Разнообразие генов синтеза опинов и их продуктов у представителей различных таксонов

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Опины — низкомолекулярные органические вещества, которые встречаются у морских беспозвоночных, бактерий, некоторых растений и грибов. Такой необычный спектр организмов наводит на мысль о важности изучения и систематизации знаний о функциях этих соединений и генетическом контроле их метаболизма. В последние годы появились новые данные о растениях, содержащих гены синтеза опинов как результат горизонтального переноса генов от агробактерий. Данный обзор посвящен систематизации сведений о генах опин-синтаз, их продуктах и функциях последних.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Антон Дмитриевич Шапошников

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: st096319@student.spbu.ru

студент

Россия, Санкт-Петербург

Татьяна Валерьевна Матвеева

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: radishlet@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-8569-6665
SPIN-код: 3877-6598
Scopus Author ID: 7006494611

д-р биол. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Dessaux Y., Petit A., Tempe J. Chemistry and biochemistry of opines, chemical mediators of parasitism // Phytochemistry. 1993. Vol. 34, No. 1. P. 31–38. doi: 10.1016/S0031-9422(00)90778-7
  2. Владимиров И.А., Матвеева Т.В., Лутова Л.А. Гены биосинтеза и катаболизма опинов Agrobacterium tumefaciens и Agrobacterium rhizogenes // Генетика. 2015. Т. 51, № 2. С. 137–146. doi: 10.7868/S0016675815020162
  3. Matveeva T., Otten L. Opine biosynthesis in naturally transgenic plants: Genes and products // Phytochemistry. 2021. Vol. 189. ID112813. doi: 10.1016/j.phytochem.2021.112813
  4. Hockachka P.W., Hartline P.H., Fields J.H.A. Octopine as an end product of anaerobic glycolysis in the chambered nautilus // Science. 1977. Vol. 195, No. 4273. P. 72–74. doi: 10.1126/science.831256
  5. Harcet M., Perina D., Pleše B. Opine dehydrogenases in marine invertebrates // Biochem Genet. 2013. Vol. 51, No. 9–10. P. 666–676. doi: 10.1007/s10528-013-9596-7
  6. Flores-Mireles A.L., Eberhard A., Winans S.C. Agrobacterium tumefaciens can obtain sulphur from an opine that is synthesized by octopine synthase using S-methylmethionine as a substrate: A sulphur-containing opine // Mol Microbiol. 2012. Vol. 84, No. 5. P. 845–856. doi: 10.1111/j.1365-2958.2012.08061.x
  7. Hack E., Kemp J.D. Purification and characterization of the crown gall-specific enzyme, octopine synthase // Plant Physiol. 1980. Vol. 65, No. 5. P. 949–955. doi: 10.1104/pp.65.5.949
  8. Hall L.M., Schrimsher J.L., Taylor K.B. A new opine derived from nopaline // J Biol Chem. 1983. Vol. 258, No. 12. P. 7276–7279. doi: 10.1016/S0021-9258(18)32172-0
  9. Goldmann A. Octopine and nopaline dehydrogenases in crown-gall tumors // Plant Sci Lett. 1977. Vol. 10, No. 1. P. 49–58. doi: 10.1016/0304-4211(77)90049-9
  10. Davioud E., Petit A., Tate M.E., et al. Cucumopine — a new T-DNA-encoded opine in hairy root and crown gall // Phytochemistry. 1988. Vol. 27, No. 8. P. 2429–2433. doi: 10.1016/0031-9422(88)87007-9
  11. Isogai A., Fukuchi N., Hayashi M., et al. Structure of a new opine, mikimopine, in hairy root induced by Agrobacterium rhizogenes // Agric Biol Chem. 1988. Vol. 52, No. 12. P. 3235–3237. doi: 10.1080/00021369.1988.10869222
  12. Isogai A., Fukuchi N., Hayashi M., et al. Mikimopine, an opine in hairy roots of tobacco induced by Agrobacterium rhizogenes // Phytochemistry. 1990. Vol. 29, No. 10. P. 3131–3134. doi: 10.1016/0031-9422(90)80171-C
  13. Suzuki K., Tanaka N., Kamada H., Yamashita I. Mikimopine synthase (mis) gene on pRi1724 // Gene. 2001. Vol. 263, No. 1–2. P. 49–58. doi: 10.1016/S0378-1119(00)00578-3
  14. Chang C.-C., Chen C.-M. Evidence for the presence of N2-(1,3-dicarboxypropyl)-L-amino acids in crown-gall tumors induced by Agrobacterium tumefaciens strains 181 and EU6 // FEBS Letters. 1983. Vol. 162, No. 2. P. 432–435. doi: 10.1016/0014-5793(83)80802-3
