Антибактериальное раневое покрытие на основе хитозана и повидона, полученное методом 3D-печати

Полный текст

АКТУАЛЬНОСТЬ

Кожа — важный орган, который защищает все внутренние органы организма от внешних воздействий [1]. Под действием внешних факторов кожа может быть повреждена и ее защитные и барьерные функции будут нарушены. Для восстановления поврежденных участков кожи используют раневые покрытия, которые должны способствовать быстрой регенерации кожного покрова. Идеальное раневое покрытие должно обладать механической прочностью для удобства его переноса хирургами в область повреждения, гибкостью, эластичностью и хорошей адгезионной способностью для фиксации на поверхность раны, а также антибактериальными и регенеративными свойствами для предотвращения инфекционного зарождения и быстрого формирования нового эпителия [2]. На сегодняшний день в клинической практике представлено большое количество разновидностей раневых покрытий в виде пленок, волокон, гидрогелей и губок [3]. Гидрогели успешно используются во многих биомедицинских приложениях и действуют как заменитель внеклеточного матрикса, способствующего процессу заживления ран [4, 5]. Гидрогели, используемые в качестве раневого покрытия, должны быть неаллергенными и нетоксичными, сохранять влажную среду, способствовать эффективному кислородному обмену, защищать рану от микробных организмов и поглощать раневой экссудат. Хитозан представляет собой полукристаллический полисахарид, который обычно получают щелочным деацетилированием хитина и широко используется в качестве биомедицинского материала благодаря его отличительным свойствам, таким как биосовместимость, биоразлагаемость, нетоксичность, антимикробные и противогрибковые влияния [6]. Хитозан также способствует заживлению ран, поскольку имитирует гемостаз и ускоряет образование новых тканей [7, 8].

Для обработки ран различной этиологии в медицинской практике широкое распространение находит повидон, основным действующим компонентом которого является йод. Повидон-йод — это антисептический раствор, состоящий из комплекса повидона (поливинилпирролидона (ПВП)), йодистого водорода и элементарного йода, который подавляет рост и размножение микроорганизмов [9]. Свободный йод, медленно высвобождаемый из комплекса поливинилпирролидонового йода в растворе, вступает в реакцию с –SH и –OH группами аминокислот, убивая вирусы, грибы и бактерии путем йодирования липидов и окисления цитоплазматических и мембранных соединений [10]. ПВП — гидрофильный полимер, широко используемый в качестве носителя в фармацевтической и биомедицинской областях. На сегодняшний день разработано множество систем на основе ПВП для доставки различных активных компонентов как природного, так и синтетического происхождения [11–13].

С целью формирования раневых покрытий используют как классические методы получения матриц, такие как метод полива из раствора, метод выщелачивания, метод лиофильной сушки, так и современные методы аддитивных технологий, такие как электроспининг и 3D-печать [14, 15]. Конечно, классические методы привлекательнее своей простотой и доступностью по сравнению с электроспинингом и 3D-печатью. Однако с помощью классических методов формирования матриц сложно контролировать размер и распределение пор, а также общую архитектуру раневого покрытия. Способ получения методом 3D-печати раневых покрытий на основе хитозана с антибактериальными свойствами в последние годы все больше привлекает исследователей. Так, например, было доказано, что добавление пектина и лидокаина к хитозану позволяет получать методом 3D-печати биоразлагаемые термочувствительные раневые покрытия с хорошей эластичностью и способностью к набуханию и поглощению экссудата [16]. Эффективное раневое покрытие методом 3D-печати было получено на основе хитозана и альгината [17]. Морфологические исследования продемонстрировали пригодность и точность технологии 3D-печати растворов на основе хитозана и альгината для создания хорошо контролируемых гидрогелевых структур с механической стойкостью, подходящих для легкого обращения с такими матрицами.

