Редис (Raphanus sativus L.) как объект агробактериальной трансформации

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Редис (Raphanus sativus L.) — однолетняя корнеплодная культура, родственная Arabidopsis thaliana. Редис можно использовать в качестве перспективного модельного растения для изучения генетического контроля развития запасающего корня. В связи с этим получение стабильных генетических трансформантов редиса для изучения функции генов, участвующих в развитии корнеплода, является важной задачей. В данном обзоре представлены имеющиеся на сегодняшний день данные о методах трансформации редиса с помощью Agrobacterium, включая методы in vitro и in planta с использованием Agrobacterium tumefaciens, а также метод получения композитных растений с трансформированными корнями или даже полностью трансгенных растений с помощью Agrobacterium rhizogenes. Совершенствование существующих и разработка новых методов трансформации редиса позволит повысить продуктивность его сортов, а более широкое использование этого перспективного модельного растения даст новые данные о генетическом контроле развития запасающего корня.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ксения Андреевна Кузнецова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: kskuz95@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3180-5306
SPIN-код: 3864-3062
Россия, Санкт-Петербург

Ирина Евгеньевна Додуева

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: wildtype@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-5282-718X
SPIN-код: 8061-2388

канд. биол. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург

Людмила Алексеевна Лутова

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: la.lutova@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-6125-0757
SPIN-код: 3685-7136

д-р биол. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Curtis I.S. The noble radish: past, present and future // Trends Plant Sci. 2003. Vol. 8, N 7. P. 305–357. doi: 10.1016/S1360-1385(03)00127-4
  2. Melim C., Lauro M.R., Pires I.M., et al. The Role of glucosinolates from cruciferous vegetables (Brassicaceae) in gastrointestinal cancers: From prevention to therapeutics // Pharmaceutics. 2022. Vol. 14, N 1. ID 190. doi: 10.3390/pharmaceutics14010190
  3. Kitashiba H., Li F., Hirakawa H., et al. Draft sequences of the radish (Raphanus sativus L.) genome // DNA Res. 2014. Vol. 21, N 5. P. 481–490. doi: 10.1093/dnares/dsu014
  4. Mitsui Y., Shimomura M., Komatsu K., et al. The radish genome and comprehensive gene expression profile of tuberous root formation and development // Sci Rep. 2015. Vol. 5. ID 10835. doi: 10.1038/srep10835
  5. Shirasawa K., Hirakawa H., Fukino N., et al. Genome sequence and analysis of a Japanese radish (Raphanus sativus) cultivar named ‘Sakurajima Daikon’ possessing giant root // DNA Res. 2020. Vol. 27, N 2. ID dsaa010. doi: 10.1093/dnares/dsaa010
  6. Curtis I.S. Genetic engineering of radish: current achievements and future goals // Plant Cell Rep. 2011. Vol. 30, N 5. P. 733–744. doi: 10.1007/s00299-010-0978-6
  7. Natarajan B., Kondhare K.R., Hannapel D.J., Banerjee A.K. Mobile RNAs and proteins: Prospects in storage organ development of tuber and root crops // Plant Sci. 2019. Vol. 284. P. 73–81. doi: 10.1016/j.plantsci.2019.03.019
  8. Narbut SI. Genetic collection of inbred lines of radish // Генетика. 1966. № 5. С. 89–100.
  9. Бузовкина И.С., Лутова Л.А. Генетическая коллекция инбредных линий редиса: история и перспективы // Генетика. 2007. Т. 43, № 10. С. 1411–1423. EDN: HGCCFX
  10. Cho M.A., Min S.R., Ko S.M., et al. Agrobacterium-mediated genetic transformation of radish (Raphanus sativus L.) // Plant Biotechnol. 2008. Vol. 25, N 2. P. 205–208. doi: 10.5511/plantbiotechnology.25.205
  11. Muto N., Komatsu K., Matsumoto T. Efficient Agrobacterium-mediated genetic transformation method using hypocotyl explants of radish (Raphanus sativus L.) // Plant Biotechnol (Tokyo). 2021. Vol. 38, N 4. P. 457–461. doi: 10.5511/plantbiotechnology.21.1021b
  12. Curtis I.S., Nam H.G. Transgenic radish (Raphanus sativus L. longipinnatus Bailey) by floral-dip method: Plant development and surfactant are important in optimizing transformation efficiency // Transgenic Res. 2001. Vol. 10. P. 363–371. doi: 10.1023/A:1016600517293
  13. Park B.-J., Liu Z., Kanno A., Kameya T. Transformation of radish (Raphanus sativus L.) via sonication and vacuum infiltration of germinated seeds with Agrobacterium harboring a group 3 LEA gene from B. napus // Plant Cell Rep. 2005. Vol. 24. P. 494–500. doi: 10.1007/s00299-005-0973-5
  14. Фролова Н.В., Матвеева Т.В., Лутова Л.А. Использование метода агробактериальной трансформации in vivo для получения фенокопий опухолеобразования у безопухолевой линии редиса Raphanus sativus L. // Биотехнология. 2004. № 4. С. 3–7. EDN: HSUNHT
  15. Dodueva I.E., Ilyina E.L., Arkhipova T.N., et al. Influence of Agrobacterium tumefaciens ipt and Agrobacterium rhizogenes rolC genes on spontaneous tumor formation and endogenous cytokinins content in radish (Raphanus sativus) inbred lines // Transgenic Plant Journal. 2008. Vol. 2, N 1. P. 45–53. EDN: WLMEAZ
  16. Pervitasari A.N., Nugroho A.B.D., Jung W.H., et al. An efficient Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of apical meristem in radish (Raphanus sativus L.) using a needle perforation // Plant Cell Tiss Organ Cult. 2022. Vol. 148. P. 305–318. doi: 10.1007/s11240-021-02190-4
  17. Ilina E.L., Logachov A.A., Laplaze L., et al. Composite Cucurbita pepo plants with transgenic roots as a tool to study root development // Ann Bot. 2012. Vol. 110, N 2. P. 479–489. doi: 10.1093/aob/mcs086
  18. Lebedeva (Osipova) M.A., Tvorogova V.E., Vinogradova A.P., et al. Initiation of spontaneous tumors in radish (Raphanus sativus): Cellular, molecular and physiological events // J Plant Physiol. 2015. Vol. 173. P. 97–104. doi: 10.1016/j.jplph.2014.07.030
  19. Kuznetsova K., Dodueva I., Gancheva M., Lutova L. Transcriptomic Analysis of Radish (Raphanus sativus L.) Roots with CLE41 Overexpression // Plants (Basel). 2022. Vol. 11, N 16. ID 2163. doi: 10.3390/plants11162163
  20. Muto N., Matsumoto T. CRISPR/Cas9-mediated genome editing of RsGL1a and RsGL1b in radish (Raphanus sativus L.) // Front Plant Sci. 2022. Vol. 13. ID 951660. doi: 10.3389/fpls.2022.951660
  21. Su W., Xu M., Radani Y., Yang L. Technological development and application of plant genetic transformation // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, N 13. ID 10646. doi: 10.3390/ijms241310646
  22. Sparrow P.A.C., Townsend T.M., Morgan C.L., et al. Genetic analysis of in vitro shoot regeneration from cotyledonary petioles of Brassica oleracea // Theor Appl Genet. 2004. Vol. 108. P. 1249–1255. doi: 10.1007/s00122-003-1539-y
