Способность лактоферрина препятствовать развитию окислительного/галогенирующего стресса и улучшать заживление ран у крыс с экспериментальной гипергликемией

Полный текст

Список сокращений

ДНК–МПО — комплекс ДНК с миелопероксидазой; ЛФ — лактоферрин; МПО — миелопероксидаза; СД — сахарный диабет; ЦП — церулоплазмин; ЦП-Cl — церулоплазмин, модифицированный действием HOCl; GSH — глутатион восстановленный; GSH-Пр — глутатионпероксидаза.

Обоснование

В организме человека содержатся ферменты группы пероксидаз млекопитающих [1]. Общее для этих ферментов то, что они помимо пероксидазной активности обладают уникальной способностью катализировать окисление галогенидов (Clˉ, Brˉ и Iˉ) с образованием соответствующих гипогалоидных кислот (HOCl, HOBr и HOI). Последние принято называть активными формами галогенов [2], они являются сильными окислителями и галогенирующими агентами, реагирующими со многими биологически важными молекулами: нуклеиновыми кислотами, белками, липидами и др. [1, 2]. С одной стороны, благодаря этой способности ферменты осуществляют бактерицидную функцию, с другой стороны, они вовлечены в повреждение клеток и тканей организма-хозяина, что приводит к развитию галогенирующего стресса — дисбаланса между образованием активных форм галогенов и способностью организма удалять или нейтрализовать их избыточное количество [2, 3]. Среди пероксидаз млекопитающих особого внимания заслуживает миелопероксидаза (МПО), поскольку, во-первых, ее количество в крови превосходит количество других пероксидаз, во-вторых, это единственный фермент, который в физиологических условиях может катализировать образование HOCl в концентрациях, достаточных для защиты организма от инфекций [4]. МПО высвобождается во внеклеточное пространство главным образом при дегрануляции нейтрофилов [5] и при нетозе [6].

Известно, что окислительный/галогенирующий стресс играет важную роль в патогенезе большого количества заболеваний, сопряженных с инфекцией и воспалением [1–3, 5, 7]. Одно из таких заболеваний — сахарный диабет (СД), возникающий из-за недостатка гормона инсулина или инсулинорезистентности, в результате чего развивается гипергликемия — стойкое увеличение содержания глюкозы в крови. Прогрессирующее течение СД часто ассоциировано с развитием осложнений, связанных с гнойно-некротическими поражениями нижних конечностей, которые сопровождаются длительно незаживающими ранами даже при хорошо контролируемой гликемии и адекватном хирургическом лечении [8].

В литературе есть указания на то, что МПО, провоцируя эндотелиальную дисфункцию, может служить одним из важных связующих звеньев между воспалением, окислительным/галогенирующим стрессом и сердечно-сосудистыми осложнениями при СД [9, 10]. При моделировании СД у крыс было показано, что связанная с сосудистой стенкой МПО, используя Н₂О₂ гипергликемического происхождения, усиливает эндотелиальную дисфункцию образующимися при этом окислителями, в том числе HOCl [11]. Об участии галогенирующего стресса в развитии осложнений СД говорит тот факт, что нейтрофилы и моноциты периферической крови пациентов с СД 2-го типа генерируют больше HOCl по сравнению с клетками здоровых доноров [12, 13]. У пациентов наблюдали увеличение в крови ферментативной активности МПО [14]. Показано, что гипергликемия увеличивает активацию нейтрофилов, в частности, вызывая нетоз [15, 16], и это препятствует заживлению ран при осложнениях у больных СД [17]. Таким образом, очевидно, что МПО — важный участник процессов, происходящих в местах инфицирования и повреждения тканей при гипергликемии и СД. В этой связи актуален поиск средств, способных при необходимости препятствовать активации нейтрофилов, функционированию МПО и развитию галогенирующего стресса.

Белок специфических гранул нейтрофилов лактоферрин (ЛФ) подавляет нетоз при воспалении [18], препятствуя, таким образом, галогенирующему стрессу, вместе с тем он проявляет выраженные антибактериальные, противовоспалительные и противодиабетические свойства [19]. Показано, что низкий уровень циркулирующего в крови ЛФ поддерживает хроническое воспаление, снижает толерантность к глюкозе у больных СД 2-го типа [20] и активацию окислительного стресса при метаболическом синдроме [21].

