Белок щелевых контактов коннексин 43 и его распределение в клетках поврежденного нерва

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Обоснование. Белки коннексины, в частности коннексин 43, формируют щелевые контакты, обеспечивающие нейрон-глиальные коммуникации. До настоящего времени не изучался вопрос экспрессии коннексина 43 в фенотипически отличных нейролеммоцитах, в том числе в немиелинизирующих (клетки Ремака) и репаративных шванновских клетках.

Цель — выяснение присутствия в шванновских клетках седалищного нерва крысы коннексина 43 в норме и после механического повреждения путем наложения лигатуры.

Материалы и методы. Исследование проводили на крысах Вистар (n = 10). У подопытных крыс повреждали седалищный нерв путем наложения лигатуры на 40 с. Через 7 сут после операции у животных выделяли сегменты седалищного нерва для последующего иммуногистохимического исследования с применением антител к коннексину 43 и глиальному фибриллярному кислому белку. У крыс контрольной группы аналогичным образом выделяли сегменты интактных седалищных нервов.

Результаты. Показано, что в эндоневрии интактного седалищного нерва крысы клетки, экспрессирующие коннексин 43, отсутствуют. Установлено, что через 7 сут после травмы в эндоневрии поврежденного нерва идентифицируется большое количество коннексин-43-иммунопозитивных клеток неправильной формы с несколькими отростками. Отмечено отсутствие экспрессии коннексина 43 в содержащих глиальный фибриллярный кислый белок шванновских клетках.

Заключение. Можно констатировать, что повреждение нерва ведет к активному синтезу исследуемого белка клетками эндоневрия, однако происхождение клеток, экспрессирующих коннексин 43, еще предстоит выяснить.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Елена Андреевна Колос

ФГБНУ «Институт экспериментальной медицины»

Email: koloselena1984@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-9643-6831
SPIN-код: 1479-5992
Scopus Author ID: 55354374400
ResearcherId: D-1579-2012

научный сотрудник лаборатории функциональной морфологии центральной и периферической нервной системы отдела общей и частной морфологии

Россия, 197022, Санкт-Петербург, ул. Академика Павлова, д. 12

Дмитрий Эдуардович Коржевский

ФГБНУ «Институт экспериментальной медицины»

Автор, ответственный за переписку.
Email: DEK2@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-2456-8165
SPIN-код: 3252-3029
Scopus Author ID: 12770589000
ResearcherId: C-2206-2012

доктор медицинских наук, профессор РАН, заведующий отделом общей и частной морфологии

Россия, 197022, Санкт-Петербург, ул. Академика Павлова, д. 12

Список литературы

  1. Chanson M., Chandross K.J., Rook M.B., et al. Gating characteristics of a steeply voltage-dependent gap junction channel in rat Schwann cells // J Gen Physiol. 1993. Vol. 102, N 5. P. 925–946. doi: 10.1085/jgp.102.5.925
  2. Chandross K.J., Spray D.C., Kessler J.A. Gap junctions and Schwann cells. In: Y. Kanno, K. Kataoka, Y. Shiba, editors. Intercellular Communication through Gap Junctions. Vol. 4. Amsterdam: Elsevier Science B.V., 1995. Р. 273–277. doi: 10.1016/B978-0-444-81929-1.50056-3
  3. Balice-Gordon R.J., Bone L.J., Scherer S.S. Functional gap junctions in the Schwann cell myelin sheath // J Cell Biol. 1998. Vol. 142, N 4. P. 1095–1104. doi: 10.1083/jcb.142.4.1095
  4. Bergoffen J., Scherer S.S., Wang S., et al. Connexin mutations in X-linked Charcot–Marie–Tooth disease // Science. 1993. Vol. 262, N 5142. P. 2039–2042. doi: 10.1126/science.8266101
  5. Scherer S.S., Deschênes S.M., Xu Y.T., et al. Connexin32 is a myelin-related protein in the PNS and CNS // J Neurosci. 1995. Vol. 15, N 12. P. 8281–8294. doi: 10.1523/JNEUROSCI.15-12-08281.1995
  6. Scherer S.S., Xu Y.T., Nelles E., et al. Connexin32-null mice develop demyelinating peripheral neuropathy // Glia. 1998. Vol. 24, N 1. P. 8–20. doi: 10.1002/(sici)1098-1136(199809)24:1<8::aid-glia2>3.0.co;2-3
  7. Spray D.C., Dermietzel R. X-linked dominant Charcot–Marie–Tooth disease and other potential gap-junction diseases of the nervous system // Trends Neurosci. 1995. Vol. 18, N 6. P. 256–262.
  8. Spray D.C., Dermietzel R. Gap junctions in the nervous system. Heidelberg: Springer-Verlag, 1996. 317 р.
  9. Meier C., Dermietzel R., Davidson K.G., et al. Connexin32-containing gap junctions in Schwann cells at the internodal zone of partial myelin compaction and in Schmidt–Lanterman incisures // J Neurosci. 2004. Vol. 24, N 13. P. 3186–3198. doi: 10.1523/JNEUROSCI.5146-03.2004
  10. Li J., Habbes H.W., Eiberger J., et al. Analysis of connexin expression during mouse Schwann cell development identifies connexin29 as a novel marker for the transition of neural crest to precursor cells // Glia. 2007. Vol. 55, N 1. P. 93–103. doi: 10.1002/glia.20427
  11. Bortolozzi M. What’s the function of connexin 32 in the peripheral nervous system? // Front Mol Neurosci. 2018. Vol. 11. P. 227. doi: 10.3389/fnmol.2018.00227
  12. Yoshimura T., Satake M., Kobayashi T. Connexin43 is another gap junction protein in the peripheral nervous system // J Neurochem. 1996. Vol. 67, N 3. P. 1252–1258. doi: 10.1046/j.1471-4159.1996.67031252.x
  13. Mambetisaeva E.T., Gire V., Evans W.H. Multiple connexin expression in peripheral nerve, Schwann cells, and Schwannoma cells // J Neurosci Res. 1999. Vol. 57, N 2. P. 166–175. doi: 10.1002/(SICI)1097-4547(19990715)57:2<166::AID-JNR2>3.0.CO;2-Y
  14. Zhao S., Spray D.C. Localization of Cx26, Cx32 and Cx43 in myelinating Schwann cells of mouse sciatic nerve during postnatal development. In: R. Werner, editor. Gap Junctions. Amsterdam: IOS Press, 1998. Р. 198–202.
  15. Nagaoka T., Oyamada M., Okajima S., Takamatsu T. Differential expression of gap junction proteins connexin26, 32, and 43 in normal and crush-injured rat sciatic nerves. Close relationship between connexin43 and occludin in the perineurium // J Histochem Cytochem. 1999. Vol. 47, N 7. P. 937–948. doi: 10.1177/002215549904700711
  16. Jessen K.R., Morgan L., Stewart H.J., Mirsky R. Three markers of adult non-myelin-forming Schwann cells, 217c(Ran-1), A5E3 and GFAP: development and regulation by neuron-Schwann cell interactions // Development. 1990. Vol. 109, N 1. P. 91–103. doi: 10.1242/dev.109.1.91
  17. Triolo D., Dina G., Lorenzetti I., et al. Loss of glial fibrillary acidic protein (GFAP) impairs Schwann cell proliferation and delays nerve regeneration after damage // J Cell Sci. 2006. Vol. 119, N Pt 19. P. 3981–3993. doi: 10.1242/jcs.03168
  18. Jessen K.R., Mirsky R. Negative regulation of myelination: relevance for development, injury, and demyelinating disease // Glia. 2008. Vol. 56, N 14. P. 1552–1565. doi: 10.1002/glia.20761
  19. Jessen K.R., Mirsky R. The repair Schwann cell and its function in regenerating nerves // J Physiol. 2016. Vol. 594, N 13. P. 3521–3531. doi: 10.1113/JP270874
  20. Jessen K.R., Mirsky R. The success and failure of the Schwann cell response to nerve injury // Front Cell Neurosci. 2019. Vol. 13. P. 33. doi: 10.3389/fncel.2019.00033
  21. Zochodne D.W. Neurobiology of peripheral nerve regeneration. New York: Cambridge University Press, 2008. 276 p.
  22. Fornaro M., Marcus D., Rattin J., Goral J. Dynamic environmental physical cues activate mechanosensitive responses in the repair Schwann cell phenotype // Cells. 2021. Vol. 10, N 2. P. 425. doi: 10.3390/cells10020425
  23. Taveggia C., Feltri M.L. Beyond wrapping: canonical and noncanonical functions of Schwann cells // Annu Rev Neurosci. 2022. Vol. 45. P. 561–580. doi: 10.1146/annurev-neuro-110920-030610
  24. Cisterna B.A., Arroyo P., Puebla C. Role of connexin-based gap junction channels in communication of myelin sheath in Schwann cells // Front Cell Neurosci. 2019. Vol. 13. P. 69. doi: 10.3389/fncel.2019.00069
  25. Sandri C., Van Buren J.M., Akert K. Membrane morphology of the vertebrate nervous system. A study with freeze-etch technique // Prog Brain Res. 1977. Vol. P. 1–384.
  26. Tetzlaff W. Tight junction contact events and temporary gap junctions in the sciatic nerve fibres of the chicken during Wallerian degeneration and subsequent regeneration // J Neurocytol. 1982. Vol. 11. P. 839–858. doi: 10.1007/BF01153522
  27. Chandross K.J., Kessler J.A., Cohen R.I., et al. Altered connexin expression after peripheral nerve injury // Mol Cell Neurosci. 1996. Vol. 7, N 6. P. 501–518. doi: 10.1006/mcne.1996.0036
  28. Chen Z.L., Yu W.M., Strickland S. Peripheral regeneration // Annu Rev Neurosci. 2007. Vol. 30. P. 209–233. doi: 10.1146/annurev.neuro.30.051606.094337
  29. Mirsky R., Woodhoo A., Parkinson D.B., et al. Novel signals controlling embryonic Schwann cell development, myelination and dedifferentiation // J Peripher Nerv Syst. 2008. Vol. 13, N 2. P. 122–135. doi: 10.1111/j.1529-8027.2008.00168.x
  30. Balakrishnan A., Belfiore L., Chu T.H., et al. Insights into the role and potential of Schwann cells for peripheral nerve repair from studies of development and injury // Front Mol Neurosci. 2021. Vol. 13. P. 608442. doi: 10.3389/fnmol.2020.608442
  31. Jessen K.R., Mirsky R., Lloyd A.C. Schwann Cells: development and role in nerve repair // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2015. Vol. 7, N 7. P. a020487. doi: 10.1101/cshperspect.a020487
  32. Jessen K.R., Arthur-Farraj P. Repair Schwann cell update: Adaptive reprogramming, EMT, and stemness in regenerating nerves // Glia. 2019. Vol. 67, N 3. P. 421–437. doi: 10.1002/glia.23532
  33. Boerboom A., Dion V., Chariot A., Franzen R. Molecular mechanisms involved in Schwann cell plasticity // Front Mol Neurosci. 2017. Vol. 10. P. 38. doi: 10.3389/fnmol.2017.00038

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. GFAP-иммунопозитивные (а) и Сх43-иммунопозитивные (b) клетки в дистальном сегменте седалищного нерва крысы через 7 сут после повреждения. Последовательные срезы. Топографические маркеры для последовательных срезов: M — макрофаг, С — сосуд, * и ** — структуры, содержащие Cx43 (а) и не содержащие GFAP (b). Иммуногистохимические реакции на GFAP (а) и Cx43 (b). Масштабный отрезок 20 мкм

Скачать (207KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Сх43-иммунопозитивные (а, b) и GFAP-иммунопозитивные (c) структуры в седалищном нерве крысы через 7 сут после повреждения. a — фрагмент кровеносного сосуда в эпиневрии поврежденного нерва; b — Сх43-иммунопозитивные отростчатые клетки в эндоневрии; c — репаративные шванновские клетки. Конфокальная микроскопия, иммуногистохимическая реакция на Cx43 (a, b) и GFAP (c), визуализация с помощью флуорохрома RRX), ядра подкрашены ядерным флуоресцентным красителем SYTOX Green. Масштабный отрезок 20 мкм

Скачать (443KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Cx43-иммунпозитивная клетка эндоневрия через 7 сут после повреждения седалищного нерва крысы. Иммунофлуоресцентная реакция на Cx43 (RRX) с докраской ядер клеток (SYTOX Green). Конфокальная лазерная микроскопия. Ортогональная проекция по серии из 16 плоскостных изображений, составляющих Z-стек (3,9 мкм) (а). Распределение белка Cx43 по глубине среза (b). Масштабный отрезок 10 мкм

Скачать (233KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2024


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 74760 от 29.12.2018 г.