The inhibitory effects of orexin antagonists on the reinforcing properties of amphetamine during brain self-stimulation and the development of a conditioned place preference in rats

Full Text

До сих пор остаются нерешенными вопросы, связанные с базисными механизмами формирования зависимости от психоактивных средств [1, 4, 14]. Используемые в эксперименте методы (самостимуляция структур головного мозга, самовведение, условная реакция предпочтения места (УРПМ) и др.) во многом приближают выяснение физиологических и нейрохимических механизмов, лежащих в основе зависимости. Все это определяет актуальность исследования, связанного с изучением подкрепляющих (наркогенных) свойств психоактивных веществ пептидной и синтетической природы в эксперименте.

В последние годы акцент в исследовании механизмов зависимости сделан на изучении аномального функционирования эмоциогенных структур мозга, активация которых во многом зависит от центральных механизмов стресса (система структур расширенной миндалины, или параамигдалярного комплекса). Особенно неясным и противоречивым является вопрос о роли нейропептидов расширенной миндалины в регуляции подкрепляющих систем мозга [16, 17].

Предпосылкой для выполнения настоящей работы послужили данные о возможном вовлечении пептидов орексина в механизмы подкрепления и зависимости от аддиктивных средств. Нейропептиды гипоталамуса орексины, по-видимому, участвуют в механизмах положительного подкрепления, пищевого поведения и механизмах пробуждения (arousal) [7]. Показано, что регуляция системы положительного подкрепления связана с активацией преимущественно OX1R рецепторов орексина [8, 19]. Кортиколиберин, гормон центральных механизмов стресса, вызывает деполяризацию орексинергических клеток, а антагонист рецепторов кортиколиберина астрессин ее снимает. Таким образом, орексиновая система может быть компонентом центрального ответа на острый стресс, который вызывает активацию опосредуемых кортиколиберином механизмов подкрепления [20].

Целью исследования было изучить реакцию самостимуляции латерального гипоталамуса и УРПМ при активации (орексин) и блокаде рецепторов орексина SB-408124 или Orexin B_18–28 у крыс.

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Выбор животных. Опыты выполнены на 73 крысах-самцах Вистар массой 200–220 г, содержавшихся в группе по 5 особей в стандартных пластмассовых клетках в условиях вивария. Температура воздуха поддерживалась в пределах 20–22 °C, относительная влажность — 50–70 %. Животных содержали при свободном доступе к воде и пище в условиях инвертированного света 8.00–20.00. Все опыты проведены в осенне-зимний период.

Вживление электродов и канюль в структуры мозга. Вживление электродов и канюль в мозг крысам проводили под нембуталовым наркозом (50 мг/кг) с использованием стереотаксического прибора фирмы Medicor, Венгрия. Билатерально в латеральное гипоталамическое ядро вживляли нихромовые монополярные электроды в стеклянной изоляции (диаметр электрода 0,25 мм, длина оголенного кончика 0,25–0,30 мм, его толщина 0,12 мм) по следующим координатам: АР = 2,5 мм назад от брегмы, SD = 2,0 мм латерально от сагиттального шва, Н = 8,4 мм от поверхности черепа согласно атласа K.P. König и A.A. Klippel [2]. Индифферентный электрод из нихромовой проволоки закрепляли на черепе животного. Все электроды коммутировались на микроразъеме, который фиксировали на черепе самотвердеющей пластмассой.

Металлические направляющие канюли из нержавеющей стали диаметром 0,2 мм вживляли униполярно в правый желудочек мозга одновременно с электродами, вводимыми в латеральный гипоталамус, по следующим координатам: АР = 0,8 мм назад от брегмы, SD = 1,4 мм латерально от сагиттального шва, Н = 3,8 мм от поверхности черепа согласно атласу K.P. König и A.A. Klippel [2]. Канюли фиксировали на черепе животного самотвердеющей пластмассой и после операции закрывали специальным колпачком, который временно снимали для введения веществ в структуру мозга. При внутрижелудочковом (в/ж) введении веществ в направляющие вставляли металлические микроканюли диаметром 100 мкм, кончик которых был на 0,2 мм длиннее направляющей.

Поведенческие эксперименты начинали не ранее 10 дней после операции. По окончании всех опытов производили морфологический контроль локализации кончиков электродов на серии фронтальных срезов мозга, которые окрашивали по методу Ниссля, предварительно производили коагуляцию через вживленные электроды током силой 1 мА в течение 30 с.

Методы самораздражения мозга у крыс. Для воспроизведения самораздражения мозга у крыс использовали классический вариант изучения самостимуляции мозга в виде педальной самостимуляции в камере Скиннера. Через 10 дней после вживления электродов в мозг крыс обучали нажимать на педаль в камере Скиннера для получения электрического раздражения мозга (прямоугольные импульсы отрицательной полярности, длительностью 1 мс, с частотой 100 Гц, в течение 0,4 с, пороговыми значениями тока в режиме «фиксированных пачек» — FR1). Для повторного раздражения животное было вынуждено вновь нажимать на педаль. Анализировали частоту и пороги реакции самостимуляции. Фармакологические препараты вводили на третий день эксперимента после стабилизации реакции при использовании фиксированного значения силы тока. Частота нажатий регистрировалась автоматически. Регистрировали число нажатий на педаль в течение 10 мин эксперимента, затем производили микроинъекцию (в/ж) препарата и через 15–20 мин повторно регистрировали число нажатий на педаль за 10-минутный интервал времени.

Методика выработки условного предпочтения места. Опыты с УРПМ проводили в прямоугольной двухкамерной экспериментальной установке размером 35 × 35 × 30 см, стороны которой различались цветом (темный и светлый) и текстурой пола и были разделены перегородкой с опускающейся и поднимающейся дверцей. В течение первых двух дней эксперимента животных помещали в установку с целью их адаптации. В первый тестовый день регистрировали время нахождения животного в каждом отсеке в течение 10 мин для определения исходного предпочтения. Отсек считался предпочитаемым, если животное проводило в нем больше 50 % времени. Крысе делали укол без введения каких-либо веществ, затем через 5 мин ее помещали в предпочитаемый отсек установки на 30 мин. После 1 ч перерыва тому же животному вводили препарат, вызывающий предпочтение места (фенамин в дозе 1 мг/кг), совместно с исследуемым веществом (в/ж), и через 5 мин его помещали в непредпочитаемый отсек камеры на 30 мин. Таким образом, в течение пяти дней у животных вырабатывали стойкое предпочтение ранее непредпочитаемого поля. На шестой день ту же крысу без введения каких-либо препаратов помещали в камеру с открытой дверцей между полями на 10 мин и определяли время нахождения животного в каждом отсеке и число переходов между ними. Животные контрольной группы получали только физиологический раствор.

Методика экспрессии выработанного предпочтения места. Методику проводили, как описано выше, вырабатывая УРПМ фенамина, но на шестой день опыта (тестовый день) вводили не фенамин, а препараты орексина или его антагонисты. Поднимали дверцу между отсеками и сажали животное в камеру на 10 мин с определением времени нахождения в каждом отсеке и число перемещений между ними.

Фармакологические вещества, используемые для анализа эмоциональных форм поведения. Для фармакологического анализа использовали психомоторный стимулятор фенамина гидрохлорид (1 мг/кг), который вводили внутрибрюшинно (в/бр) за 30 мин до изучения самостимуляции (после определения фоновых ее значений), а в опытах с УРПМ непосредственно перед помещением в исходно непредпочитаемый отсек; астрессин (неизбиральный антагонист рецепторов кортикотропинрилизинг-гормон), орексин, а также его антагонисты: синтетический антагонист OX1R — SB-408124 либо рекомбинантный антагонист OX1R Orexin B_18–28 (Sigma, США). Все препараты использовали в трех дозировках: 0,1, 1, 10 мкг, вводя в боковой желудочек мозга (в/ж) через вживленную канюлю. Субстанции веществ растворяли в дистиллированной воде и вводили в объеме 1 мкл с помощью микроинъектора СМА-100 (Швеция) в течение 30 с за 10–15 мин до тестирования после определения исходных значений самораздражения латерального гипоталамуса.

Статистическая обработка полученных материалов. Выборка для каждого вещества составила не менее 10–12 опытов. Для статистической обработки полученных количественных данных и построения графиков применяли пакеты программ GraphPad Prizm v.5, SPSS SigmaStat 3.0 и Minitab 14. Для оценки соответствия распределений случайных величин гауссовым применяли критерий нормальности Колмогорова – Смирнова. Для сравнения контрольной и экспериментальных групп использовали непараметрический критерий U-Вилкоксона для парных сравнений.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Исследования показали, что при системном введении фенамина (в дозе 1 мг/кг в/бр) на 32 % повышалась частота нажатий педали в камере Скиннера (то есть число нажатий педали за 10 мин) при регистрации реакции самостимуляции латерального гипоталамуса. Напротив, оба антагониста орексина (SB-408124 и Orexin B_18–28) в дозах 0,1, 1 или 10 мкг, введенные в боковой желудочек мозга, достоверно не меняли основных показателей при регистрации реакции самостимуляции в камере Скиннера (как числа нажатий на педаль, так и порогов реакции самостимуляции). В то же время, антагонисты орексина в дозах 1 и 10 мкг, введенные в/ж одновременно с фенамином (в/бр), снижали его активирующие эффекты на самостимуляцию латерального гипоталамуса (табл. 1). Интересно отметить, что в дозе 0,1 мкг оба антагониста не уменьшали стимулирующих эффектов фенамина. Следовательно, пороговыми дозами действия обоих антагонистов орексина следует считать дозу в 1 мкг/мкл при введении в боковой желудочек мозга.

 

Таблица 1. Влияние фенамина при внутрибрюшинном введении и антагонистов орексина SB-408124 и Orexin B_18-28 при внутрижелудочковом введении на реакцию самостимуляции у крыс

Вещество, доза	Число нажатий на педаль за 10 мин		Пороги самостимуляции, мкА
	до введения	после введения	до введения	после введения
Фенамин, 1 мг/кг в/бр	145 ± 19 100 %	216 ± 26* 132 %	143 ± 18 100 %	125 ± 22 86 %
SB-408124, 0,1 мкг в/ж	104 ± 10 100 %	105 ± 9 101 %	94 ± 10 100 %	92 ± 10 99 %
SB-408124, 1 мкг в/ж	78 ± 10 100 %	76 ± 9 101 %	89 ± 11 100 %	88 ± 11 99 %
SB-408124, 10 мкг в/ж	118 ± 13 100 %	121 ± 10 103 %	62 ± 8 100 %	59 ± 5 98 %
Фенамин, 1 мг/кг в/бр + SB-408124, 0,1 мкг в/ж	126 ± 16 100 %	150 ± 17 129 %	90 ± 10 100 %	104 ± 12 118 %
Фенамин, 1 мг/кг в/бр + SB-408124, 1 мкг в/ж	117 ± 15 100 %	130 ± 18# 115 %	80 ± 10 100 %	69 ± 12 97 %
Фенамин, 1 мг/кг в/бр + SB-408124, 10 мкг в/ж	87 ± 7 100 %	97 ± 9# 110 %	110 ± 14 100 %	118 ± 15 105 %
Orexin B18–28, 0,1 мкг в/ж	96 ± 12 100 %	95 ± 10 98 %	85 ± 10 100 %	86 ± 7 101 %
Orexin B18–28, 1 мкг в/ж	126±16 100 %	123 ± 16 99 %	121 ± 15 100 %	120 ± 15 100,1 %
Orexin B18–28, 10 мкг в/ж	94 ± 10 100 %	93 ± 7 99 %	142 ± 11 100 %	145 ± 13 103 %
Фенамин, 1 мг/кг в/бр + Orexin B18–28, 0,1 мкг в/ж	155 ± 21 100 %	203 ± 18* 133 %	135 ± 14 100 %	155 ± 18 118 %
Фенамин, 1 мг/кг в/бр + Orexin B18–28, 1 мкг в/ж	264 ± 33 100 %	279 ± 35# 113 %	214 ± 28 100 %	213 ± 30 104 %
Фенамин, 1 мг/кг в/бр + Orexin B18–28, 10 мкг в/ж	135 ± 16 100 %	146 ± 10# 106 %	83 ± 8 100 %	86 ± 6 103 %
Примечание. *р < 0,05 по отношению к показателям до введения; #р < 0,05 по отношению к показателям при введении фенамина.

 

В опытах с УРПМ фенамин (1 мг/кг) при внутрибрюшинном введении значительно повышал время нахождения животного в отсеке, ассоциированном с введением препарата (табл. 2).

 

Таблица 2. Влияние фенамина при внутрибрюшинном введении и антагонистов орексина SB-408124 и Orexin B_18-28 при внутрижелудочковом введении на выработку условной реакции предпочтения места у крыс

Препарат, доза	Время в отсеке, не ассоциированном с введением препарата, с	Время в отсеке, ассоции-рованном с введением препарата, с	Число перемещений из отсека в отсек
Контроль (физраствор, 1 мл в/бр)	297 ± 16	303 ± 16	12 ± 2
Фенамин, 1 мг/кг в/бр	175 ± 44	425 ± 44*	7 ± 2
SB-408124, 1 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	296 ± 15	304 ± 15	10 ± 2
SB-408124, 1 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	285 ± 26	315 ± 27#	11 ± 3
SB-408124, 10 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	303 ± 16	297 ± 16	11 ± 2
SB-408124, 10 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	282 ± 21	318 ± 20#	8 ± 2
Orexin B18–28, 1 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	306 ± 13	294 ± 13	13 ± 5
Orexin B18–28, 1 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	234 ± 51	331 ± 24*, #	11 ± 4
Orexin B18–28, 10 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	301 ± 10	299 ± 9	6 ± 2
Orexin B18–28, 10 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	276 ± 36	324 ± 18#	13 ± 3
Примечание. *р < 0,05 по отношению ко времени пребывания в камере, не ассоциированной с введением препарата; #р < 0,05 по отношению к группе, получавшей фенамин.

 

На фоне блокады рецепторов орексина его антагонистами (SB-408124 и Orexin B_18–28) в дозах 1 и 10 мкг (действующие дозы, по данным предыдущих экспериментов) эффект фенамина либо не проявлялся (SB-408124 в дозах 1 и 10 мкг и Orexin B_18–28 в дозе 10 мкг), либо проявлялся в меньшей степени после введения Orexin B_18–28 в дозе 1 мкг. В любом случае отмечен функциональный антагонизм между психоактивирующим действием фенамина и антагонистами орексина в тесте на выработку УРПМ у крыс. Физиологический раствор, вводимый в качестве активного контроля, не вызывал выработки предпочтения.

В опытах с влиянием препаратов на экспрессию (возобновление) выработанного УРПМ оба антагониста орексина SB-408124 и Orexin B_18–28 в дозе 1 мкг при введении в желудочки мозга уменьшали экспрессию УРПМ, а в дозе 10 мкг полностью ее блокировали, то есть животные не проявляли предпочтения той или иной камеры (табл. 3).

 

Таблица 3. Влияние фенамина при внутрибрюшинном введении и антагонистов орексина SB-408124 и Orexin B_18-28 при внутрижелудочковом введении на экспрессию выработанной условной реакции предпочтения места у крыс

Препарат, доза	Время в отсеке, не ассоциированном с введением препарата, с	Время в отсеке, ассоции-рованном с введением препарата, с	Число перемещений из отсека в отсек
Контроль (физраствор, 1 мл в/бр)	297 ± 16	303 ± 16	12 ± 2
Фенамин, 1 мг/кг в/бр	175 ± 44	425 ± 44*	7 ± 2
SB-408124, 1 мкг/мкл в/ж + 1мл физраствора в/бр	301 ± 15	299 ± 15	10 ± 4
SB-408124, 1 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	271 ± 24	329 ± 27*, #	11 ± 3
SB-408124, 10 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	294 ± 8	306 ± 7	8 ± 3
SB-408124, 10 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	264 ± 21	336 ± 23#	11 ± 4
Orexin B18–28, 1 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	292 ± 13	308 ± 13	14 ± 4
Orexin B18–28, 1 мкг/мкл, в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	217 ± 17	382 ± 20*	10 ± 3
Orexin B18–28, 10 мкг/мкл в/ж + 1 мл физраствора в/бр	299 ± 11	301 ± 9	10 ± 2
Orexin B18–28, 10 мкг/мкл в/ж + фенамин, 1 мг/кг в/бр	242 ± 15	358 ± 14#	7 ± 3
Примечание. *р < 0,05 по отношению ко времени пребывания в камере, не ассоциированной с введением препарата; #р < 0,05 по отношению к группе, получавшей фенамин.

 

Важно отметить, что у обоих антагонистов орексина (SB-408124 и Orexin B_18–28) не проявлялось антифенаминовое действие в тестах на выработку и экспрессию УРПМ, если они были применены в дозе 0,1 мкг. Следовательно, и в этих опытах было подтверждено, что пороговой (работающей) дозой антагонистов орексина является доза 1 мкг/мкл.

ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ

В работе показано, что орексин и их антагонисты могут направленно влиять на центральные механизмы действия психостимуляторов. В частности, антагонисты орексина Orexin B_18–28 и SB-408124 при введении в желудочки мозга проявляют дозозависимое (0,1, 1, 10 мкг) тормозное действие на реакцию самостимуляции латерального гипоталамуса, активируемую непрямым адреномиметиком фенамином, снижают как выработку, так и экспрессию УРПМ фенамина.

Ранее показано, что орексинпродуцирующие нейроны являются частью системы, которая обеспечивает ответную реакцию гипоталамуса на стресс. Так, вызванное стрессом возобновление поискового поведения в отношении пищи и наркотиков может быть заблокировано антагонистами рецепторов орексина [9]. Морфологической основой этого феномена могут служить данные, что орексиновые нейроны получают сигналы от нейронов, принадлежащих к системе стресса. В то же время кортиколиберинсодержащие терминали формируют синапсы на орексиновых нейронах [20], обусловливая таким образом взаимодействие двух пептидных регуляторных систем (орексина и кортиколиберина) в эмоциогенных структурах головного мозга.

Нейропептиды головного мозга орексин А и орексин В были изначально описаны как регуляторы потребления пищи из-за их исключительной выработки в области латерального гипоталамуса, именуемой «центром голода» [13]. Позже было показано, что нейропептиды гипоталамуса орексины принимают участие в механизмах подкрепления, пробуждения и поддержания уровня бодрствования [10]. При этом было обнаружено, что механизмы пробуждения и регуляции уровня бодрствования в большей степени связаны с активацией OX2R, в то время как регуляция системы положительного подкрепления — с OX1R [1, 5, 6]. Это позволило допустить возможность разработки фармакологических средств, избирательно вовлекающих OX1R или OX2R подтипы рецепторов, для лечения аддикции и расстройств сна соответственно [11, 18]. Орексин активирует моноаминергические и холинергические нейроны, нужные для поддержания уровня бодрствования и получающие обильные связи от лимбической системы [12, 15]. Орексиновые нейроны имеют и реципрокные соединения с аркуатным ядром гипоталамуса, регулирующие потребление пищи. Кроме того, чувствительность орексиновых нейронов к лептину и глюкозе предполагает, что эти нейроны играют ключевую роль в поддержании энергетического гомеостаза и уровнем бодрствования. Орексиновые нейроны имеют тесные связи с дофаминергической подкрепляющей системой мозга [3, 16]. Таким образом, система орексина принимает участие в механизмах эмоционального подкрепления, энергетическом гомеостазе для поддержания уровня бодрствования. Поэтому данная система является потенциально важной терапевтической мишенью для лечения расстройств сна, ожирения, эмоционального стресса и наркологической зависимости [12].

Позиционирование орексиновой системы в качестве мишени для воздействия на формирование наркотической зависимости и ее поддержания стало одной из принципиальных стратегий, развиваемых в лаборатории проф. П.Д. Шабанова [1–7]. Особенно важна роль орексинов в стремлении к получению наркотика, инициируемая внешними стимулами, то есть мотивационном компоненте зависимости (обсессивно-компульсивном и импульсивном, по терминологии моделируемых состояний) [6]. Существуют функциональные нейронные связи, в которые вовлечена система орексинов. При этом важны не только гипоталамические, но и экстрагипоталамические структуры головного мозга, особенно структуры расширенной миндалины [2, 19]. На рисунке схематически представлены места локализации OX1R (звездочки) и OX2R (ромбы), подтверждающие широкое распространение рецепторов орексина в головном мозге. Важно, что эти связи орексина с другими медиаторными (прежде всего, дофаминергической) и пептидными (кортиколиберин, грелин) регуляторными системами мозга во многом опосредуют поведение, связанное с аддикцией [10]. При этом собственно функция награды связана с орексинсодержащими нейронами, локализованными на дофаминергических нейронах медиального переднего мозгового пучка (на рисунке он изображен начинающимся от вентральной тегментальной области, идущим к эмоциогенным структурам расширенной миндалины, гипоталамусу и медиальной префронтальной коре).

 

Схема, иллюстрирующая колокализацию дофаминергических терминалей и рецепторов орексина (пояснения в тексте). VTA — вентральная область покрышки; SN — черная субстанция; FPM — медиальный передний мозговой пучок; HypM — медиальный гипоталамус; CeA — центральное ядро миндалины; AN — переднее ядро миндалины; AcC — центральная часть прилежащего ядра (core); AcS — скорлупа прилежащего ядра (shell); Cg — цингулярная кора (цифрами обозначены номера полей); IL — подлимбическая область; St — полосатое тело; S — перегородка; Са — центральное ядро перегородки; СР — полосатое тело; Hip — гиппокамп; RSA, RSG, SB — поля лимбической коры; Fr — фронтальная кора

 

Орексиновые нейроны реагируют на подкрепляющие стимулы, включая пищу, половое влечение и аддиктивные вещества [1, 4, 6]. Блокирование OX1R препятствует возможности стимулов к восстановлению поведенческих реакций в отношении тяги к наркотикам или пище. В этом отношении полученные в работе результаты полностью соответствуют данному положению. В наших опытах два антагониста OX1R проявляли функциональный антагонизм по отношению к подкрепляющим эффектам прихостимулятора фенамина. При этом эффект был подтвержден как в дозозависимом диапазоне (1 и 10 мкг в/ж), так и в отношении разной природы подкрепления: безусловнорефлекторной (самостимуляция латерального гипоталамуса) и условнорефлекторной (предпочтение места).

И хотя механизмы тяги к наркогенам остаются не выясненными полностью, подобные исследования открывают определенную надежду и перспективы для создания лекарственных средств, блокирующих регуляторные (управляющие) механизмы, каковыми являются рецепторы орексина с целью воздействия на исполнительную систему подкрепления (дофаминергические нейроны медиального переднего мозгового пучка). Примером успешного использования таких антагонистов в качестве антинаркотических средств стал разработанный в нашей лаборатории новый препарат Анторекс, по механизму блокатор OX1R [18], позиционируемый как средство подавления влечения к алкоголю и другим наркогенам. Следовательно, антагонисты орексина могут рассматриваться как возможные перспективные средства профилактики и лечения вызванной стрессом и окружающими стимулами среды зависимости от приема аддиктивных средств.

About the authors

Petr D. Shabanov

Institute of Experimental Medicine; S.M. Kirov Military Medical Academy

Author for correspondence.
Email: pdshabanov@mail.ru

Dr. Med. Sci. (Pharmacology), Professor and Head, Dept. of Neuropharmacology; Head, Department of Pharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

Sergei V. Azarenko

Institute of Experimental Medicine

Email: azsergei@yandex.ru

Post-graduate Student, Dept. of Neuropharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

Vitalii I. Morozov

Institute of Experimental Medicine

Email: vitmoroz@yandex.ru

PhD (Narcology), Postdoc Student, Dept. of Neuropharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

Yulia N. Bessolova

Institute of Experimental Medicine

Email: juliannna_7@mail.ru

Post-graduate Student, Dept. of Neuropharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

Andrei A. Lebedev

Institute of Experimental Medicine

Email: aalebedev-iem@rambler.ru

Dr. Biol. Sci. (Pharmacology), Head of the Laboratory of General Pharmacology, Dept. of Neuropharmacology

Russian Federation, Saint Petersburg

References