  15. Chilton W.S., Tempé J., Matzke M., Chilton M.D. Succinamopine: a new crown gall opine // J Bacteriol. 1984. Vol. 157, No. 2. P. 357–362. doi: 10.1128/JB.157.2.357-362.1984
  16. Chilton W.S., Rinehart K.L., Chilton M.D. Structure and stereochemistry of succinamopine // Biochemistry. 1984. Vol. 23, No. 14. P. 3290–3297. doi: 10.1021/bi00309a027
  17. Blundy K.S., White J., Firmin J.L., Hepburn A.G. Characterisation of the T-region of the SAP-type Ti-plasmid pTiAT181: identification of a gene involved in SAP synthesis // Mol Gen Genet. 1986. Vol. 202, No. 1. P. 62–67. doi: 10.1007/BF00330518
  18. Chilton W.S., Hood E., Rinehart K.L. Jr, Chilton M.-D. L,L-Succinamopine: an epimeric crown gall opine // Phytochemistry. 1985. Vol. 24, No. 12. P. 2945–2948. doi: 10.1016/0031-9422(85)80032-7
  19. Chang C.-C., Chen C.-M., Adams B.R., Trost B.M. Leucinopine, a characteristic compound of some crown-gall tumors // PNAS USA. 1983. Vol. 80, No. 12. P. 3573–3576. doi: 10.1073/pnas.80.12.3573
  20. Chilton W.S., Hood E., Chilton M.-D. Absolute stereochemistry of leucinopine, a crown gall opine // Phytochemistry. 1985. Vol. 24, No. 2. P. 221–224. doi: 10.1016/S0031-9422(00)83523-2
  21. Tate M.E., Ellis J.G., Kerr A., et al. Agropine: A revised structure // Carbohydr Res. 1982. Vol. 104, No. 1. P. 105–120. doi: 10.1016/S0008-6215(00)82224-7
  22. Ellis J.G., Ryder M.H., Tate M.E. Agrobacterium tumefaciens TR-DNA encodes a pathway for agropine biosynthesis // Mol Gen Genet. 1984. Vol. 195, No. 3. P. 466–473. doi: 10.1007/BF00341448
  23. Dessaux Y., Guyon P., Farrand S.K., et al. Agrobacterium Ti and Ri plasmids specify enzymic lactonization of mannopine to agropine // Microbiology. 1986. Vol. 132, No. 9. P. 2549–2559. doi: 10.1099/00221287-132-9-2549
  24. Dransart V.-V., Petit A., Poncet C., et al. Novel Ti plasmids in Agrobacterium strains isolated from fig tree and chrysanthemum tumors and their opinelike molecules // Mol Plant Microbe Interact. 1995. Vol. 8, No. 2. P. 311–321. doi: 10.1094/mpmi-8-0311
  25. Shao S., Zhang X., van Heusden G.P.H., et al. Complete sequence of the tumor-inducing plasmid pTiChry5 from the hypervirulent Agrobacterium tumefaciens strain Chry5 // Plasmid. 2018. Vol. 96–97. P. 1–6. doi: 10.1016/j.plasmid.2018.02.001
  26. Ellis J.G., Murphy P.J. Four new opines from crown gall tumours — their detection and properties // Mol Gen Genet. 1981. Vol. 181, No. 1. P. 36–43. doi: 10.1007/BF00339002
  27. Petit A., David C., Dahl G.A., et al. Further extension of the opine concept: Plasmids in Agrobacterium rhizogenes cooperate for opine degradation // Mol Gen Genet. 1983. Vol. 190, No. 2. P. 204–214. doi: 10.1007/BF00330641
  28. Ryder M.H., Tate M.E., Jones G.P. Agrocinopine A, a tumor-inducing plasmid-coded enzyme product, is a phosphodiester of sucrose and L-arabinose // J Biol Chem. 1984. Vol. 259, No. 15. P. 9704–9710. doi: 10.1016/S0021-9258(17)42757-8
  29. Dessaux Y., Petit A., Farrand S.K., Murphy P.J. Opines and opine-like molecules involved in plant-Rhizobiaceae interactions. In: Spaink H.P., Kondorosi A., Hooykaas P.J.J., editors. The Rhizobiaceae. Dordrecht: Springer Netherlands, 1998. P. 173–197. doi: 10.1007/978-94-011-5060-6_9
  30. www.pubchem.ncbi.nlm.nih.gov [Электронный ресурс]. Explore chemistry [дата обращения: 10.06.2023]. Режим доступа: https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov
  31. Matveeva T.V., Otten L. Widespread occurrence of natural genetic transformation of plants by Agrobacterium // Plant Mol Biol. 2019. Vol. 101, No. 4–5. P. 415–437. doi: 10.1007/s11103-019-00913-y
  32. Sokornova S., Matveeva T. Relationships of ascomycetes opine synthases. Selected abstracts of bioinformatics: from algorithms to applications 2021 conference // BMC Bioinformatics. 2021. Vol. 22, No. S16. ID591 doi: 10.1186/s12859-021-04475-z
  33. Banta L.M., Montenegro M. Agrobacterium and plant biotechnology. In: Tzfira T., Citovsky V., editors. Agrobacterium: from biology to biotechnology. New York: Springer New York, 2008. P. 73–147. doi: 10.1007/978-0-387-72290-0_3
  34. White F.F., Ghidossi G., Gordon M.P., Nester E.W. Tumor induction by Agrobacterium rhizogenes involves the transfer of plasmid DNA to the plant genome // PNAS USA. 1982. Vol. 79, No. 10. P. 3193–3197. doi: 10.1073/pnas.79.10.3193
  35. White F.F., Garfinkel D.J., Huffman G.A., et al. Sequences homologous to Agrobacterium rhizogenes T-DNA in the genomes of uninfected plants // Nature. 1983. Vol. 301, No. 5898. P. 348–350. doi: 10.1038/301348a0
  36. Furner I.J., Huffman G.A., Amasino R.M., et al. An Agrobacterium transformation in the evolution of the genus Nicotiana // Nature. 1986. Vol. 319, No. 6052. P. 422–427. doi: 10.1038/319422a0
  37. Suzuki K., Yamashita I., Tanaka N. Tobacco plants were transformed by Agrobacterium rhizogenes infection during their evolution: Origin of cT-DNA in tobacco plants // Plant J. 2002. Vol. 32, No. 5. P. 775–787. doi: 10.1046/j.1365-313X.2002.01468.x
  38. Pavlova O.A., Matveeva T.V., Lutova L.A. Genome of Linaria dalmatica Contains Agrobacterium rhizogenes RolC gene homolog // Russ J Genet Appl Res. 2014. Vol. 4, No. 5. P. 461–465. doi: 10.1134/S2079059714050116
  39. Matveeva T.V., Bogomaz D.I., Pavlova O.A., et al. Horizontal gene transfer from genus Agrobacterium to the plant Linaria in nature // MPMI. 2012. Vol. 25, No. 12. P. 1542–1551. doi: 10.1094/MPMI-07-12-0169-R
  40. Kovacova V., Zluvova J., Janousek B., et al. The evolutionary fate of the horizontally transferred agrobacterial mikimopine synthase gene in the genera Nicotiana and Linaria // PLoS ONE. 2014. Vol. 9, No. 11. ID e113872. doi: 10.1371/journal.pone.0113872
  41. Matveeva T.V., Lutova L.A. Horizontal gene transfer from Agrobacterium to plants // Front Plant Sci. 2014. Vol. 5. ID 326. doi: 10.3389/fpls.2014.00326
  42. Chen K., de Borne F.D., Szegedi E., Otten L. Deep sequencing of the ancestral tobacco species Nicotiana tomentosiformis reveals multiple T-DNA inserts and a complex evolutionary history of natural transformation in the genus Nicotiana // Plant J. 2014. Vol. 80, No. 4. P. 669–682. doi: 10.1111/tpj.12661
  43. Chen K., de Borne F.D., Sierro N., et al. Organization of the TC and TE cellular T-DNA regions in Nicotiana otophora and functional analysis of three diverged TE-6b genes // Plant J. 2018. Vol. 94, No. 2. P. 274–287. doi: 10.1111/tpj.13853
  44. Kyndt T., Quispe D., Zhai H., et al. The genome of cultivated sweet potato contains Agrobacterium T-DNAs with expressed genes: An example of a naturally transgenic food crop // PNAS USA. 2015. Vol. 112, No. 18. P. 5844–5849. doi: 10.1073/pnas.1419685112
  45. Quispe-Huamanquispe D.G., Gheysen G., Yang J., et al. The horizontal gene transfer of Agrobacterium T-DNAs into the series Batatas (Genus Ipomoea) genome is not confined to hexaploid sweetpotato // Sci Rep. 2019. Vol. 9, No. 1. ID 12584. doi: 10.1038/s41598-019-48691-3
  46. Matveeva T. New naturally transgenic plants: 2020 update // BioComm. 2021. Vol. 66, No. 1. P. 36–46. doi: 10.21638/spbu03.2021.105
  47. Matveeva T.М. Natural GMOs: a history of research // Экологическая генетика. 2022. Т. 20, № 1S. С. 7–8. doi: 10.17816/ecogen112371
  48. Богомаз Ф.Д., Матвеева T.В. Экспрессирующиеся последовательности генов опин-синтаз природных ГМО, установленные на основе анализа их транскриптомов // Биотехнология и селекция растений. 2022. Т. 5, № 3. С. 15–24. doi: 10.30901/2658-6266-2022-3-o2
  49. Matveeva T.V. Agrobacterium-mediated transformation in the evolution of plants. Agrobacterium Biology. Vol. 418. Ed. by S.B. Gelvin. Cham: Springer International Publishing, 2018. P. 421–441. doi: 10.1007/82_2018_80
  50. Матвеева Т.В. Зачем растениям агробактериальные гены? // Экологическая генетика. 2021. Т. 19, № 4. С. 365–375. doi: 10.17816/ecogen89905
  51. Mansouri H., Petit A., Oger P., Dessaux Y. Engineered rhizosphere: the trophic bias generated by opine-producing plants is independent of the opine type, the soil origin, and the plant species // Appl Environ Microbiol. 2002. Vol. 68, No. 5. P. 2562–2566. doi: 10.1128/aem.68.5.2562-2566.2002
  52. Geddes B.A., Paramasivan P., Joffrin A., et al. Engineering transkingdom signalling in plants to control gene expression in rhizosphere bacteria // Nat Commun. 2019. Vol. 10, No. 1. ID3430. doi: 10.1038/s41467-019-10882-x
  53. Chen K., de Borne F.D., Julio E., et al. Root-specific expression of opine genes and opine accumulation in some cultivars of the naturally occurring genetically modified organism Nicotiana tabacum // Plant J. 2016. Vol. 87, No. 3. P. 258–269. doi: 10.1111/tpj.13196
  54. Zhang Y., Wang D., Wang Y., et al. Parasitic plant dodder (Cuscuta spp.): A new natural Agrobacterium-to-plant horizontal gene transfer species // Sci China Life Sci. 2020. Vol. 63, No. 2. P. 312–316. doi: 10.1007/s11427-019-1588-x
  55. Otten L.A.B.M., Vreugdenhil D., Schilperoort R.A. Properties of D(+)-lysopine dehydrogenase from crown gall tumour tissue // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) — Enzymology. 1977. Vol. 485, No. 2. P. 268–277. doi: 10.1016/0005-2744(77)90163-2
  56. Hack E., Kemp J.D. Comparison of octopine, histopine, lysopine, and octopinic acid synthesizing activities in sunflower crown gall tissues // Biochem Biophys Res Commun. 1977. Vol. 78, No. 2. P. 785–791. doi: 10.1016/0006-291x(77)90248-0
  57. Biemann K., Lioret C., Asselineau J., et al. On the structure of lysopine, a new amino acid isolated from crown gall tissue // Biochimica et Biophysica Acta. 1960. Vol. 40. P. 369–370. doi: 10.1016/0006-3002(60)91370-6
  58. Kemp J.D. A new amino acid derivative present in crown gall tumor tissue // Biochem Biophys Res Commun. 1977. Vol. 74, No. 3. P. 862–868. doi: 10.1016/0006-291x(77)91598-4
  59. Bates H.A., Kaushal A., Deng P.N., et al. Structure and synthesis of histopine, a histidine derivative produced by crown gall tumors // Biochemistry. 1984. Vol. 23, No. 14. P. 3287–3290. doi: 10.1021/bi00309a026
  60. Szegedi E., Czakó M., Otten L., Koncz C.S. Opines in crown gall tumours induced by biotype 3 isolates of Agrobacterium tumefaciens // Physiol Mol Plant Pathol. 1988. Vol. 32, No. 2. P. 237–247. doi: 10.1016/S0885-5765(88)80020-1
  61. Chilton W.S., Petit A., Chilton M.-D., Dessaux Y. Structure and characterization of the crown gall opines heliopine, vitopine and ridéopine // Phytochemistry. 2001. Vol. 58, No. 1. P. 137–142. doi: 10.1016/S0031-9422(01)00166-2

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Химические реакции образования опинов [30, 31]

Скачать (109KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Филогенетическое дерево покрытосеменных растений (APG IV) [31, 46], где стрелками указаны порядки, в которых были обнаружены природные генетически модифицированные организмы (пГМО). *Musa acuminata Colla и **Dioscorea alata L. — представители класса однодольных растений

Скачать (127KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Количество родов природных генетически модифицированных организмов с различными структурами клТ-ДНК [31, 46, 48]

Скачать (88KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Распределение трех структурных типов клТ-ДНК по порядкам двудольных растений [31, 46, 48]

Скачать (142KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Структурные формулы опинов [30]

Скачать (103KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2023


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 65617 от 04.05.2016.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах