Эффекты повышенной освещенности на реакцию растений Arabidopsis thaliana с подавлением экспрессии гена альтернативной оксидазы митохондрий АОХ1а

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Актуальность. Растения как прикрепленные организмы развили в процессе эволюции биохимические стратегии защиты от избытка световой энергии. Альтернативная оксидаза митохондрий (АОХ) может участвовать в окислении образующихся в хлоропластах восстановителей, способствуя оптимизации протекания фотосинтеза и защите клетки от фотоповреждений.

Цель — исследовать влияние повышенной освещенности на дыхание и относительное содержание транскриптов ряда генов в растениях Arabidopsis thaliana линии с нокаутом гена АОХ — АОХ1а (aox1a) — и провести сравнение с реакцией линии, трансформированной антисмысловой копией гена АОХ1а (AS-12).

Материалы и методы. Четырехнедельные растения, выращенные при 90 мкмоль/(м2 · с), подвергали воздействию света высокой интенсивности, 400 мкмоль/(м2 · с), в течение 8 ч. В ходе эксперимента определяли активность дыхательных путей, относительное содержание транскриптов генов и содержание супероксида.

Результаты. Растения линии aox1a характеризовались повышением уровня транскриптов АОХ1с, по сравнению с линией AS-12, в которой отмечено увеличение транскриптов АОХ1d. При действии повышенной освещенности активность общего и альтернативного дыхания в листьях линии aox1a не изменялась, в отличие от растений дикого типа (Col-0) и линии AS-12, которые дышали более интенсивно. В нокаутной линии также обнаружено повышенное содержание транскриптов только SAPX и CHS, тогда как в растениях Col-0 и AS-12 выявлено компенсаторное увеличение относительного количества мРНК ряда «защитных» генов.

Выводы. Таким образом, линия aox1a характеризовалась слабым компенсаторным эффектом со стороны активации «защитных» систем, что указывает на низкую способность нокаутных растений противостоять стрессу, по сравнению с линией AS-12. Полученные результаты указывают на ведущую роль АОХ в реакции дыхания на световой стресс; могут быть использованы для изучения сигнальных путей регуляции экспрессии АОХ1а.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Елена Владимировна Гармаш

Институт биологии Коми научного центра Уральского отделения Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: garmash@ib.komisc.ru
ORCID iD: 0000-0001-8104-5048
SPIN-код: 4512-8460

д-р биол. наук, вед. научн. сотр.

Россия, Сыктывкар

Кирилл Валерьевич Ядрихинский

Сыктывкарский государственный университет им. Питирима Сорокина

Email: kirill030442@gmail.com

студент

Россия, Сыктывкар

Михаил Анатольевич Шелякин

Институт биологии Коми научного центра Уральского отделения Российской академии наук

Email: shelyakin@ib.komisc.ru
ORCID iD: 0000-0001-8537-6995
SPIN-код: 9526-1351

канд. биол. наук, научн. сотр.

Россия, Сыктывкар

Елена Сергеевна Белых

Институт биологии Коми научного центра Уральского отделения Российской академии наук

Email: belykh@ib.komisc.ru
ORCID iD: 0000-0002-0182-6475
SPIN-код: 1804-9569

канд. биол. наук, научн. сотр.