  23. Tzfira T., Citovsky V. Agrobacterium-mediated genetic transformation of plants: biology and biotechnology // Curr Opin Biotechnol. 2006. Vol. 17, N 2. P. 147–154. doi: 10.1016/j.copbio.2006.01.009
  24. Khan U.M., Shaheen N., Farooq A., et al. Optimization of regeneration and Agrobacterium-mediated transformation protocols for Bi and multilocular varieties of Brassica rapa // Plants (Basel). 2022. Vol. 12, N 1. ID 161. doi: 10.3390/plants12010161
  25. Bent A.F. Arabidopsis in planta transformation. Uses, mechanisms, and prospects for transformation of other species // Plant Physiol. 2000. Vol. 124, N 4. P. 1540–1547. doi: 10.1104/pp.124.4.1540
  26. Hu D., Bent A.F., Hou X., Li Y. Agrobacterium-mediated vacuum infiltration and floral dip transformation of rapid-cycling Brassica rapa // BMC Plant Biol. 2019. Vol. 19, N 1. ID 246. doi: 10.1186/s12870-019-1843-6
  27. Pua E.-C., Sim G.-E., Chi G.-L., Kong L.-F. Synergistic effect of ethylene inhibitors and putrescine on shoot regeneration from hypocotyl explants of Chinese radish (Raphanus sativus L. var. longipinnatus Bailey) in vitro // Plant Cell Rep. 1996. Vol. 15. P. 685–690. doi: 10.1007/BF00231925
  28. Jeong W.J., Min S.R., Liu J.R. Somatic embryogenesis and plant regeneration in tissue cultures of radish (Raphanus sativus L.) // Plant Cell Rep. 1995. Vol. 14, N 10. P. 648–651. doi: 10.1007/BF00232731
  29. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiologia Plantarum. 1962. Vol. 15, N 3. P. 473–497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
  30. Clough S.J., Bent A.F. Floral dip: a simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana // Plant J. 1998. Vol. 16, N 6. P. 735–743. doi: 10.1046/j.1365-313x.1998.00343.x
  31. Desfeux C., Clough S.J., Bent A.F. Female reproductive tissues are the primary target of Agrobacterium-mediated transformation by the Arabidopsis floral-dip method // Plant Physiol. 2000. Vol. 123, N 3. P. 895–904. doi: 10.1104/pp.123.3.895
  32. Curtis I.S., Nam H.G., Yun J.Y., Seo K.-H. Expression of an antisense GIGANTEA (GI) gene fragment in transgenic radish causes delayed bolting and flowering // Transgenic Res. 2002. Vol. 11. P. 249–256. doi: 10.1023/A:1015655606996
  33. Huq E., Tepperman J.M., Quail P.H. GIGANTEA is a nuclear protein involved in phytochrome signaling in Arabidopsis // PNAS USA. 2000. Vol. 97, N 17. P. 9789–9794. doi: 10.1073/pnas.170283997
  34. Liang Y., Xiong Z., Zheng J., et al. Genome-wide identification, structural analysis and new insights into late embryogenesis abundant (LEA) gene family formation pattern in Brassica napus // Sci Rep. 2016. Vol. 6. ID 24265. doi: 10.1038/srep24265
  35. Bae H., Kim Y.B., Park N.-I., Kim H.-S. Agrobacterium rhizogenes-mediated genetic transformation of radish (Raphanus sativus L. Cv. Valentine) for accumulation of anthocyanin // Plant OMICS. 2012. Vol. 5, N 4. P. 381–385.
  36. Fahraeus G. The infection of clover root hairs by nodule bacteria studied by a simple glass slide technique // J Gen Microbiol. 1957. Vol. 16, N 2. P. 374–381. doi: 10.1099/00221287-16-2-374
  37. Yi X., Wang C., Yuan X., et al. Exploring an economic and highly efficient genetic transformation and genome-editing system for radish through developmental regulators and visible reporter // Plant J. 2024. Vol. 120, N 4. P. 1682–1692. doi: 10.1111/tpj.17068
  38. Christey M.C. Use of Ri-mediated transformation for production of transgenic plants // In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2001. Vol. 37. P. 687–700. doi: 10.1007/s11627-001-0120-0
  39. Neumann M., Prahl S., Caputi L., et al. Hairy root transformation of Brassica rapa with bacterial halogenase genes and regeneration to adult plants to modify production of indolic compounds // Phytochemistry. 2020. Vol. 175. ID 112371. doi: 10.1016/j.phytochem.2020.112371
  40. Schoof H., Lenhard M., Haecker A., et al. The stem cell population of Arabidopsis shoot meristems in maintained by a regulatory loop between the CLAVATA and WUSCHEL genes // Cell. 2000. Vol. 100, N 6. P. 635–644. doi: 10.1016/S0092-8674(00)80700-X
  41. Hirose N., Takei K., Kuroha T., et al. Regulation of cytokinin biosynthesis, compartmentalization and translocation // J Exp Bot. 2008. Vol. 59, N 1. P. 75–83. doi: 10.1093/jxb/erm157

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рисунок. Методы агробактериальной трансформации редиса. 1 — вакуумная инфильтрация A. tumefaciens в прорастающие семена после сонификации; 2 — инокуляция апикальной меристемы побега A. tumefaciens путем перфорации иглой; 3 — опосредованная A. tumefaciens трансформация эксплантов гипокотиля; 4 — инокуляция проростков A. rhizogenes с последующей регенерацией композитных растений; 5 — инокуляция проростков A. rhizogenes с последующей регенерацией от корня к побегу; 6 — инокуляция A. tumefaciens на завязь незрелого цветка с помощью метода floral dip; 7 — инокуляция A. tumefaciens на завязь через пыльцевую трубку

Скачать (258KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2024


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 89324 от 21.04.2025.