https://dx.doi.org/10.3389/fvets.2021.601794.
  33. Furse S., Watkins A.J., Williams H.E.L., Snowden S.G., Chiarugi D., Koulman A. Paternal nutritional programming of lipid metabolism is propagated through sperm and seminal plasma. Metabolomics. 2022; 18(2): 13. https://dx.doi.org/10.1007/s11306-022-01869-9.
  34. Eid N., Morgan H.L., Watkins A.J. Paternal periconception metabolic health and offspring programming. Proc. Nutr. Soc. 2022; 81(2): 119-25. https://dx.doi.org/10.1017/S0029665121003736.
  35. Crisostomo L., Videira R.A., Jarak I., Starcevic K., Masek T., Rato L. et al. Inherited metabolic memory of high-fat diet impairs testicular fatty acid content and sperm parameters. Mol. Nutr. Food Res. 2022; 66(5): e2100680. https://dx.doi.org/10.1002/mnfr.202100680.
  36. Calonge R.N., Kireev R., Guijarro A., Cortes S., Carolina Andres C., Pedro Caballero P. Lipid dysregulation in seminal and follicular fluids could be related with male and female infertility. Endocrinol. Metab. Int. J. 2018; 6(1): 65-71.
  37. Shan S., Xu F., Hirschfeld M., Brenig B. Sperm lipid markers of male fertility in mammals. Int. J. Mol. Sci. 2021; 22(16): 8767. https://dx.doi.org/10.3390/ijms22168767.
  38. Collodel G., Castellini C., Lee J.C., Signorini C. Relevance of fatty acids to sperm maturation and quality. Oxid. Med. Cell. Longev. 2020; 5(5): 7038124. https://dx.doi.org/10.1155/2020/7038124.
  39. Lu J.C., Jing J., Yao Q., Fan K., Wang G.H., Feng R.X. et al. Relationship between lipids levels of serum and seminal plasma and semen parameters in 631 Chinese sub fertile men. PLoS One. 2016; 11(1): ) e014 6304. https://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0146304.
  40. Liu Y., Cheng H., Tiersch T.R. The role of alkalinization-induced Ca2+ influx in sperm motility activation of a viviparous fish Redtail Splitfin (Xenotoca eiseni). Biol. Reprod. 2018; 99(6): 1159-70. https://dx.doi.org/10.1093/biolre/ioy150.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© ООО «Бионика Медиа», 2022

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах