Экспериментальные модели сахарного диабета 1-го типа

Полный текст

Сахарный диабет — метаболическое расстройство, представляющее серьезную проблему для здоровья человека и крайне негативно влияющее на качество жизни. Распространенность заболевания в мире за последние несколько десятилетий непрерывно увеличивается и, по эпидемиологическим прогнозам, к 2030 г. достигнет 7–8 % от общей численности населения мира [1]. Приблизительно 10 % всех случаев сахарного диабета приходится на сахарный диабет 1-го типа (СД1) [2], который развивается в результате гибели β-клеток поджелудочной железы, приводящей к прекращению продукции инсулина — ключевого регулятора процессов углеводного и липидного обмена в организме. Несмотря на многочисленные исследования, направленные на изучение данного заболевания, болезнь продолжает прогрессировать, а недостаточное количество средств профилактики и лечения СД1 предполагает включение данных пациентов в группы высокого риска по развитию огромного числа осложнений, что подтверждается данными по общему риску смертности среди людей с диабетом, который вдвое выше, чем у сверстников без диабета [3]. Среди осложнений стоит отметить негативное влияние на репродуктивную систему женщины, проявляющееся в виде нарушений менструального цикла, бесплодия, патологического течения беременности и родов [4, 5].

С учетом вышеперечисленных фактов необходимо углубленное понимание сложных механизмов, которые лежат в основе диабета и его осложнений, определение новых перспектив для уже имеющейся терапии и выявление точек приложения с целью разработки новых методов лечения и снижения последствий, связанных с данным заболеванием, а следовательно, дальнейшие исследования для изучения новых аспектов в патогенезе СД1. Однако решение многих медицинских проблем возможно только посредством инвазивных манипуляций или наблюдений, которые неприменимы к людям по этическим и моральным принципам.

Экспериментальные модели наиболее удобны для изучения патофизиологии любого заболевания. Очевидно, что использование животных в исследованиях может стать серьезной этической проблемой, которая включает в себя физические и/или психологические страдания животных [6]. Одной из наиболее важных концепций в этом отношении является концепция 3Rs (reduction, refinement and replacement: замена, сокращение и усовершенствование), разработанная Расселом и Берчем в 1959 г. [7]. Соблюдение данной концепции позволяет сократить количество животных, используемых в экспериментах, и уменьшить их страдания и дискомфорт.

В течение последних нескольких десятилетий для изучения сахарного диабета и тестирования антидиабетических средств были созданы многочисленные модели животных, которые включают химические, хирургические, гормональные, вирус-индуцированные и генетические вмешательства. Несмотря на то что подходы к методологии моделирования диабета известны достаточно давно, экспериментальные методики различаются даже в рамках одной модели.

В данной статье мы рассмотрим наиболее популярные и доступные из них.

Хирургические модели

Один из самых очевидных способов изучения эффекта гипергликемии у животного — это удаление поджелудочной железы, частично или полностью. Вид животного, который будет использован в рамках данной модели, зависит от целей исследования. В целом чем меньше животное, тем более адаптирована модель к различным условиям и, соответственно, дешевле стоимость эксперимента, поэтому наиболее часто используют крыс и мышей. Тем не менее серьезная критика применения грызунов заключается в том, что полученные данные могут неадекватно отражать заболевание относительно человека, в связи с этим в ряде случаев требуются более крупные животные, такие как кошки, собаки, свиньи и приматы [8].

Несмотря на доступность исследования с точки зрения финансовой составляющей, развитие гипоинсулинемии и гипергликемии при тотальной панкреатэктомии уже в первые сутки после операции, широкое использование данной модели ограничивают следующие факторы [9]:

• высокий уровень технического оснащения и хирургического мастерства исследователя;
• высокий процент летальности (наиболее высокий среди всех моделей диабета);
• развитие диабета через 9 месяцев при условии 80 % субтотальной панкреатэктомии [10];
• большой риск инфекционных осложнений в послеоперационном периоде;
• экскреторная недостаточность поджелудочной железы, которая требует заместительной терапии;
• возможность регенерации клеток ткани поджелудочной железы при наличии остаточной ткани после панкреатэктомии.

Генетические модели

Существуют несколько типов грызунов, способных к спонтанному развитию диабета: мышь NOD, крысы ВВ, LETL, KDP, LEW-iddm и др. Мышь NOD и крыса BB на сегодняшний день наиболее широко используются для работы с экспериментальными моделями диабета.

NOD-мышь (Non-Obese Diabetes) — так называемая модель диабета без ожирения. Инбредная линия NOD создана в Японии в 1980-х гг. как подтип CTS (мыши, подверженные катаракте) с явной склонностью к развитию гипергликемии. Как и у человека, СД1 у мышей NOD развивается в результате хронической деструкции β-клеток поджелудочной железы иммунной системой, что приводит к дефициту инсулина, гипергликемии и глюкозурии, однако характерной чертой данной модели является высокая устойчивость к развитию кетоацидоза. Мыши могут оставаться живыми в течение 2–4 недель после констатации заболевания без введения инсулина, и в случае полного отсутствия терапии смерть будет скорее результатом обезвоживания, а не кетоацидоза. Начиная с возраста 3–4 недель у мышей NOD вокруг островков поджелудочной железы развивается инфильтрат мононуклеарных клеток (инсулит), который прогрессирует примерно в течение 100 дней до наступления стадии инвазивного инсулита и полного разрушения β-клеток [11]. Первоначально антигенпредставляющие клетки презентуют аутоантиген к CD4⁺ T-лимфоцитам, которые запускают каскад воспалительных реакций [12].

Далее конечное повреждение β-клеток, продуцирующих инсулин в островках Лангерганса, опосредуется в основном CD8⁺ T-лимфоцитами [13]. Стоит отметить, что, хотя мыши NOD имеют повышенную генетическую восприимчивость к СД1, развитие болезни может быть модулировано различными факторами окружающей среды (включая температуру, диету и инфекционные агенты). Следовательно, не у всех мышей NOD в колонии будет развиваться картина, подобная СД1. При определенных условиях заболеваемость диабетом достигает 80–95 % среди самок и 20–40 % среди самцов в возрасте 40 недель [14]. Изменчивость в заболеваемости частично связана с патогенной средой и восприимчивостью иммунной системы мышей NOD. Более высокая заболеваемость наблюдается в «очень чистых» специфических (SPF-виварий) и условно-чистых условиях (SOPF), а половое различие нивелируется в аксенических условиях, при которых у самцов NOD развивается картина СД1 с такой же скоростью, с какой и у самок [15, 16]. В обычной среде, не связанной с SPF, частота диабета может снижаться до 10 % [17].

В дополнение к развитию СД1 мыши NOD подвержены также развитию тиреоидита, сиалоаденита, аутоиммунной гемолитической анемии и волчаночноподобного синдрома.

Как у мышей NOD, так и у людей наиболее важным генетическим фактором, способствующим восприимчивости СД1, являются аллели главного комплекса гистосовместимости. В некоторых случаях такие гены, как Ag7, или такие локусы, как CTLA, рассматриваются в качестве гомологичных у людей и мышей, что позволяет использовать данную модель, в том числе и с помощью трансгенных подходов, как основу для изучения факторов, ускоряющих или замедляющих развитие СД1 [18, 19]. Существует большое количество работ, доказывающих эффективность таргетной терапии для профилактики и лечения СД1 на данной модели животных [20–22]. Однако клинические исследования в полной мере этих выводов не подтверждают. Авторы подчеркивают необходимость осторожной экстраполяции результатов с четко определенной модели инбредного животного на гетерогенную популяцию людей [23]. С целью нивелирования различий между видами созданы так называемые «очеловеченные», или гуманизированные (Humanized), NOD-мыши, которым внедрили молекулы HLA 1-го или 2-го класса с целью дальнейшего анализа их про- или антидиабетогенных свойств и идентификации эпитопов Т-клеток, имеющих отношение к развитию заболевания у человека [24].

Таким образом, к преимуществам данного метода относятся:

• отсутствие необходимости хирургических манипуляций для создания экспериментальной модели диабета;
• заболеваемость может достигать 90–95 %;
• возможность применения модели для долгосрочного исследования;
• возможность использования данной модели в качестве основы для трансгенных манипуляций.

К недостаткам данной модели относятся:

• высокая стоимость (как крыс в целом, так и их содержания);
• строгие (SPF) условия для вивария, которые влияют на заболеваемость;
• развитие сопутствующих заболеваний (сиалоаденит, тиреоидит, гемолитическая болезнь);
• развитие заболевания в среднем между 18-й и 20-й неделями (глюкоза крови > 250 мг/дл) [25];
• устойчивость к развитию кетоацидоза как проявления заболевания.

BB-крысы (BioBreeding rats) получены от аутбредных крыс Wistar в 1974 г. в Канаде [26]. Животные склонны к развитию таких симптомов заболевания, как потеря веса, полиурия, полидипсия, гипергликемия и инсулинопения, которые приводят к развитию тяжелого кетоацидоза и смерти в случае отсутствия заместительной терапии экзогенным инсулином. Клиническая картина проявляется в среднем на 12-й неделе жизни животного, часто во время полового созревания (8–16-я неделя). Заболеваемость среди крыс составляет более 90 %, причем она одинакова среди самцов и самок [27]. Подобно мышам NOD, островки Лангерганса BB-крыс подвергаются иммунной атаке Т-, B-лимфоцитами, макрофагами и естественными киллерами, что вызывает развитие инсулита. К преимуществам данной модели относится также более близкая к человеческой «избирательная» морфологическая картина развития инсулита, в отличие от тотальных повреждений бета-клеток у мышей NOD [28]. Как правило, данная модель отличается наличием глубокой T-клеточной лимфопении, в частности, клеток, которые экспрессируют рецепторы к АДФ-рибозилтрансферазе (ART2⁺) и, по-видимому, имеют иммуномодулирующие свойства, так как при их превентивной трансфузии не происходит формирования ни морфологической, ни клинической картины СД1 [29]. Лимфопения не является характерной чертой диабета 1-го типа ни у людей, ни у мышей NOD. Следовательно, это воспринимается как недостаток в использовании крыс BB в качестве модели СД1 [26]. Т-лимфопения присутствует уже при рождении крысы, и ее тяжесть обосновывает развитие иммунодефицита грызуна. Кроме того, подобно мышам NOD, BB-крысы подвержены развитию аутоиммунных сиалоаденита и тиреоидита.

К преимуществам данного метода относятся:

• отсутствие необходимости хирургических манипуляций;
• заболеваемость достигает 90–95 %;
• возможность долгосрочного исследования;
• возможность использования модели для изучения индукции толерантности при трансплантации островков Лангерганса.

К недостаткам данной модели относятся:

• высокая стоимость;
• глубокий иммунодефицит в связи с врожденной лимфопенией;
• развитие клинической картины заболевания в среднем на 12-й неделе;
• развитие сопутствующих заболеваний (сиалоаденит, тиреоидит);
• строгие условия SPF-вивария.

Химические модели

Для создания модели диабета используются химические агенты, в результате действия которых происходит избирательное повреждение β-клеток поджелудочной железы и развивается картина сахарного диабета. Для индукции модели применяют несколько веществ, обладающих диабетогенной активностью: стрептозотоцин и аллоксан, пиринурон [30], дитизон [31], диалуровую кислоту [32] и др. Помимо данных веществ, существуют другие соединения, позволяющие имитировать специфическое осложнение у животного уже с проявлениями диабета, например флоризин. Наиболее часто используют аллоксан и стрептозотоцин. Оба являются цитотоксическими аналогами глюкозы. Несмотря на различия в фармакодинамике, механизмы избирательного действия данных препаратов на β-клетки идентичны.

Моделирование аллоксанового диабета

В 1838 г. Wöhler и Liebig синтезировали производное пиримидина (2,4,5,6-тетраоксипиримидин, 5,6-диоксиурацил), которое позднее назвали аллоксаном [33]. Название возникло из слияния двух понятий — «аллантоин» и «оксалуровая кислота». Аллантоин — это продукт мочевой кислоты, выделяемый аллантоисом эмбриона птицы, а оксалуровая кислота была получена из щавелевой кислоты и мочевины. В 1943 г. аллоксан стал объектом интереса диабетологов: Dunn, Sheehan и McLetchie сообщили, что в результате применения данного препарата наблюдается специфический некроз β-клеток поджелудочной железы [34, 35].

Вызванная препаратом инсулинопения обусловливает состояние экспериментального сахарного диабета, называемого «аллоксановый диабет» [36]. В водном растворе аллоксан в течение нескольких минут спонтанно разлагается на недиабетогенную аллоксановую кислоту [37]. При температуре тела (37 °C) и уровне pH 7,4 период полураспада аллоксана равен 1,5 минуты [38].

При более низких температурах период полувыведения аллоксана больше, и поскольку аллоксан является слабой кислотой, он более стабилен при более низком рН. Аллоксан — гидрофильное нестабильное соединение с глюкозоподобной структурой. Данные свойства необходимы для развития диабета. Именно гидрофильность препарата предотвращает его проникновение через билипидный слой плазматической мембраны, тогда как глюкозоподобная структура позволяет взаимодействовать с транспортером глюкозы 2-го типа (GLUT2) в плазматической мембране β-клеток [39]. По данным авторов, аллоксан не ингибирует функцию транспортера и поэтому может избирательно поступать в β-клетки в неограниченном количестве [40]. Структурная особенность соединения заключается в его центральной 5-карбонильной группе, которая реагирует с тиольными группами разных ферментов, особенно с наиболее чувствительной к нему глюкокиназой (гексокиназой IV) [41]. Результатом взаимодействия препарата с последней является опосредованное снижением продукции АТФ, подавление глюкозоиндуцированной секреции инсулина [42]. Ингибирование глюкокиназы возникает уже через 1 минуту после введения препарата [41]. Стимуляция выработки инсулина происходит в короткий промежуток времени после ингибирования глюкокиназы в связи с торможением фосфорилирования глюкозы. В течение часа после индукции модели такие вещества, как лейцин или толбутамид, способны стимулировать секрецию инсулина, так как она опосредуется не через глюкокиназу. В дальнейшем вследствие прогрессирующего повреждения β-клеток возможность индукции секреции инсулина полностью утрачивается [43]. Имеются данные, что цистеин и другие тиолы способны восстанавливать аллоксан до диалуровой кислоты, препятствуя взаимодействию с глюкокиназой, как и глюкоза, правда уже в качестве конкурента аллоксана. На данный момент причиной цитотоксического действия аллоксана признается воздействие активных форм кислорода (АФК), синтезирующихся в цикле аллоксан – диалуровая кислота, которые в отдельности не токсичны для β-клеток [44–46]. Для реакций данного цикла необходим кислород, который преобразуется в супероксидные и далее в гидроксильные радикалы. Скорее всего, супероксидные радикалы не отвечают за цитотоксичность аллоксана и диалуровой кислоты, и большая часть исследований указывает на гидроксильные радикалы в качестве основной причины цитотоксичности [38]. Данное предположение авторы объясняют тем, что каталаза, инактивирующая пероксид, обеспечивает лучшую защиту от токсичности аллоксана и диалуровой кислоты по сравнению с супероксиддисмутазой [38].

Высказано предположение, что нарушения во внутриклеточном гомеостазе кальция представляют собой важный шаг в диабетогенном действии аллоксана [47]. Эта концепция подтверждена экспериментами in vitro и in vivo, которые демонстрируют, что аллоксан повышает содержание цитозольного свободного Ca²⁺ в 2,5 раза в клетках поджелудочной железы, что рассматривается как одна из причин, приводящая к разрывам цепей ДНК и цитотоксичности препарата для β-клеток [47–49]. В ответ на введение препарата в организме животного запускается процесс, который проходит несколько последовательных фаз, описанных S. Lensen [38].

Максимальная продолжительность первой фазы составляет 30 минут, которая наступает сразу после инъекции аллоксана и является переходной гипогликемической фазой. Этот кратковременный гипогликемический ответ представляет собой результат временной стимуляции секреции инсулина в ответ на блокирование фосфорилирования глюкозы, о котором упоминалось выше. На данном этапе морфологические изменения в клетках поджелудочной железы минимальны [50].

Во второй фазе, наступающей через час после применения аллоксана, повышается концентрация глюкозы в крови. Более того, одновременно с этим снижается концентрация плазменного инсулина. Эта первая гипергликемическая фаза, которая длится обычно 2–4 часа, вызвана ингибированием секреции инсулина и приводит к гипоинсулинемии. В этой фазе β-клетки проявляют следующие морфологические особенности: внутриклеточная вакуолизация, дилатация эндоплазматического сети, уменьшение площади аппарата Гольджи, уменьшение секреторных гранул, в частности содержащих инсулин, набухание митохондрий [50].

Третья, транзиторная гипогликемическая фаза обычно развивается через 4–8 часов после инъекции и длится несколько часов, максимум сутки [51]. На этом этапе животному стоит уделить особое внимание, так как вероятность смерти крайне высока. В результате падения уровня глюкозы крови может развиться судорожный синдром и стремительно истощаются запасы гликогена в печени, что без терапии глюкозой обычно заканчивается фатально [52]. Резкий скачок уровня инсулина в крови выступает следствием индуцированного аллоксаном разрушения плазматической мембраны β-клеток поджелудочной железы. Кроме того, наблюдаются повреждения других субклеточных органелл. В дополнение к данным морфологическим изменениям некоторые ядра β-клеток становятся пикнотическими, что свидетельствует о некрозе клеток [53].

Четвертый этап — это конечная постоянная диабетическая гипергликемическая фаза, которая длится 12–48 часов и морфологически характеризуется полной дегрануляцией и потерей целостности β-клеток. Не-β-клетки (α-, δ-, pp-клетки) поджелудочной железы остаются интактными и демонстрируют селективный характер токсического действия на β-клетки. Происходящий из некротических β-клеток клеточный дебрис поглощается макрофагами [38]. Многие животные проявляют чувствительность к диабетогенным свойствам аллоксана. Так, аллоксан может быть использован у крыс, мышей [54], кроликов [55], свиней [56] и собак [50]. Такие животные, как морские свинки и кошки, устойчивы к аллоксану, хотя последние чувствительны к его побочным эффектам, особенно к нефротоксическому действию препарата. Было отмечено, что лекарство оказывает диабетогенное действие при парентеральном введении, то есть внутривенно, внутрибрюшинно или подкожно [57, 58]. Кроме того, доза аллоксана, необходимая для индуцирования диабета, зависит от вида животных, способа введения и состояния питания.

Наиболее часто для индукции аллоксанового диабета используют крыс. Диабетогенная доза аллоксана для крыс колеблется между 100 и 200 мг/кг. Однако однократное внутривенное введение аллоксана в указанных дозах высокотоксично и часто заканчивается фатально. С целью снижения общей смертности и токсичности рекомендуется уменьшить дозу аллоксана в 2–3 раза [59]. В рамках исследований Federiuk et al. было выявлено, что наиболее успешной методикой индукции диабета (при летальности 10 и 80 %) является интраперитонеальное однократное введение аллоксана в дозировке 200 мг/кг [57].

Гипергликемия, возникающая после разрушения аллоксаном β-клеток, нестабильна и может оказаться обратимым процессом, который по истечении определенного времени приведет к нормализации уровня глюкозы крови [60].  Поскольку аллоксан и глюкоза конкуренты как для GLUT2, так и для глюкокиназы, более низкая концентрация глюкозы в плазме улучшает взаимодействие аллоксана с β-клетками, поэтому перед инъекцией аллоксана необходим период голодания в среднем от 12 до 24 часов [61].

Высокая нефротоксичность и гепатотоксичность обусловлены наличием рецепторов к GLUT2 в клетках почечных канальцев и гепатоцитов [62], что в свою очередь служит причиной развития уремико-диабетического синдрома в первые 5 суток после операции с показателем летальности в среднем 30 % [63]. В отличие от почечной ткани гепатоциты обладают более высокой антиоксидантной активностью и часто проявляют свою реакцию на препарат уже в отдаленном периоде [64, 65].

Резюмируя вышесказанное, следует отметить следующие преимущества аллоксановой модели диабета:

• стоимость модели наиболее низкая из известных на данный момент;
• заболеваемость составляет 80 %;
• клиническая картина диабета развивается спустя 48–72 часа от начала эксперимента.

Однако существуют и определенные недостатки:

• высокая нефротоксичность;
• гепатотоксичность;
• возможна токсичность и для других органов [66];
• высокая летальность (минимум 30 %) [57];
• развитие «смешанного» диабета за счет формирования инсулинорезистентности [67].