Многочисленные исследования описывают использование ПВП в 3D-печати. Г. Колламаран с соавт. комбинировали ПВП с рамиприлом с целью дальнейшего формирования матриц с пролонгированным выходом лекарственного препарата [18]. Т. Оквуоаса с соавт. изготовили таблетки на основе ПВП с немедленным высвобождением одновременно двух лекарственных препаратов — дипирамидола и теофиллина [19]. В работе Ф. Дорес с соавт. ПВП использовали для печати таблеток, содержащих тиофиллин [20]. Таким образом, результаты анализа литературы свидетельствуют в пользу перспективности применения как хитозана, так и ПВП в качестве материала для формирования раневого покрытия с комплексными свойства. Оба данных полимера уже находят применение в медицинской практике, можно предположить, что формирование комплексного раневого покрытия позволит получить изделие, обладающее свойствами каждого из этих компонентов в отдельности.

Целью настоящего исследования являлась разработка способа формирования методом 3D-печати антимикробного раневого покрытия на основе хитозана и ПВП и последующее исследование его свойств in vitro и in vivo.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Приготовление раствора хитозана с повидон-йодом

Для приготовления 4 % раствора хитозан (Heppe, Германия) диспергировали в воде, перемешивая на лабораторной верхнеприводной мешалке со скоростью 1000 об./мин на протяжении 30 мин при комнатной температуре. Далее добавляли раствор повидон-йода до 1 % и продолжали перемешивание в течение 5 мин. Затем добавляли уксусную кислоту (Реахим, Россия) до 2 % и продолжали перемешивание при тех же условиях еще 10 мин.

Печать

Для формирования объемных матриц использовали метод экструзионной 3D-биопечати с помощью 3D-биопринтера Rokit Dr. Invivo 4D (Южная Корея). Посредством пневматического диспенсера из шприца (через сопло) обеспечивалась подача чернил на подвижный печатный столик со стеклом. Управление принтером осуществлялось при помощи сенсорного экрана, расположенного на верхней части внешней стороны устройства, предустановленное программное обеспечение — Android OS с приложением СreatorK версии 1.68. Предварительное 3D-моделирование выполнялось в программе Autodesk Fusion 360 версии 2.0.1772, слайсинг модели в программе NewСreatorK версии 1.57.80.

В ходе печати из шприца объемом 10 мл чернила подавали на подвижный печатный столик с расположенным на нем стеклом. В результате получали трехмерные матрицы, которые затем переводили в нерастворимую форму путем обработки 10 % раствором гидрокарбоната натрия в течение 10 мин, а в последующем промывали дистиллированной водой. Образцы помещали в камеру лиофилизатора (Labconco Free Zone Triad 2.5L, США) и замораживали в течение 4 ч при температуре –30 °С. При пониженном давлении и температуре +5 °С в течение 24 ч удаляли растворитель.

Тест на цитотоксичность

Для исследования цитотоксичности (МТТ-тест) использовали клеточную линию человека DF1 — фибробласты кожи человека (Институт цитологии, Санкт-Петербург). Клетки культивируются в CO₂-инкубаторе при 37 °C в увлажненной атмосфере, содержащей воздух и 5 % CO₂ в питательной среде DMEM/F12 (Dulbecco’s modified Eagl’s medium; Gibco), содержащей 1 % незаменимых аминокислот, 10 % (об/об) термически инактивированную фетальную бычью сыворотку (FBS; HyClone, США), 1 % L-глутамина, 50 Ед/мл пенициллина и 50 мкг/мл стрептомицина.

Для эксперимента 5 × 10³ клеток/100 мкл/лунку высевали в 96 луночных планшетах и культивировали в течение 24 ч для их прикрепления. Через сутки среду сливали и в лунки добавляли полную питательную среду после инкубирования с напечатанными образцами в течение 3 дней. По окончании инкубационного периода (3 сут) среду удаляли и вносили 50 мкл/лунку среды DMEM/F12 с тетразолиевым красителем (МТТ) (3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-тетразолиум бромид) (0,1 мг/мл). Клетки инкубировали в CO₂-инкубаторе в течение 2 ч при 37 °C. После удаления надосадочной жидкости образованные метаболически жизнеспособными клетками кристаллы формазана растворяли в диметилсульфоксиде (50 мкл/лунку) и переносили в чистые лунки, а затем измеряли их оптическую плотность при 570 нм на планшетном спектрофотометре. Для расчета использовался анализ полиномальной регрессии в программе Microsoft Excel.

