Морфологические характеристики секреторных нейронов ядер гипоталамуса при воздействии темновой депривации у самок крыс

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

В эксперименте на беспородных крысах-самках 4-месячного возраста исследовано влияние 30-суточной темновой депривации (свето-темновой режим 24/0 ч, искусственное освещение 300 Лк) на супрахиазматическое (СХЯ) и аркуатное (АЯ) ядра гипоталамуса. Исследование показало, что при постоянном искусственном освещении в течение 30 сут. уменьшаются морфометрические параметры СХЯ гипоталамуса: площадь и объем перикариона СХЯ на 8,6 % (p < 0,001) и 4,6 % (p < 0,001); площадь и объем ядра на 7,6 % (p < 0,05) и 11,6 %. Выявлено уменьшение размеров АЯ: площадь и объем перикариона на 41,3 % (p < 0,001) и 56,8 % (p < 0,001); площадь и объем ядра на 42,7 % (p < 0,001) и 54,4 % (p < 0,001). Морфометрические характеристики СХЯ и АЯ практически полностью восстанавливались до значений контрольной группы в течение 14 дней после отмены темновой депривации, что отражает процессы обратимого повреждения нейронов за счет реализации компенсаторно-приспособительных механизмов.

Полный текст

Гипоталамус играет ключевую роль в регуляции различных функций организма, таких как эндокринная деятельность, автономная и соматическая нервные системы. Этот участок мозга также отвечает за контроль ритмов и может быть вовлечен в процессы старения [1]. Некоторые гипоталамические ядра, включая супрахиазматическое (СХЯ) ядро, могут быть связаны с реализацией программы старения. В настоящее время имеется достаточное количество данных, подтверждающих роль СХЯ гипоталамуса в координации циркадных ритмов [2, 3]. Негативные воздействия на СХЯ приводит к нарушению ритмических функций, даже в условиях «свет – темнота» [4, 5, 6]. В СХЯ содержатся клетки, содержащие гонадолиберин. Сохранение циклических процессов в организме обеспечивается способностью СХЯ передавать информацию ядрам-мишеням гипоталамуса [7, 8], одним из которых является аркуатное ядро (АЯ) гипоталамуса, что приводит к синхронизации гормональной и вегетативной систем. Аркуатное ядро, расположенное в медиобазальных отделах гипоталамуса, содержит кисспетиновые нейроны, важные для репродукции. Нейроны АЯ играют ключевую роль в генерировании пульсирующего высвобождения ГнРГ [9, 10, 11, 12], что в свою очередь способствует секреции фолликулостимулирующего гормона (ФСГ) гонадотропоцитами аденогипофиза [13], способствует гаметогенезу и выработке половых гормонов. СХЯ и АЯ гипоталамуса продолжают быть объектом исследований для понимания факторов, оказывающих влияние на женскую репродуктивную систему.

ЦЕЛЬ РАБОТЫ

Определить изменение морфометрических показателей СХЯ и АЯ гипоталамуса самок белых крыс при воздействии темновой депривации.

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ

Крысы-самки содержались в виварии лаборатории токсикологии НЦИЛС ВолгГМУ с контролируемой температурой и влажностью в соответствии с правилами лабораторной практики РФ (ГОСТ 33044-2014) и с соблюдением требований Директивы 2010/63/EU Европейского парламента и Совета Европейского Союза от 22.09.2010. Животные имели свободный доступ к пище и воде. Проводимое исследование одобрено локальным этическим комитетом Волгоградского государственного медицинского университета (протокол от 25.11.2022 № 2022/164).

Исследование выполнено на 4-месячных половозрелых самках крыс. После 2-недельного карантина лабораторных животных рандомно разделили на 2 группы: контрольная (n = 12) (группа 1) и опытная (n = 24) (группа 2 и группа 3). Первая группа содержалась при искусственном освещение (12 свет/12 темнота, 300 Люкс) в течение 30 сут. Вторая и третья группы были помещены в условиях постоянного искусственного освещения (24/0, 300 Люкс) в течение 30 сут. Животные третьей группы 31–45-е сут. находились в условиях искусственного освещения (12 свет/12 темнота, 300 Люкс).

После проведения эксперимента животные первой и второй групп были вскрыты на 31-е сут. эксперимента, а животные третьей группы – на 45-е сут. эксперимента путем декапитации (гильотина, ООО «Открытая наука», Москва, Россия) под хлоралгидратным наркозом (400 мг/кг в воде очищенной в объеме 10 мл/кг, внутрибрюшинно) [14]. После вскрытия черепной коробки головной мозг фиксировали в 10%-м забуференном нейтральном растворе формальдегида с дальнейшим проведением автоматизированной гистологической проводки (Leica TP1020). Срезы толщиной 6 мкм окрашивали гематоксилином и эозином и толуидиновым синим по методу Ниссля [8]. Исследование микропрепаратов проводилось с помощью микроскопа Leica DM 1000 (Leica Microsystems GmbH, Германия). Морфометрия СХЯ и АЯ гипоталамуса проводилась с помощью программного комплекса LAS v.4.7. Определялись площадь и объем перикарионов, ядер и ядрышек СХЯ и АЯ гипоталамуса. Функциональную активность СХЯ и АЯ гипоталамуса оценивали по количественному анализу морфометрических параметров ядер нейроцитов, которые кореллируют с интенсивностью транскрипции и могут служить инструментом оценки их функционального состояния [15, 16].

Статистическую обработку данных проводили с использованием пакетов программ GraphPad Prism 8.0. Различия между группами оценивали с помощью рангового однофакторного дисперсионного анализа Краскела – Уоллиса с апостериорным критерием Данна и считали статистически значимыми при p < 0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

При изучении морфологических особенностей СХЯ гипоталамуса самок крыс контрольной группы выявлено, что все нейроны имели многоугольную форму с округлым или овальным темноокрашенным ядром, занимающим значительную часть перикариона, цитоплазма умеренно базофильная. Ядрышко располагалось центрально и периферически. Средняя площадь перикариона составила (97,56 ± 2,01) мкм2, ядра – (50,01 ± 1,87) мкм2, ядрышка – (3,23 ± 0,08) мкм2. Средний объем перикариона составил (599,43 ± 29,94) мкм3, ядра – (212,5 ± 7,03) мкм3, ядрышка – (3,77 ± 0,11) мкм3.

По результатам эксперимента световой десинхроноз в виде круглосуточной темновой депривации на протяжении 30 сут. привел к статистически значимому незначительному уменьшению средней площади и объема перикарионов СХЯ на 8,6 % (p < 0,001) и 4,6 % (p < 0,001) соответственно. Также отмечено статистически достоверное снижение площади и объема ядра на 7,6 % (p < 0,05) и 11,6 %. Выявлено уменьшение морфометрических параметров ядрышек СХЯ: площади и объема на 9,9 и 5,8 % соответственно (рис. 1), однако эти изменения не были статистически достоверными.

 

* p < 0,05 по отношению к показателю животных группы 1; ** p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 1; # p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 2 (ранговый однофакторный анализ Краскела – Уоллиса, критерий Данна).

Рис. 1. Морфометрические параметры СХЯ самок крыс с ускоренным старением, вызванным 30-дневной темновой депривацией (свето-темновой цикл 24/0 ч), M ± m

 

Через 14 дней после отмены постоянного освещения наблюдалось частичное восстановление размеров СХЯ: увеличение площади и объема перикарионов нейронов СХЯ на 3,6 и 2,1 % соответственно. Также отмечалось увеличения площади и объема ядра на 5,0 и 7,8 % соответственно, а также увеличение площади и объема ядрышек СХЯ на 5,8 и 1,7 %.

Исследование АЯ гипоталамуса самок крыс контрольной группы показало, что нейроны имели неправильную звездчатую форму с центрально расположенными ядрами, цитоплазма умеренно базофильная. Ядрышко располагалось центрально и периферически. Средняя площадь перикариона составила (161,8 ± 3,48) мкм2, ядра – (85,21 ± 2,57) мкм2, ядрышка – (3,73 ± 0,18) мкм2. Средний объем перикариона составил (1504,0 ± 62,82) мкм3, ядра – (513,5 ± 23,49) мкм3, ядрышка – (5,37 ± 0,31) мкм3.

В АЯ гипоталамуса после 30-суточной темновой депривации выявлены значительные изменения морфометрических параметров. Постоянное освещение вызвало уменьшение средней площади и объемов перикарионов на 41,3 % (p < 0,001) и 56,8 % (p < 0,001) соответственно. Уменьшилась площадь и объем ядер АЯ на 42,7 % (p < 0,001) и 54,4 % (p < 0,001). Изменения морфометрических размеров ядрышек АЯ сопровождались снижением площади и объема ядрышек на 9,9 и 11,6 %. Морфометрический анализ ядрышек показал отсутствие статистически достоверных различий у самок крыс в рассматриваемых экспериментальных условиях (рис. 2).

 

* p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 1; # p < 0,05 по отношению к показателю животных группы 2; ## p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 2 (ранговый однофакторный анализ Краскела – Уоллиса, критерий Данна).

Рис. 2. Морфометрические параметры АЯ самок-крыс с ускоренным старением, вызванным 30-дневной темновой депривацией (свето-темновой цикл 24/0 ч), M ± m

 

Через 14 дней после отмены постоянного освещения наблюдалось частичное восстановление размеров АЯ ядра: увеличение на 30,2 % (p < 0,001) площади и на 48,9 % (p < 0,05) объема перикарионов нейронов АЯ. Также отмечалось увеличение площади и объема ядра АЯ на 24,1 % (p < 0,05) и 42,5 % (p < 0,05), увеличение площади и объема ядрышка АЯ на 5,8 и 7,8 %.

Длительное непрерывное воздействие света вызывает изменения в АЯ и СХЯ гипоталамуса, характеризующиеся гипотрофией, снижение их объема, сопровождающееся уменьшением размера ядра [17], что в долгосрочной перспективе может повлиять на функциональную и синтетическую активность нейроцитов и репродуктивную функцию.

Отмена темновой депривации приводит к частичному восстановлению морфометрических показателей нейронов СХЯ и АЯ гипоталамуса, а также к повышению функциональной и синтетической активности этих нейронов, что свидетельствует о восстановлении циркадных ритмов и доминировании светового режима в регуляции гипоталамуса.

Эти результаты подчеркивают важность поддержания стабильных условий освещенности для сохранения нормальной функции нейронов гипоталамуса и предотвращения возможных изменений, а также подчеркивают роль светового режима в обеспечении нормального физиологического состояния организма. Дальнейшие исследования в этом направлении могут помочь более полно раскрыть механизмы регуляции гормонального баланса и поведенческих аспектов у животных и, возможно, у людей.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Постоянное круглосуточное освещение в течение 30 сут. приводит к уменьшению морфометрических параметров СХЯ и АЯ гипоталамуса самок крыс, что свидетельствует о снижении их синтетической активности. Отмена темновой депривации на 14 сут. сопровождается восстановлением параметров СХЯ и АЯ до значений, характерных для контрольных животных. Выявленные в ходе эксперимента морфологические изменения СХЯ и АЯ гипоталамуса отражают развитие процессов обратимого повреждения нейронов за счет реализации компенсаторно-приспособительных механизмов.

×

Об авторах

Лариса Игоревна Кондакова

Волгоградский государственный медицинский университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: larisakondakova@gmail.com

кандидат медицинских наук, доцент, доцент кафедры гистологии, эмбриологии, цитологии

Россия, Волгоград

Список литературы

  1. Маслюков П.М., Ноздрачев А.Д. Гипоталамические механизмы регуляции старения. Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2021;57(3);224–239. doi: 10.31857/S0044452921030074.
  2. Hastings M.H., Maywood E.S. and Brancaccio M. Generation of circadian rhythms in the suprachiasmatic nucleus. Nature Reviews Neuroscience. 2018;19(8):453–469.
  3. Xu P., Berto S., Kulkarni A., Jeong B., Joseph C., Cox K.H. et al. NPAS4 regulates the transcriptional response of the suprachiasmatic nucleus to light and circadian behavior. Neuron. 2021;109(20):3268–3282. doi: 10.1016/j.neuron.2021.07.026.
  4. Perreau-Lenz S., Kalsbeek A., Garidou M.L., Wortel J., van der Vliet J., van Heijningen C. et al. Suprachiasmatic control of melatonin synthesis in rats: inhibitory and stimulatory mechanisms. European Journal of Neuroscience. 2003;17(2):221–228. doi: 10.1046/j.1460-9568.2003.02442.x.
  5. Ruiter M., La Fleur S.E., van Heijningen C., van der Vliet J., Kalsbeek A., Buijs R.M. The daily rhythm in plasma glucagon concentrations in the rat is modulated by the biological clock and by feeding behavior. Diabetes. 2003;52(7):1709–1715.
  6. Silver R., LeSauter J., Tresco P.A., Lehman M.N. A diffusible coupling signal from the transplanted suprachiasmatic nucleus controlling circadian locomotor rhythms. Nature. 1996;382(6594):810–813.
  7. Buijs R.M., Scheer F.A., Kreier F., Yi Ch., Bos N., Goncharuk V.D. et al. Organization of circadian functions: interaction with the body. Progress in brain research. 2006;153:341–360.
  8. Guo H., Brewer J.M., Champhekar A., Harris R.B., Bittman E.L. Differential control of peripheral circadian rhythms by suprachiasmatic-dependent neural signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of The United States of America. 2005;102(8):3111–3116.
  9. Dulka E., Moenter S. SAT-412 Effects of the Ovary and Dihydrotestosterone on Firing Rate of GnRH Neurons in Prenatally Androgenized Mice. Journal of the Endocrine Society 3 (Supp.1). 2019;3. doi: 10.1210/js.2019-SAT-412.
  10. Herbison A.E. The gonadotropin-releasing hormone pulse generator. Endocrinology. 2018;159(11):3723–3736.
  11. Padilla S.L., Perez J.G., Ben-Hamo M., Johnson C.W., Sanchez R.E.A., Bussi I.L. et al. Neurons in the Arcuate Nucleus of the Hypothalamus Orchestrate Circadian Rhythms and Meta-bolism. Current biology. 2019;29(4):592–604.e4. doi: 10.1016/j.cub.2019.01.022.
  12. McQuillan H.J., Han S.Y., Cheong I., Herbison A.E. GnRH Pulse Generator Activity Across the Estrous Cycle of Female Mice. Endocrinology. 2019;160(6):1480–1491. doi: 10.1210/en.2019-00193.
  13. Gottsch M.L., Clifton D.K., Steiner R.A. Kisspepeptin-GPR54 signaling in the neuroendocrine reproductive axis. Molecular and cellular endocrinology. 2006;254–255:91–96. doi: 10.1016/j.mce.2006.04.030.
  14. Кондакова Л.И., Багметова В.В., Сиротенко В.С., Доника А.Д. Влияние мелатонина на динамику массы тела и уровень белка Клото в крови у животных с преждевременным старением, вызванным темновой депривацией. Вестник Волгоградского государственного медицинского университета. 2022;19(4):110–117. doi: 10.19163/1994-9480-2022-19-4-110-117.
  15. Ажикова А.К., Самотруева М.А., Смирнов А.В., Замлелов А.А. Морфофункциональное состояние аркуатного ядра гипоталамуса крыс в динамике ожоговой травмы. Морфологические ведомости. 2020;28(2):9–17. doi: 10.20340/mv-mn.2020.28(2):9-17.
  16. Муратова Н.Р., Котельникова С.В. Функциональное состояние аркуатного ядра гипоталамуса в динамике токсического стресса, вызванного солью кадмия. Современные проблемы науки и образования. 2014:6.
  17. Котельникова С.В., Котельников А.В., Зайцев В.Ф. Влияние токсического стресса на морфофункциональное состояние аркуатного ядра гипоталамуса в условиях измененного режима освещенности. Юг России: экология, развитие. 2016;2:185–191.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Морфометрические параметры СХЯ самок крыс с ускоренным старением, вызванным 30-дневной темновой депривацией (свето-темновой цикл 24/0 ч), M ± m * p < 0,05 по отношению к показателю животных группы 1; ** p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 1; # p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 2 (ранговый однофакторный анализ Краскела – Уоллиса, критерий Данна).

Скачать (319KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Морфометрические параметры АЯ самок-крыс с ускоренным старением, вызванным 30-дневной темновой депривацией (свето-темновой цикл 24/0 ч), M ± m * p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 1; # p < 0,05 по отношению к показателю животных группы 2; ## p < 0,001 по отношению к показателю животных группы 2 (ранговый однофакторный анализ Краскела – Уоллиса, критерий Данна).

Скачать (332KB)
Метаданные

© Кондакова Л.И., 2025

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 79562 от 27.11.2020 г.