Цель — исследование концентрации маркеров окислительного/галогенирующего стресса и нетоза в крови экспериментальных животных (крыс) с гипергликемией, их коррекция при помощи ЛФ, а также влияние этого многофункционального белка на заживление ран.

Материалы и методы

Используемые реагенты. Стрептозотоцина моногидрат, 3-(2-пиридил)-5,6-бис(4-фенилсульфоновая кислота)-1,2,4-триазин (феррозин), 3,3՛,5,5՛-тетраметилбензидин дигидрохлорида гидрат, глюкоза (Sigma-Aldrich, США); 5,5՛-дитиобис-2-нитробензойная кислота, глутатион восстановленный (GSH), трет-бутилгидропероксид (Sorachim, Франция); конъюгат пероксидазы хрена с антителами осла к IgG кролика, бычий сывороточный альбумин, окрашенные маркеры молекулярной массы (Bio-Rad, США); феррицианид калия, трихлоруксусная кислота (Нева-Реактив, Россия). МПО выделяли из перитонеальной жидкости, полученной от крыс, которым за сутки до выведения из опыта вводили внутрибрюшинно суспензию крахмала [22]. Церулоплазмин (ЦП) выделяли из сыворотки крови, полученной от крыс [23]. Рекомбинантный ЛФ был любезно предоставлен заведующим кафедрой биохимии Белорусского государственного университета И.В. Семаком. Антитела против исследуемых белков (МПО, ЦП, ЦП-Cl) были получены с помощью иммунизации мышей и кроликов.

Модель гипергликемии со стрептозотоцином у крыс. Эксперименты выполнены на 80 крысах-самцах линии Wistar в возрасте 5 нед. массой 120–150 г. Для моделирования гипергликемии использовали инъекцию раствора стрептозотоцина моногидрата из расчета 43 мг/кг массы. Для выяснения влияния ЛФ на гипергликемию и параметры окислительного/галогенирующего стресса было использовано три варианта введения ЛФ:

1) «терапия» (группа 1): доза 50 мг/кг ежедневно с 1-х по 5-е сутки от введения стрептозотоцина (8 крыс и 8 в контрольной группе);

2) «профилактика» (группа 2): доза 250 мг/кг ежедневно за 5 сут до введения стрептозотоцина (8 крыс и 8 в контрольной группе);

3) «профилактика + терапия» (группа 3): доза 250 мг/кг за 5, 3, 1 сут до и через 2, 4, 6 и 8 сут после введения стрептозотоцина (7 крыс и 7 в контрольной группе).

С целью получения сыворотки и плазмы кровь собирали по 1 мл в пробирки без антикоагулянта и стабилизированную трехзамещенным этилендиаминтетраацетатом калия соответственно. После свертывания крови в первой пробирке сыворотку и плазму отделяли центрифугированием проб в течение 5 мин при 450g. Определение концентрации глюкозы в сыворотке крови крыс для контроля развития гипергликемии проводили глюкозооксидазным методом без депротеинизации с использованием набора «Глюкоза-ВИТАЛ» (Витал Девелопмент Корпорэйшн, Россия).

Модель заживления ран. В день введения стрептозотоцина животным под эфирным наркозом наносили сквозную рану на левое и на правое ухо с помощью устройства для панч-биопсии с диаметром отверстия 4 мм. Рану обрабатывали дентином для остановки кровотечения. После этого каждую из 7 крыс контрольной и 7 крыс опытной группы рассаживали в индивидуальные клетки для минимизации дальнейшего повреждения ушей. На 35-й день вывода животных из эксперимента уши наркотизированных животных фотографировали, прикладывая отверстия к бумаге, разлинованной с шагом 1 мм (миллиметровка), чтобы оценить диаметр отверстия и рассчитать площадь раны.

Фотометрические методы. Определение концентрации глюкозы в сыворотке крови крыс проводили глюкозооксидазным методом без депротеинизации с использованием набора «Глюкоза-ВИТАЛ» (Витал Девелопмент Корпорэйшн, Россия), регистрируя оптическую плотность добавленного хромогенного субстрата при 510 нм. Удельную ферроксидазную активность ЦП в сыворотке крови крыс оценивали по остаточному количеству добавленного в сыворотку Fe²⁺, измеряемому фотометрически за счет образования окрашенного комплекса Fe²⁺ с феррозином [24]. Результат выражали в единицах ферроксидазной активности на мкмоль/л ЦП. Определение концентрации гемоглобина в крови проводили унифицированным колориметрическим методом, при котором гемоглобин под действием феррицианида и цианида калия превращается в цианметгемоглобин, регистрируемый при 540 нм [25]. Концентрацию свободных SH-групп проводили с помощью реактива Эллмана [26]. Активность глутатионпероксидазы (GSH-Пр) эритроцитов измеряли в лизате эритромассы по убыли GSH [27] и нормировали на концентрацию гемоглобина.

Иммунохимические методы. Определение концентрации ЦП в сыворотке крови крыс проводили методом твердофазного иммуноферментного анализа. Схема проведения анализа включала сорбцию антигена в лунках полистирольного планшета, покрытых антителами, блокировку свободных участков планшета, инкубацию со специфическими к анализируемому антигену антителами кролика, инкубацию с антивидовыми антителами осла, конъюгированными с пероксидазной меткой, окрашивание раствором 3,3՛,5,5՛-тетраметилбензидина, остановку реакции добавлением серной кислоты.

МПО в плазме крови крысы определяли методом конкурентного иммуноферментного анализа с сорбцией на твердую фазу анти-МПО антител 3Н9. В качестве конкурента вносили биотинилированную МПО крысы, которую выявляли с помощью стрептавидин-пероксидазы.

ЦП, модифицированный действием HOCl (ЦП-Cl), определяли методом сендвич-иммуноферментного анализа. На твердой фазе сорбировали антитела 1Н2. Вторичные антитела 1B12, конъюгированные с пероксидазой, добавляли после инкубирования образца либо стандартов ЦП-Cl, а затем выявляли пероксидазную метку с помощью тетраметилбензидина и пероксида водорода.

В качестве критерия образования внеклеточных ловушек нейтрофилов нами была использована концентрация комплексов ДНК–MПO, выявляемых в плазме крови с помощью комбинации твердофазного анализа с иммобилизованными на твердой фазе антителами против МПО крысы с последующим выявлением ДНК в комплексе с МПО с помощью красителя PicoGreen 488.

Статистическую обработку полученных результатов производили при помощи программ MS Excel. Для выявления различий между экспериментальными группами и контролем использовали параметрический t-критерий Стьюдента и непараметрический U-критерий Манна – Уитни. Различия считали достоверными при уровне значимости p < 0,05.

Результаты

На рисунке представлена динамика изменения концентрации глюкозы у крыс, получавших ЛФ в трех вариантах: «терапия» (группа 1), «профилактика» (группа 2) и «профилактика + терапия» (группа 3), а также соответствующих контрольных групп. Видно, что во всех трех контрольных группах животных (без введения ЛФ) концентрация глюкозы в крови на 35-е сутки повысилась в ~5 раз. Введение животным ЛФ по всем трем схемам привело к достоверному снижению концентрации глюкозы в крови. Однако наиболее выраженный эффект наблюдался в группе 3 «профилактика + терапия» (см. рисунок). В дальнейшем мы для регистрации показателей окислительного/галогенирующего стресса и нетоза использовали именно этот вариант введения ЛФ животным.

 

Рисунок. Изменение концентрации глюкозы натощак в венозной крови животных (крыс) с экспериментальной гипергликемией при различных схемах введения лактоферрина. Данные представлены как медиана и квартили [Q₁; Q₃]. 1 — Введение 250 мг/кг лактоферрина за 5, 3, 1 сут до и через 2, 4, 6 и 8 сут после введения стрептозотоцина. 2 — Введение 250 мг/кг лактоферрина ежедневно, начиная за 5 сут до введения стрептозотоцина. 3 — Введение 50 мг/кг лактоферрина ежедневно с 1-х по 5-е сутки от введения стрептозотоцина. Кривые семейства «К» — контрольные группы животных, которым вместо лактоферрина вводили изотонический раствор натрия хлорида в объеме и режиме, аналогичном введению лактоферрина

Figure. Changes in fasting glucose concentration in venous blood of animals (rats) with experimental hyperglycemia under different lactoferrin regimens. Data are presented as median and quartiles [Q₁; Q₃]. 1, Lactoferrin (250 mg/kg) administration on days 5, 3, 1 days before and 2, 4, 6, 8 days after streptozotocin introduction. 2, Lactoferrin (250 mg/kg) administration daily, starting 5 days before streptozotocin introduction. 3, Lactoferrin (50 mg/kg) administration daily on days 1 to 5 after streptozotocin introduction. Curves of the “K” family — control groups of animals, in which isotonic saline instead of lactoferrin was used in the same volume and regimen as for lactoferrin

 

Галогенирующий стресс характеризовали, измеряя в плазме крови животных концентрацию МПО, в сыворотке крови — ЦП-Cl, нетоз — измеряя в плазме крови концентрацию комплекса ДНК–МПО, антиокислительный потенциал — по концентрации в сыворотке крови SH-групп и удельной ферроксидазной активности, а также по активности GSH-Пр в лизате эритроцитов. Следует отметить, что у крыс, которые не получали ни стрептозотоцин, ни ЛФ, измеряемые параметры за время проведения эксперимента достоверно не изменялись (данные не приведены). Результаты эксперимента представлены в таблице. Видно, что концентрация МПО повысилась на 35-й день после введения крысам стрептозотоцина (контрольная группа) до 349 нг/мл, превысив исходное значение в ~4,4 раза, и была достоверно ниже у крыс, получавших ЛФ (157 нг/мл). Одновременно с повышением концентрации МПО в контрольной группе животных было зарегистрировано 5-кратное увеличение концентрации ЦП-Cl. Введение крысам ЛФ приводило к достоверному снижению на 35-й день ЦП-Cl в сыворотке крови животных в ~2,5 раза по сравнению с контрольной группой (см. таблицу).

 

Таблица. Концентрация глюкозы, параметры, характеризующие окислительный/галогенирующий стресс и нетоз, а также размер ран у крыс с экспериментальной гипергликемией (модель со стрептозотоцином, группа 3) на 0 и 35 день после введения стрептозотоцина без введения (контроль) и с введением лактоферрина. Данные представлены как медиана и квартили [Q₁; Q₃]

Table. Glucose concentrations, parameters characterizing oxidative/halogenative stress and NETosis, and wound size in rats with experimental hyperglycemia (streptozotocin-induced model) on days 0 and 35 after streptozotocin administration to rats receiving (group 3) or not receiving (control) lactoferrin. Data are expressed as median and quartiles [Q₁; Q₃]

Показатель	Контрольная группа крыс (n = 7)		Группа крыс 3 с введением лактоферрина (n = 7)
День эксперимента	0	35	0	35
Глюкоза, ммоль/л	7,6 [7, 1; 7, 9]	27,3* [25, 9; 29, 2]	7,1 [6, 7; 7, 2]	16,3# [15, 5; 17, 1]
Миелопероксидаза, нг/мл	79,0 [64, 5; 86, 5]	349,0* [247, 5; 395, 5]	77,0 [65, 0; 87, 5]	157,0# [139, 5; 177, 5]
Церулоплазмин, модифицированный действием HOCl, нг/мл	24,0 [21, 0; 27, 0]	119,0* [90, 5; 124, 0]	24,0 [20, 5; 27, 5]	48,0# [42, 5; 58, 5]
Комплекс ДНК–миелопероксидаза, нг/мл	60,0 [49, 5; 67, 0]	277,0* [191, 5; 317, 5]	57,0 [47, 5; 61, 0]	116,0# [103, 0; 132, 0]
Ферроксидазная активность, мкмоль церулоплазмина/л	122,0 [117, 0; 125, 0]	84,0* [80, 5; 88, 0]	114,0 [108, 0; 122, 0]	105,0# [102, 0; 109, 0]
Тиолы, мкмоль/л	530,0 [513, 0; 553, 0]	337,0* [292, 0; 412, 0]	539,0 [518, 0; 544, 0]	470,0# [459, 0; 504, 0]
Глутатионпероксидаза, ммоль/л × мин × г гемоглобина	6,9 [6, 8; 7, 2]	5,3* [4, 6; 6, 1]	7,1 [6, 9; 7, 5]	7,4# [7, 3; 7, 4]
Площадь раны, мм2	16,0 [16, 0; 16, 0]	16,6* [16, 1; 17, 3]	16,0 [16, 0; 16, 0]	11,9# [11, 3; 12, 6]

* p < 0,05 по сравнению с показателями 0-го дня; ^# p < 0,05 по сравнению с показателями 35-го дня контрольной группы по критерию Манна – Уитни.

 

Предполагая, что модификация ЦП действием HOCl, а также в результате гликирования может приводить к потере его ферроксидазной активности, нами была протестирована удельная ферроксидазная активность в образцах сыворотки крови, полученных от крыс. Действительно, этот показатель снижался у животных контрольной группы на 35-й день моделирования гипергликемии в ~1,5 раза. У крыс, получавших ЛФ, снижение ферроксидазной активности сыворотки за этот период практически отсутствовало (см. таблицу).

Учитывая, что соединения, содержащие группы SH (тиолы), обладают антиокислительной активностью [28] и являются весьма эффективными перехватчиками HOCl [29], была измерена концентрация тиолов в образцах сыворотки крови. На 35-й день развития гипергликемии у крыс контрольной группы было зафиксировано достоверное снижение концентрации тиолов, а у животных, получавших ЛФ, этот эффект был менее выражен (см. таблицу). На 35-й день гипергликемии в лизате эритроцитов крыс контрольной группы было выявлено достоверное снижение активности антиокислительного фермента GSH-Пр, тогда как введение животным ЛФ не только нивелировало этот эффект, но и приводило к некоторому повышению активности фермента (см. таблицу). В совокупности полученные результаты свидетельствуют о прогрессировании окислительного/галогенирующего стресса при развитии экспериментальной гипергликемии у крыс. Введение животным ЛФ эффективно препятствует этому.

На 35-й день моделирования у крыс гипергликемии концентрация в плазме крови комплекса ДНК–МПО, который используют в качестве маркера нетоза [30], увеличилась в ~4,6 раза. Если животным вводили ЛФ, то это увеличение было гораздо меньше (в ~2 раза, см. таблицу).

В целом, схема введения ЛФ, захватывающая профилактический и терапевтический периоды (группа 3), представляется весьма эффективной в плане коррекции этим белком окислительного/галогенирующего стресса и нетоза. Именно поэтому она была использована нами для анализа ранозаживляющего эффекта ЛФ на модели кожной раны у экспериментальных крыс. В день введения стрептозотоцина животным наносили сквозную рану на левое и правое ухо с диаметром отверстия 4 мм. На 35-й день животных выводили из эксперимента, оценивали диаметр отверстия и рассчитывали площадь раны. Результаты приведены в табл. 1. Оказалось, что у крыс контрольной группы размер раны был достоверно выше, а ее края имели розово-красную окраску. Раны крыс, получавших ЛФ, напротив не были окрашены по краю и были достоверно меньше по размеру (на ~28 %), свидетельствуя о ранозаживляющей способности ЛФ.

Обсуждение

Ранее было установлено, что ЛФ снижает концентрацию глюкозы в крови экспериментальных животных, находящихся на диете с высоким содержанием жиров [31] и холестерина [32]. Мы впервые показали, что ЛФ способен проявлять такой же эффект, препятствуя экспериментальной гипергликемии у крыс. Гипергликемия характеризуется накоплением в крови конечных продуктов гликирования, которые, связываясь с клеточными рецепторами, в том числе и лейкоцитами, активируют клетки, усиливая продукцию ими активных форм кислорода, что способствует развитию окислительного стресса [33]. ЛФ блокирует связывание белков и липопротеинов, модифицированных в условиях гипергликемии, с клетками, снижая их активацию, тем самым препятствуя окислительному стрессу [34]. Прием ЛФ больными СД 2-го типа по 250 мг/день в течение 3 мес. привел к нормализации гликированного гемоглобина (гипогликемический эффект). Кроме того, было зафиксировано увеличение активности супероксиддисмутазы в образцах сыворотки крови и количества транскрипционного фактора антиокислительной защиты (Nrf2) в ядерных экстрактах моноцитов [35], что хорошо согласуется с нашими данными, свидетельствующими об увеличении в результате приема ЛФ антиокислительного потенциала крови экспериментальных крыс в условиях гипергликемии (увеличение содержания в сыворотке крови тиолов и активности GSH-Пр в эритроцитах). Этому должно способствовать и обнаруженное нами ЛФ-зависимое сохранение удельной ферроксидазной активности сыворотки крови в условиях гипергликемии.

Обнаруженное нами увеличение в крови животных комплекса ДНК–МПО свидетельствует об инициировании нетоза в условиях гипергликемии, что хорошо согласуется с опубликованными ранее результатами [15, 16]. Введение ЛФ экспериментальным животным, согласно нашим данным, а также полученным ранее [18], сдерживает нетоз. Принимая во внимание этот результат, а также способность ЛФ препятствовать при гипергликемии активации лейкоцитов и других клеток [34], логично предположить, что это может повлечь за собой снижение высвобождения МПО из лейкоцитов. Именно этот результат был получен нами в ходе выполнения данной работы. В свою очередь, уменьшение концентрации МПО в крови должно сопровождаться снижением продукции HOCl и, соответственно, уменьшением образования хлорированных белков, что и было обнаружено нами на примере ЦП-Cl.

Механизм защитного действия ЛФ при заживлении ран, по мнению авторов работы [36], включает регуляцию воспалительных процессов, активности фибробластов и кератиноцитов, а также ангиогенеза. При местном нанесении рекомбинантного ЛФ в форме геля уменьшение размера язвы на ≥75 % было в два раза чаще по сравнению с группой плацебо [37]. Наши результаты демонстрируют, что важная составляющая механизма ЛФ-зависимого заживления ран — это его способность препятствовать окислительному/галогенирующему стрессу и нетозу.

Заключение

Таким образом, полученные нами результаты дают основание заключить, что экспериментальная гипергликемия у животных сопровождается:

1) ростом маркеров галогенирующего стресса — концентрации МПО и ЦП-Cl в крови;

2) снижением антиокислительного потенциала — концентрации тиолов и удельной ферроксидазной активности в крови, а также активности GSH-Пр в эритроцитах;

3) усилением нетоза, а именно увеличением концентрации комплексов ДНК–МПО в крови.

ЛФ препятствует этому, снижая уровень глюкозы в крови, подавляя окислительный/галогенирующий стресс и нетоз, что способствует заживлению ран у экспериментальных животных. Учитывая полученные нами результаты, а также то, что ЛФ проявляет выраженные антибактериальные, противовоспалительные и противодиабетические свойства [19], его можно рекомендовать в качестве важнейшего компонента при создании средств, направленных на коррекцию гипергликемии, СД и его осложнений в виде гнойно-некротических поражений.

Дополнительная информация

Источник финансирования. Исследование выполнено при финансовой поддержке Российского научного фонда, проект № 20-15-00390-П.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Этический комитет. Исследование одобрено локальным этическим комитетом ФГБУ ФНКЦ ФХМ им. академика Ю.М. Лопухина ФМБА России (Протокол № 2022/10/05 от 05.10.2022).

Вклад авторов. Все авторы внесли существенный вклад в разработку концепции, проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией.

Наибольший вклад распределен следующим образом: А.В. Соколов, О.М. Панасенко, В.Б. Васильев — концепция и дизайн исследования, редактирование статьи; А.В. Соколов, В.А. Иванов, В.А. Костевич, Н.П. Горбунов, И.В. Войнова — постановка экспериментов; О.М. Панасенко, В.А. Иванов, С.А. Гусев, А.В. Соколов — написание текста, составление графиков, таблиц.

Additional information

Funding source. The reported study was funded by RSF according to the research project No. 20-15-00390-П.

Competing interest. The author declare that they have no conflict of interest.

Ethics approval. This research was approved by the Bioethical Committee of the Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological Agency (protocol No. 2022/10/05 dated 05.10.2022)

Author contribution. All authors made a substan-tial contribution to the conception of the study, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, drafting and revising the article, final approval of the version to be published and agree to be ac-countable for all aspects of the study.

Personal contribution of each author: A.V. Sokolov, O.M. Panasenko, and V.B. Vasilyev, concept and design research, article editing; A.V. Sokolov, V.A. Ivanov, V.A. Kostevich, N.P. Gorbunov, and I.V. Voynova, staging experiments; O.M. Panasenko, V.A. Ivanov, S.A. Gusev, and A.V. Sokolov, writing the article, drawing up graphs, tables.

Об авторах

Алексей Викторович Соколов

Институт экспериментальной медицины; Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины им. акад. Ю.М. Лопухина ФМБА

Email: biochemsokolov@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-9033-0537
SPIN-код: 7427-7395

д-р биол. наук, заведующий лабораторией биохимической генетики отдела молекулярной генетики; старший научный сотрудник лаборатории физико-химических методов исследований и анализа

Россия, Санкт-Петербург; 119435, Москва, ул. Малая Пироговская, д. 1а

Виктор Андреевич Иванов

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины им. акад. Ю.М. Лопухина ФМБА

Email: Vanov.va@inbox.ru
ORCID iD: 0000-0003-4766-1386
SPIN-код: 7531-5950

младший научный сотрудник лаборатории физико-химических методов исследований и анализа

Россия, 119435, Москва, ул. Малая Пироговская, д. 1а

Валерия Александровна Костевич

Институт экспериментальной медицины; Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины им. акад. Ю.М. Лопухина ФМБА

Email: hfa-2005@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-1405-1322
SPIN-код: 2726-2921

канд. биол. наук, старший научный сотрудник отдела молекулярной генетики, младший научный сотрудник лаборатории физико-химических методов исследований и анализа

Россия, Санкт-Петербург; 119435, Москва, ул. Малая Пироговская, д. 1а

Николай Петрович Горбунов

Институт экспериментальной медицины

Email: niko_laygo@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4636-0565
SPIN-код: 6289-7281

аспирант, научный сотрудник отдела молекулярной генетики

Россия, Санкт-Петербург

Ирина Витальевна Войнова

Институт экспериментальной медицины

Email: iravoynova@mail.ru
ORCID iD: 0009-0006-3690-0192

канд. биол. наук, научный сотрудник отдела молекулярной генетики

Россия, Санкт-Петербург

Вадим Борисович Васильев

Институт экспериментальной медицины

Email: vadim@biokemis.ru
ORCID iD: 0000-0002-9707-262X
SPIN-код: 6699-6350

д-р мед. наук, руководитель отдела молекулярной генетики

Россия, Санкт-Петербург

Сергей Андреевич Гусев

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины им. акад. Ю.М. Лопухина ФМБА

Email: ser_gus@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0383-2649

д-р мед. наук, профессор, главный научный сотрудник лаборатории физико-химических методов исследований и анализа

119435, Москва, ул. Малая Пироговская, д. 1а

Олег Михайлович Панасенко

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины им. акад. Ю.М. Лопухина ФМБА

Автор, ответственный за переписку.
Email: o-panas@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-5245-2285
SPIN-код: 3035-6808

д-р биол. наук, профессор, чл.-корр. РАН, заведующий отделом биофизики

Россия, 119435, Москва, ул. Малая Пироговская, д. 1а

Список литературы

Дополнительные файлы