Модель диабета, созданная введением стрептозотоцина (STZ)

Данный аналог нитрозомочевины является гидрофильным соединением и, подобно аллоксану, проникает в β-клетку с транспортом GLUT2 [68]. Известно три пути разрушения β-клеток, которые реализуются параллельно. Так, основной механизм заключается в истощении поли(АДФ-рибоза)-полимеразы и никотинамидадениндинуклеотида в ответ на алкилирование ДНК, что приводит к снижению содержания АТФ и ингибированию секреции инсулина [68]. К этому процессу присоединяется действие внутриклеточного оксида азота, образующегося в результате действия стрептозотоцина, который подавляет работу цикла Кребса, образование гидроксильных радикалов и вызывает кислородное голодание митохондрий [69]. Кроме того, обнаружено, что STZ генерирует АФК, которые также способствуют фрагментации ДНК и вызывают другие повреждения в клетках [70]. В конечном счете повреждение ДНК в сочетании с истощением энергии обусловливает гибель β-клеток. Существуют различные схемы введения препарата животному, однако, по мнению авторов, наиболее эффективно для моделирования СД1 однократное введение диабетогенной дозы стрептозотоцина. При использовании стрептозотоцина стоит учитывать не только межвидовую, но и внутривидовую чувствительность к действию препарата. Известно, что самки более устойчивы к развитию диабета в рамках данной модели [9]. Наиболее чувствительными считаются крысы при однократном внутривенном введении стрептозотоцина в дозировке от 35 до 65 мг/кг [68]. Для мышей средняя дозировка составляет 100–200 мг/кг, для кроликов — 300 мг/кг [71]. Стрептозотоцин не блокирует действие глюкокиназы в отличие от аллоксана с его 5-карбонильной группой, в связи с чем отсутствует начальная гипогликемическая фаза. Далее, за редким исключением, наблюдается та же последовательность фаз (2–4-й), что и при использовании аллоксана, развитие клинической картины происходит в среднем спустя 72 часа от момента введения препарата внутрибрюшинно. Популярность модели диабета с применением стрептозотоцина оправдана в первую очередь за счет меньшей гепато- и нефротоксичности, а также в связи с другим механизмом действия, позволяющим создать модель с долгосрочной перспективой. Однако вероятность развития инсулиномы почки или печени напрямую зависит от длительности эксперимента в силу онкогенного действия стрептозотоцина, и, как следствие, возможно спонтанное «выздоровление» в виде компенсации картины диабета [72].

Преимущества стрептозотоциновой модели диабета:

• приемлемая стоимость по сравнению с генетическими моделями;
• развитие клинической картины диабета через 72 часа от начала эксперимента;
• возможность создания долгосрочной модели.

Недостатки данной модели диабета:

• онкогенное действие стрептозотоцина;
• спонтанное «выздоровление»;
• высокая стоимость по сравнению с аллоксановой моделью;
• видовая и гендерная специфичность;
• развитие «смешанного» диабета за счет формирования инсулинорезистентности [67].

Заключение

Таким образом, необходимость использования экспериментальных моделей на животных в изучении СД1 определяется влиянием данного заболевания как на качество жизни отдельного человека, так и на популяцию в целом.

Значительный объем информации, касающийся различных аспектов патогенеза и этиологии, был получен именно в результате доклинических исследований. К сожалению, несмотря на широкий спектр имеющихся возможных путей индукции диабета, ни одна из моделей не может отразить в полной мере сущность заболевания и имитировать все особенности СД1 человека. Тем не менее использование и усовершенствование экспериментальных моделей диабета на животных необходимо для разработки новых подходов к моделированию данного заболевания, а также изучения эффективности различных лекарственных препаратов.

Об авторах

Мария Игоревна Ярмолинская

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии им. Д.О. Отта»; ФГБОУ ВО «Северо-Западный государственный медицинский университет им. И.И. Мечникова» Минздрава России

Email: m.yarmolinskaya@gmail.com
SPIN-код: 3686-3605
Scopus Author ID: 489874

д-р мед. наук, профессор РАН, руководитель отдела эндокринологии репродукции, руководитель центра «Диагностика и лечение эндометриоза»; профессор кафедры акушерства и гинекологии

Россия, Санкт-Петербург

Нелли Юрьевна Андреева

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии им. Д.О. Отта»

Автор, ответственный за переписку.
Email: Nelly8352@yahoo.com

клинический ординатор

Россия, Санкт-Петербург

Елена Ивановна Абашова

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии им. Д.О. Отта»

Email: abashova@yandex.ru
SPIN-код: 2133-0310
Scopus Author ID: 252499

канд. мед. наук, старший научный сотрудник отдела эндокринологии репродукции

Санкт-Петербург

Елена Владимировна Мишарина

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии им. Д.О. Отта»

Email: mishellena@gmail.com

канд. мед. наук, старший научный сотрудник отдела эндокринологии репродукции

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

Дополнительные файлы