Сканирующая электронная микроскопия

С целью исследования ультраструктуры образцов использовался сканирующий электронный микроскоп CarlZeissSupra 55 VP фирмы CarlZeiss (Германия). Изображение получали при помощи программно-аппаратного комплекса Microcapture 2.2.

Тест на антимикробную активность

Для определения антимикробной активности в отношении Staphylococcus aureus ATCC292123 (MSSA) и Staphylococcus aureus ATCC43300 (MRSA) предварительно были определены минимальные ингибирующие концентрации повидон-йода в отношении тестируемых штаммов стафилококков. Данный показатель для обеих культур составил MIC менее 1 %. Каждый образец (в трех повторениях) помещали в отдельную стерильную пробирку, содержащую 3 мл бульона Мюллера–Хинтона (МХБ). Затем каждый образец погружали в МХБ. В качестве положительного контроля в МХБ вносили 50 мкл взвеси бактерий. Отрицательным контролем служил стерильный МХБ. Пробирки инкубировали 24 ч при температуре 37 ^°С. Для количественной оценки антибактериальной активности образцов, измеряли оптическую плотность МХБ с бактериями через сутки инкубации в присутствии образцов. Из каждой пробирки в лунки 96-луночного плоскодонного планшета вносили по 200 мкл (в 4 повторах). Оптическую плотность измеряли на спектрофотометре при длине волны 600 нм (Spectrostar Nano, Германия).

Также определение антибактериальной активности образцов выполняли чашечным методом. Для этого бактериальную взвесь с оптической плотностью 0,5 по McF (1 × 10 × 8 КОЕ/мл) ватным тампоном распределяли по поверхности агара Мюллера–Хинтона (МХА) в чашках Петри. Каждый тестируемый образец размером 1,5 × 1,5 см вносили стерильным пинцетом на готовый бактериальный газон. Чашки инкубировали при 37 °C и через 18 ч выполняли оценку антимикробного действия образцов. При наличии зоны задержки роста вокруг образца результат считали положительным.

Оценка свойств покрытия in vivo

Экспериментальный этап исследования выполнен на базе Санкт-Петербургского государственного педиатрического медицинского университета с участием сотрудников отдела медико-биологических исследований научно-исследовательского центра и кафедры термических поражений Военно-медицинской академии имени С.М. Кирова. В рамках работы использованы образцы биоинженерных конструкций в виде сетки округлой формы диаметром 50 мм, толщиной 3 и размером ячейки 1 мм. Конструкция напечатана методом экструзионной трехмерной биопечати из биочернил, представленных 4 % гидрогелем хитозана с добавлением 1 % повидон-йода и дермальных фибробластов крысы в количестве 1 × 10⁶ клеток в 1 мл. После трансплантации на рану конструкция была накрыта пленкой «Фолидерм», представляющей собой трекинговую мембрану из лавсана толщиной 12 мкм, имеющую сквозные поры высокой плотности субмикронных размеров (≈0,4 мкм). Эта мембрана обеспечивает водный и газовый обмен одновременно с защитой раневой поверхности от внешнего инфицирования.

В качестве наносимой травмы нами выбран термический контактный ожог IIIБ степени тяжести площадью около 20 см². Данное повреждение с обозначенной площадью и глубиной поражения по своей тяжести является весьма значительным, а разница между влиянием различных видов лечения на динамику раневого процесса будет достаточно показательной.

В исследовании задействовали 19 самцов крыс линии Wistar массой 250 ± 8 г. Животные в случайном порядке были разделены на 3 группы (табл. 1).

 

Таблица 1. Экспериментальные группы животных Table 1. Experimental animal groups
№ группы	Наименование группы	Количество крыс, гол.
1	Некрэктомия, конструкция с фибробластами, пленка «Фолидерм»	6
2	Некрэктомия, лечение с использованием повязок с мазью «Левомеколь»	6
3	Контрольная группа без лечения	7

 

Первая группа являлась опытной, для лечения нанесенной травмы применялось разработанное покрытие. Вторая группа была сравнительной, лечение животных проводилось традиционным и широко распространенным для таких повреждений методом — перевязками с мазью «Левомеколь». Третья группа — контрольная, после нанесения ожога какое-либо лечение не проводилось.

Все манипуляции проводили под инъекционным наркозом (интраперитонеальная инъекция) смесью препаратов «Золетил®100» (25 мг/кг) и «Рометар» (10 мг/кг) [21]. Крысы после введения в наркоз фиксировалась на операционном столе. Место для нанесения ожога предварительно выбивалось и депилировалось. Всем биообъектам нанесли контактный ожог IIIБ степени площадью 20 см² с использованием оборудования и модели нанесения ожоговой травмы, описанной в соответствующем патенте [22].

Параметры нанесения ожога во всех группах были одинаковы. Третья группа крыс являлась контрольной и лечение в ней не проводилось. В 1-й и 2-й группах спустя 2 сут после нанесения травмы выполнялась некрэктомия поврежденных тканей до фасции с подшиванием краев раны к нижележащей мышечной ткани. После некрэктомии в первой (опытной) группе проводилась трансплантация биоинженерной конструкции с последующим наложением пленки «Фолидерм». Во второй группе накладывалась асептическая повязка с мазью «Левосин». В третьей (контрольной группе) некрэктомия не выполнялась. Перевязки в первых двух группах выполнялись через день с проведением оценки площади ран и веса животных [23]. Период проведения эксперимента составил 38 сут. Каждые 7 сут производилась панч-биопсия (диаметр 8 мм) из области раны для гистоморфологического исследования. Образец отбирался на всю глубину кожи до мышечного слоя.

Гистоморфологическое исследование

Оценка материала проводилась на гистологических срезах толщиной 5 мкм, выполненных на автоматическом ротационном микротоме в комплекте с системой переноса срезов STS HM 355S (Thermo Fisher Scientific, USA) и окрашенных гематоксилином и эозином по общепринятой методике. На препаратах оценивалось количество новообразованных капилляров в поле зрения и признаки воспаления.

Статистический анализ

Анализ полученных данных выполняли в программе GraphPad Prism 9.0 (США). Результаты оценивали методом одностороннего дисперсионного анализа ANOVA. Значения p < 0,05 считали статистически значимыми.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Структура раневого покрытия

В процессе разработки раневого покрытия было установлено, что оптимальными для наших задач будет использование биоинженерных конструкций в виде сетки, толщиной 3 мм и размером ячейки 2–3 мм. Конструкция напечатана методом экструзионной трехмерной биопечати из биочернил, представленных 4 % гидрогелем хитозана с добавлением 1 % повидон-йода и дермальных фибробластов крысы в количестве 1 × 106 клеток в 1 мл. Так же были подготовлены образцы без добавления повидон-йода для сравнения антибактериальных свойств. Полученные образцы представлены на рис. 1.

 

Рис. 1. Внешний вид матриц на основе хитозана (слева) и хитозана с повидон-йодом (справа)

Fig. 1. Appearance of matrices based on chitosan (left) and chitosan with povidone-iodine (right)

 

Исследования in vitro

Внешний вид фибробластов кожи человека, культивируемых в присутствии питательной среды после инкубирования с матрицами на основе хитозана и хитозана с повидон-йодом, представлен на рис. 2.

 

Рис. 2. Оптическая микроскопия фибробластов кожи человека

Fig. 2. Optical microscopy of human skin fibroblasts

 

Отмечается, что морфология клеток в контрольном и опытных образцах (культивируемых в присутствии кондиционированной среды после инкубирования с образцами на основе хитозана и хитозана с повидон-йодом) была схожей. Они имели характерную для данного типа клеток вытянутую веретеновидную форму, что говорит об отсутствии цитотоксического воздействия образцов на клетки. Однако, в образцах со средой после инкубирования с хитозаном и повидон-йодом определялось меньшее количество клеток, по сравнению с контрольным образцом.

Для оценки жизнеспособности клеток использовали метод МТТ. Результаты представлены на рис. 3.

 

Рис. 3. МТТ тест фибробластов кожи человека

Fig. 3. MTT assay was performed on human skin fibroblasts

 

Полученные данные свидетельствуют, что добавление в состав покрытия повидона только незначительно уменьшает жизнеспособность клеток.

Для оценки взаимодействия фибробластов с матрицей клетки культивировали на лиофилизированной матрице в течение 2 сут, далее фиксировали глутаровым альдегидом и анализировали с помощью сканирующей электронной микроскопии. На полученных снимках (рис. 4) визуализируется ультраструктурная картина исследуемой конструкции.

 

Рис. 4. Сканирующая электронная микроскопия фибробластов кожи человека после 2 сут культивирования на матрице из хитозана с повидоном. Ув. ×5000 (а); ×500 (б)

Fig. 4. Scanning electron microscopy of human skin fibroblasts after 2 days of cultivation on a matrix of chitosan with povidone. Increased ×5000 (a); ×500 (б)

 

Следует отметить, что лиофилизованый материал на основе хитозана и повидона имеет пористую структуру, причем поры образуют каналы, расположенные параллельно друг другу. Диаметр пор варьируется от 20 до 90 мкм. Данная упорядоченная структура пор образуется вследствие самоорганизации раствора хитозана уже на стадии замораживания, при этом имеет место разделение фаз гомогенного раствора полимера [24, 25]. Также следует отметить, что клетки распластаны и хорошо распределены по поверхности матрицы (по стенкам пор). Результаты ультраструктурного анализа свидетельствуют о хорошей адгезии клеток на поверхности пор матриц на основе хитозана.

При оценке результатов антибактериальной активности было установлено, что средние значения оптической плотности инкубационных растворов с образцами были статистически значимо меньше, чем положительный контроль без внесения образцов (рис. 5). Явное проявление антибактериальных свойств визуализировалось даже не вооруженным взглядом (рис. 6).

 

Рис. 5. Сравнение антибактериальной активности образцов в отношении контроля эталонных штаммов S. aureus. Измерение при длине волны 600 нм. * — р < 0,05

Fig. 5. Comparison of the antibacterial activity of samples in relation to control reference strains of S. aureus. Measurement at wavelength 600 nm. * — р < 0.05

 

Рис. 6. Пробирки через сутки инкубации MRSA в питательной среде. КК — контроль культуры бактерий (слева); 8 — питательная среда с MRSA и образцом из хитозана с повидон- йодом (справа)

Fig. 6. Test tubes after 24 hours of incubation of MRSA in a nutrient medium. QC—bacterial culture control (left); 8 — nutrient medium with MRSA and a sample of chitosan with vidon-iodine (right)

 

Кроме того, установлено, что статистически значимо более активными были образцы с добавлением повидон-йода, чем образцы, состоящие лишь из хитозана (рис. 7).

 

Рис. 7. Сравнение антибактериальной активности образцов из хитозана и с добавлением повидон-йода в отношении эталонных штаммов S. aureus.Измерение при длине волны 600 нм. * — р < 0,05

Fig. 7. Comparison of the antibacterial activity of samples from chitosan and with the addition of povidone-iodine against reference strains of S. aureus. Measurement at a wavelength of 600 nm. * — p < 0.05

 

При дополнительном сравнении антибактериальной активности чашечным методом, образцы, импрегнированные повидон-йодом, демонстрировали наличие антибактериальных свойств, в то время как образцы, состоящие только из хитозана, не обладали достаточной активностью для подавления роста стафилококков на плотной питательной среде (рис. 8).

 

Рис. 8. Зона подавления роста MRSA вокруг образцов с повидон-йодом

Fig. 8. Zone of MRSA growth inhibition around povidone-iodine specimens

 

Полученные результаты показали, что образцы на основе хитозана, импрегнированные повидон-йодом, характеризуются антибактериальным действием против эталонных штаммов стафилококков. При этом выявлены значимые различия в выраженности антибактериального действия между образцами на основе хитозана и импрегнированными повидон-йодом. Полученные результаты свидетельствуют в пользу того, что внесение дополнительного компонента повидон-йода потенцирует антибактериальное действие образцов на основе хитозана. Важным фактом оказалась чувствительность к действию образцов метициллин-резистентных штаммов. По-видимому, восприимчивость к тестируемым образцам не зависит от антибиотикопрофиля S. aureus, однако необходимы дальнейшие исследования на клинических изолятах данного вида, а также на представителях других токсономических групп, включая грамотрицательные патогены.

Исследования in vivo

Проведенные испытания биоинженерной конструкции в эксперименте in vivo показали положительное влияние на ход раневого процесса (рис. 9), заключающееся в более высокой скорости эпителизации и значительно меньшей частоте возникновения инфекционных осложнений, на фоне других экспериментальных групп.

 

Рис. 9. Динамика раневого процесса в исследуемых группах

Fig. 9. Dynamics of the wound process in the study groups

 

При гистологическом исследовании опытная группа также превосходила контрольную и группу сравнения по качеству формируемой грануляционной ткани, числу новообразованных капилляров и выраженности местного воспалительного процесса (рис. 10).

 

Рис. 10. Морфологические препараты из области ран, отобранные на 21-е сут эксперимента (окраска гематоксилин-эозин, ув. ×100)

Fig. 10. Morphological preparations from the wound area, taken on the 21st day of the experiment (hematoxylin-eosin staining, ×100 magnification)

 

Подробная характеристика каждой группы

В группе № 1 спустя 3 сут после некрэктомии и трансплантации биоинженерной конструкции с пленкой «Фолидерм» образовался тонкий эластичный струп, который отошел через 17 сут с момента нанесения травмы. Нагноения струпа в данной группе животных не отмечено. После отторжения струпа было установлено, что он не препятствовал эпителизации, а очистившаяся рана сокращалась в размерах в среднем со скоростью 2,7 ± 0,2 %/сут. Ложе раны было представлено свежей грануляционной тканью, края которой к 38-м сут эксперимента полностью сомкнулись с образованием тонкого нормотрофического рубца. Количество капилляров в биоптате грануляционной ткани из раневого ложа на 21-е сут эксперимента равнялось 29 ± 4 в поле зрения.

В группе № 2 через 3 сут после некрэктомии также образовался струп, однако в сравнении со 1-й группой животных он был более грубым. Отторжение струпа произошло на 24-е сут с момента нанесения травмы. В 80 % случаев отмечено нагноение струпа. Ложе раны было покрыто грануляционной тканью с налетом фибрина, последняя была значительно грубее и толще в сравнении с грануляционной тканью у животных в 1-й группе. Средняя скорость сокращения раны составила 1,8 ± 0,3 %/сут. К 38-м сут средняя площадь ран составила 3,6 ± 0,8 см². Количество капилляров в биоптате грануляционной ткани из раневого ложа на 21-е сут эксперимента равнялось 16 ± 2 в поле зрения.

В 3-й группе отторжение струпа произошло на 33-и сут с момента нанесения травмы, струп был грубым, в 100 % случаев отмечалось его нагноение. После отхождения струпа рана была представлена грануляционной тканью с признаками фиброза толщиной до 3 мм. Средняя скорость сокращения раны составила 0,3 ± 0,04 %/сут. Количество капилляров в биоптате грануляционной ткани из раневого ложа на 21-е сут эксперимента равнялось 11 ± 2 в поле зрения.

ВЫВОДЫ

Использование природного биополимера хитозана в виде 4 % гидрогеля для создания конструкции и формирования конечного изделия в виде сетки позволило обеспечить конструкции такие свойства, как высокая биосовместимость, атравматичность, эластичность и адгезия к ране.

Добавление в состав полимера повидон-йода в концентрации 1 % позволило добиться высокой противомикробной активности биоинженерной конструкции, значимо не повлияв на жизнеспособность включенных в состав конструкции клеток. Также присутствие в составе повидон-йода обеспечивало снижение потенциала нейтрофильно-макрофагального клеточного звена в области раны, что проявлялось в меньшей выраженности воспалительной реакции при отторжении струпа и созревании грануляционной ткани.

Использование технологии трехмерной печати для изготовления биоинженерной конструкции обеспечивает поддержание асептических условий при создании конструкции, необходимой влажности, pH и температуры. При этом достигаются высокая скорость изготовления и повторяемость, кроме того, данная технология позволяет создавать конструкции любых форм, размеров и сложной пространственной архитектуры.

Подход, использованный для печати биоинженерный конструкции, обеспечил сохранение включенных в состав клеток и их дальнейшую высокую жизнеспособность.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Вклад авторов. Все авторы внесли существенный вклад в проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией. К.П. Головко — разработка концепции и дизайна; В.Е. Юдин — организация работы по созданию биоинженерной конструкции; Д.В. Овчинников — проверка критически важного интеллектуального содержания и окончательное утверждение рукописи для публикации; И.А. Барсук — выполнение экспериментальной части работы с животными; Е.М. Иванькова — выполнение сканирующей электронной микроскопии; В.Н. Александров — обзор литературы; Ю.А. Нащекина — культуральная работа и проведение исследования по цитотоксичности; Е.М. Гордина, С.А. Божкова — разработка методики и проведение исследования на антимикробную активность покрытия.

Источник финансирования. Финансирование данной работы не проводилось.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Этическая экспертиза. Проведение исследования одобрено локальным этическим комитетом ФГБВОУ ВО «Военно-медицинская академия имени С.М. Кирова» МО РФ. Выписка из протокола № 259 от 25 января 2022 г.

Об авторах

Константин Петрович Головко

Военно-медицинская академия; Санкт-Петербургский государственный университет

Email: izvestiavmeda@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-1584-1748

докт. мед. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Владимир Евгеньевич Юдин

Институт высокомолекулярных соединений РАН

Email: yudin@hq.macro.ru
ORCID iD: 0000-0002-5517-4767

докт. физ.-мат. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Дмитрий Валерьевич Овчинников

Военно-медицинская академия

Email: izvestiavmeda@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-8408-5301

канд. мед. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург

Илья Александрович Барсук

Военно-медицинская академия

Автор, ответственный за переписку.
Email: izvestiavmeda@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-3728-9966
Россия, Санкт-Петербург

Елена Михайловна Иванькова

Военно-медицинская академия; Институт высокомолекулярных соединений РАН

Email: ivelen@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-4823-0695

канд. физ.-мат. наук

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Виктор Николаевич Александров

Военно-медицинская академия; Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет

Email: vnaleks9@yandex.ru
ORCID iD: 0009-0001-9229-5293

докт. мед. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Юлия Александровна Нащекина

Санкт-Петербургский государственный университет; Институт цитологии РАН

Email: nashchekina.yu@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-4371-7445

канд. биол. наук

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Екатерина Михайловна Гордина

Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. Р.Р. Вредена

Email: emgordina@win.rniito.ru
ORCID iD: 0000-0003-2326-7413

канд. мед. наук

Россия, Санкт-Петербург

Светлана Анатольевна Божкова

Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. Р.Р. Вредена

Email: info@rniito.ru
ORCID iD: 0000-0002-2083-2424

докт. мед. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

Дополнительные файлы