Россия, Сыктывкар

Список литературы

  1. Wilhelm C., Selmar D. Energy dissipation is an essential mechanism to sustain the viability of plants: The physiological limits of improved photosynthesis // J Plant Physiol. 2011. Vol. 168, No. 2. P. 79–87. doi: 10.1016/j.jplph.2010.07.012
  2. Raghavendra A.S., Padmasree K. Beneficial interactions of mitochondrial metabolism with photosynthetic carbon assimilation // Trends Plant Sci. 2003. Vol. 8, No. 11. P. 546–553. doi: 10.1016/j.tplants.2003.09.015
  3. Noguchi K., Yoshida K. Interaction between photosynthesis and respiration in illuminated leaves // Mitochondrion. 2008. Vol. 8, No. 1. P. 87–99. doi: 10.1016/j.mito.2007.09.003
  4. Vanlerberghe G.C., Dahal K., Alber N.A., Chadee A. Photosynthesis, respiration and growth: A carbon and energy balancing act for alternative oxidase // Mitochondrion. 2020. Vol. 52. P. 197–211. doi: 10.1016/j.mito.2020.04.001
  5. Garmash E.V. Suppression of mitochondrial alternative oxidase can result in upregulation of the ROS scavenging network: some possible mechanisms underlying the compensation effect // Plant Biol. 2022. Vol. 25, No. 1. P. 43–53. doi: 10.1111/plb.13477
  6. Dinakar C., Raghavendra A.S., Padmasree K. Importance of AOX pathway in optimizing photosynthesis under high light stress: role of pyruvate and malate in activating AOX // Physiol Plant. 2010. Vol. 139, No. 1. P. 13–26. doi: 10.1111/j.1399-3054.2010.01346.x
  7. Albury M.S., Elliott C., Moore A.L. Towards a structural elucidation of the alternative oxidase in plants // Physiol Plant. 2009. Vol. 137, No. 4. P. 316–327. doi: 10.1111/j.1399-3054.2009.01270.x
  8. Polidoros A.N., Mylona P.V., Arnholdt-Schmitt B. Aox gene structure, transcript variation and expression in plants // Physiol Plant. 2009. Vol. 137, No. 4. P. 342–353. doi: 10.1111/j.1399-3054.2009.01284.x
  9. Bouché N., Bouchez D. Arabidopsis gene knockout: phenotypes wanted // Curr Opin Plant Biol. 2001. Vol. 4, No. 2. P. 111–117. doi: 10.1016/S1369-5266(00)00145-X
  10. The Arabidopsis genome initiative. Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana // Nature. 2000. Vol. 408. P. 796–815. doi: 10.1038/35048692
  11. Clifton R., Lister R., Parker K.L., et al. Stress-induced co-expression of alternative respiratory chain components in Arabidopsis thaliana // Plant Mol Biol. 2005. Vol. 58. P. 193–212. doi: 10.1007/s11103-005-5514-7
  12. Clifton R., Millar A.H., Whelan J. Alternative oxidases in Arabidopsis: A comparative analysis of differential expression in the gene family provides new insights into function of non-phosphorylating bypasses // Biochim Biophys Acta Bioenerg. 2006. Vol. 1757, No. 7. P. 730–741. doi: 10.1016/j.bbabio.2006.03.009
  13. Ho L.H.M., Giraud E., Uggalla V., et al. Identification of regulatory pathways controlling gene expression of stress-responsive mitochondrial proteins in Arabidopsis // Plant Physiol. 2008. Vol. 147, No. 4. P. 1858–1873. doi: 10.1104/pp.108.121384
  14. Yoshida K., Noguchi K. Differential gene expression profiles of the mitochondrial respiratory components in illuminated Arabidopsis leaves // Plant Cell Physiol. 2009. Vol. 50, No. 8. P. 1449–1462. doi: 10.1093/pcp/pcp090
  15. Vishwakarma A., Tetali S.D., Selinski J., et al. Importance of the alternative oxidase (AOX) pathway in regulating cellular redox and ROS homeostasis to optimize photosynthesis during restriction of the cytochrome oxidase pathway in Arabidopsis thaliana // Ann Bot. 2015. Vol. 116, No. 4. P. 555–569. doi: 10.1093/aob/mcv122
  16. Garmash E.V., Belykh E.S., Velegzhaninov I.O. The gene expression profiles of mitochondrial respiratory components in Arabidopsis plants with differing amounts of ALTERNATIVE OXIDASE1a under high intensity light // Plant Signal Behav. 2021. Vol. 16, No. 3. ID 1864962. doi: 10.1080/15592324.2020.1864962
  17. Liu J., Li Z., Wang Y., et al. Overexpression of ALTERNATIVE OXIDASE1a alleviates mitochondria-dependent programmed cell death induced by aluminium phytotoxicity in Arabidopsis // J Exp Bot. 2014. Vol. 65, No. 15. P. 4465–4478. doi: 10.1093/jxb/eru222
  18. Zhang D.-W., Yuan S., Xu F., et al. Light intensity affects chlorophyll synthesis during greening process by metabolite signal from mitochondrial alternative oxidase in Arabidopsis // Plant Cell Environ. 2016. Vol. 39, No. 1. P. 12–25. doi: 10.1111/pce.12438
  19. Garmash E.V., Velegzhaninov I.O., Ermolina K.V., et al. Altered levels of AOX1a expression result in changes in metabolic pathways in Arabidopsis thaliana plants acclimated to low dose rates of ultraviolet B radiation // Plant Sci. 2020. Vol. 291. ID 110332. doi: 10.1016/j.plantsci.2019.110332
  20. Garmash E.V., Dymova O.V., Silina E.V., et al. AOX1a expression in Arabidopsis thaliana affects the state of chloroplast photoprotective systems under moderately high light conditions // Plants. 2023. Vol. 11, No. 22. ID 3030. doi: 10.3390/plants11223030
  21. Giraud E., Ho L.H.M., Clifton R., et al. The absence of ALTERNATIVE OXIDASE1a in Arabidopsis results in acute sensitivity to combined light and drought stress // Plant Physiol. 2008. Vol. 147, No. 2. P. 595–610. doi: 10.1104/pp.107.115121
  22. Strodtkötter I., Padmasree K., Dinakar C., et al. Induction of the AOX1D Isoform of alternative oxidase in A. thaliana T-DNA insertion lines lacking isoform AOX1A is insufficient to optimize photosynthesis when treated with Antimycin A // Mol Plant. 2009. Vol. 2, No. 2. P. 284–297. doi: 10.1093/mp/ssn089
  23. Kühn K., Yin G., Duncan O., et al. Decreasing electron flux through the cytochrome and/or alternative respiratory pathways triggers common and distinct cellular responses dependent on growth conditions // Plant Physiol. 2015. Vol. 167, No. 1. P. 228–250. doi: 10.1104/pp.114.249946
  24. Umbach A.L., Fiorani F., Siedow J.N. Characterization of transformed Arabidopsis with altered alternative oxidase levels and analysis of effects on reactive oxygen species in tissue // Plant Physiol. 2005. Vol. 139, No. 4. P. 1806–1820. doi: 10.1104/pp.105.070763
  25. Boyes D.C., Zayed A.M., Ascenzi R., et al. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: A model for high throughput functional genomics in plants // Plant Cell. 2001. Vol. 13. P. 1499–1510. doi: 10.2307/3871382
  26. Czechowski T., Stitt M., Altmann T., et al. Genome-wide identification and testing of superior reference genes for transcript normalization in Arabidopsis // Plant Physiol. 2005. Vol. 139, No. 1. P. 5–17. doi: 10.1104/pp.105.063743
  27. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method // Methods. 2001. Vol. 25, No. 4. P. 402–408. doi: 10.1006/meth.2001.1262
  28. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal Biochem. 1976. Vol. 72, No. 1–2. P. 248–254. doi: 10.1016/0003-2697(76)90527-3
  29. Chaitanya K.S.K., Naithani S.C. Role of superoxide, lipid peroxidation and superoxide dismutase in membrane perturbation during loss of viability in seeds of Shorea robusta Gaertn. f. // New Phytol. 1994. Vol. 126, No. 4. P. 623–627. doi: 10.1111/j.1469-8137.1994.tb02957.x
  30. Foyer C.H., Noctor G. Ascorbate and glutathione: the heart of the redox hub // Plant Physiol. 2011. Vol. 155, No. 1. P. 2–18. doi: 10.1104/pp.110.167569
  31. Landi M., Tattini M., Gould K.S. Multiple functional roles of anthocyanins in plant-environment interactions // Environ Exp Bot. 2015. Vol. 119. P. 4–17. doi: 10.1016/j.envexpbot.2015.05.012
  32. Fiorani F., Umbach A.L., Siedow J.N. The alternative oxidase of plant mitochondria is involved in the acclimation of shoot growth at low temperature. A study of Arabidopsis AOX1a transgenic plants // Plant Physiol. 2005. Vol. 139, No. 4. P. 1795–1805. doi: 10.1104/pp.105.070789
  33. Yoshida K., Terashima I., Noguchi K. How and why does mitochondrial respiratory chain respond to light? // Plant Signal Behav. 2011. Vol. 6, No. 6. P. 864–866. doi: 10.4161/psb.6.6.15224
  34. Li Y.-T., Liu M.-J., Li Y., et al. Photoprotection by mitochondrial alternative pathway is enhanced at heat but disabled at chilling // Plant J. 2020. Vol. 104, No. 2. P. 403–415. doi: 10.1111/tpj.14931
  35. Selinski J., Hartmann A., Deckers-Hebestreit G., et al. Alternative oxidase isoforms are differentially activated by tricarboxylic acid cycle intermediates // Plant Physiol. 2018. Vol. 176, No. 2. P. 1423–1432. doi: 10.1104/pp.17.01331
  36. Schwarzländer M., Finkemeier I. Mitochondrial energy and redox signaling in plants // Antioxid Redox Signal. 2013. Vol. 18, No. 16. P. 2122–2144. doi: 10.1089/ars.2012.5104
  37. Amirsadeghi S., Robson C.A., McDonald A.E., Vanlerberghe G.C. Changes in plant mitochondrial electron transport alter cellular levels of reactive oxygen species and susceptibility to cell death signaling molecules // Plant Cell Physiol. 2006. Vol. 47, No. 11. P. 1509–1519. doi: 10.1093/pcp/pcl016
  38. Wang J., Vanlerberghe G.C. A lack of mitochondrial alternative oxidase compromises capacity to recover from severe drought stress // Physiol Plant. 2013. Vol. 149, No. 4. P. 461–473. doi: 10.1111/ppl.12059
  39. El-Brolosy M.A., Stainier D.Y.R. Genetic compensation: A phenomenon in search of mechanisms // PLoS Genet. 2017. Vol. 13. ID e1006780. doi: 10.1371/journal.pgen.1006780
  40. Ye J., Coulouris G., Zaretskaya I., et al. Primer-BLAST: A tool to design target-specific primers for polymerase chain reaction // BMC Bioinf. 2012. Vol. 13. ID 134. doi: 10.1186/1471-2105-13-134

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Общее дыхание (Vt) и активность CN-резистентного (альтернативного) дыхания (RCN) в листьях растений Arabidopsis thaliana с разной экспрессией АОХ1а, выращенных при 90 мкмоль/(м2 · с) (0 ч) и экспонированных в течение 8 ч к повышенной освещенности 400 мкмоль/(м2 · с). Col-0 — дикий экотип, aox1a — линия с нокаутом АОХ1а, AS-12 — линия, трансформированная антисмысловой копией АОХ1а. Представлены среднеарифметические значения из трех опытов (в каждом опыте n = 5) и их стандартные ошибки. Достоверность изменений параметра среди всех представленных средних значений отмечена разными строчными латинскими буквами (ANOVA, тест Дункана, p < 0,05)

Скачать (62KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Относительное содержание транскриптов генов альтернативной окидазы (АОХ) в листьях растений Arabidopsis thaliana с разной экспрессией АОХ1а, выращенных при 90 мкмоль/(м2 · с) (0 ч) и экспонированных в течение 8 ч к повышенной освещенности — 400 мкмоль/(м2 · с). Col-0 — дикий экотип, aox1a — линия с нокаутом АОХ1а, AS-12 — линия, трансформированная антисмысловой копией АОХ1а. Представлены среднеарифметические значения из трех опытов (в каждом опыте n = 9) и их стандартные ошибки. Достоверность изменений параметра для каждого гена отмечена разными строчными латинскими буквами (ANOVA, тест Дункана, p < 0,05)

Скачать (86KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Иммуноблоты альтернативной оксидазы (AOX) в белковом экстракте, полученном из листьев растений Arabidopsis thaliana линий с разным уровнем экспрессии АОХ1а, выращенных при 90 мкмоль/(м2 · с) (0 ч) и экспонированных в течение 8 ч к повышенной освещенности 400 мкмоль/(м2 · с). Col-0 — дикий экотип, aox1a — линия с нокаутом АОХ1а, AS-12 — линия, трансформированная антисмысловой копией АОХ1а. Слева стрелками обозначены молекулярные массы маркерных белков

Скачать (103KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Содержание супероксидрадикала в листьях растений Arabidopsis thaliana линий с разным уровнем экспрессии АОХ1а, выращенных при 90 мкмоль/(м2 · с) (0 ч) и экспонированных в течение 8 ч к повышенной освещенности — 400 мкмоль/(м2 · с). Col-0 — дикий экотип, aox1a — линия с нокаутом АОХ1а, AS-12 — линия, трансформированная антисмысловой копией АОХ1а. Представлены среднеарифметические значения из трех опытов (в каждом опыте n = 4–6) и их стандартные ошибки. Достоверность изменений параметра отмечена разными строчными латинскими буквами (ANOVA, тест Дункана, p < 0,05)

Скачать (87KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Тепловые карты генов, кодирующих компоненты дыхательных путей и антиоксидантных ферментов относительно их уровня в контрольном варианте (0 ч) в растениях Arabidopsis thaliana с разной экспрессией АОХ1а, выращенных при 90 мкмоль/(м2 · с) (0 ч) и экспонированных в течение 8 ч к повышенной освещенности 400 мкмоль/(м2 · с). Col-0 — дикий экотип, aox1a — линия с нокаутом АОХ1а, AS-12 — линия, трансформированная антисмысловой копией АОХ1а. Черный цвет обозначает увеличение, белый — снижение относительного содержания транскриптов гена

Скачать (374KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2023


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 65617 от 04.05.2016.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах