Specificity of the symbiotic interaction of bacteria of the genus Rhizobium leguminosarum bv. viciae with plants of the tribe Vicieae

Cover Page

Abstract


The estimation of nodulation competitiveness of industrial strains against the native nodule bacteria and also the analyses of distribution of strain’s genotypes which formed nodules on roots of 4 plant species was the purpose of this work. The objects of the research were rhizobium strains which formed nodules on roots of plant (the nodule-forming units – NFU), obtained in field experiment with application of preseeding processing of seeds of pea (Pisum satіvum L.), fava beans (Vicia faba L.), lathyrus (Lathyrus sativus L.) and lentil (Lens culinaris L.). The mixture of the collection strains allocated from nodules of peas and beans, and having various combinations of chromosomal and symbiotic genotypes was used for inoculation of seeds. Identification of NFU was carried out with the use of the analysis of the emitted nodule total DNA on several chromosomal markers: the rpoB gene and the hin-region, and the plasmid marker – nodD gene. It is established that only about 50% of nodules were formed by the strains used at inoculation of seeds. Besides, the combinations of chromosomal and symbiotic genotypes specific for a rhizobium – symbionts of concrete host plants have been established: IA genotype with sym-2 for P. sativum; IB genotype with sym-4 for V. faba. The results of this study create prerequisites for selection of couples: macro- and microsymbiont for the purpose of increasing efficiency of plant-microbial systems, in which the nature of symbiotic interaction defines efficiency of partners.


Введение

Бобово-ризобиальный симбиоз является объектом многочисленных исследований мутуалистических взаимодействий, имеющих большое значение в сельскохозяйственной практике. Особый интерес в исследованиях симбиотических взаимодействий представляет высокая специфичность симбиоза, которая определяется механизмами узнавания партнеров — обменом молекулярными сигналами [1, 2]. Одними из наиболее специфичных считают взаимодействия между растениями трибы Vicieae (Vicia, Pisum, Lens и Lathyrus) и бактериями Rhizobium leguminosarum bv. viciae [3]. Хотя штаммы этого биовара способны к перекрестной инокуляции растений-хозяев (группы перекрестной инокуляции — ГПИ), эффективность фиксации атмосферного азота в образовавшихся клубеньках различается и, что важно, варьирует в зависимости от сорта растений [4–6]. Макросимбионт отбирает из общего почвенного микробиома конкретный генотип Rhizobium leguminosarum bv. viciae, предпочтительный для эффективного симбиоза. Например, культивируемые в Европе растения бобов (Vicia faba L.) строго избирательны к определенному nod-типу клубенёк-образующих бактерий, тогда как культурный горох (Pisum sativum L.) и дикие бобовые (Vicia и Lathyrus) менее специфичны в выборе симбионтов [4, 5]. В литературе имеются данные о том, что штаммы, нодулирующие различные группы растений, например клевер и горох, могут относиться к одинаковым хромосомным генотипам и в то же время штаммы, образующие клубеньки на одном растении, могут относиться к филогенетически удаленным таксонам [7].

Образование эффективного симбиоза также определяется нодуляционной конкурентоспособностью конкретного генотипа ризобий — способностью формировать клубеньки в присутствии других вирулентных штаммов [8]. Однако мало что известно о механизмах, лежащих в основе конкурентоспособности штаммов Rhizobium leguminosarum bv. viciae (Rlv) при инфицировании гороха посевного, и о специфичности складывающихся взаимодействий. В частности, пока нет ясности по поводу генетических маркеров сортовой (видовой) специфичности [9–11].

Цель работы состояла в оценке нодуляционной конкурентоспособности производственных штаммов на фоне аборигенных клубеньковых бактерий, а также анализе распределения генотипов штаммов, образовавших клубеньки на корнях четырех видов растений.

Схема эксперимента представляла собой полевой опыт, в рамках которого семена гороха, бобов, чины и чечевицы перед посадкой были инокулированы смесью производственных штаммов с различной комбинацией хромосомных и симбиотических генотипов. Генотипирование КлОЕ проводили путем выделения тотальной ДНК клубенька с последующим выявлением генетического полиморфизма на основании комплексного подхода — анализе последовательностей хромосомных маркеров ризобий (фрагмента гена β-субъединицы ДНК-зависимой РНК-полимеразы (rpoB) и hin-региона [12]) и рестрикционном анализе плазмидного (симбиотического) маркера — фрагмента гена ризобиального симбиотического транскрипционного регулятора — nodD.

Материалы и методы

Клубеньковые бактерии-инокуляты были представлены активными штаммами из крымской коллекции микроорганизмов (ФГБУН «НИИ сельского хозяйства Крыма»), выделенными из клубеньков Vicia faba и Pisum sativum и имеющими различные сочетания хромосомных и симбиотических генотипов: Rhizobium leguminosarum bv. viciae Y-2, Rhizobium leguminosarum bv. viciae Y-7, Rhizobium legumi nosarum bv. viciae 65 и Rhizobium legumino sarum bv. viciae B-25 (табл. 1).

 

Таблица 1. Производственные штаммы клубеньковых бактерий, входящих в состав инокулята для предпосевной обработки семян

Table 1. Industrial nodule bacteria strains, which were a part of the inoculum for preseeding treatment

Штаммы

hin-генотип

(hin-регион)

rpoB-генотип

(rpoB ген)

sym-генотип

(nodD ген)

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Y-2 (Pisum sativum)

1

sym-4

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Y-7 (Pisum sativum)

IB

2

sym-1

Rhizobium leguminosarum bv. viciae 65 (Pisum sativum)

IA

1

sym-1

Rhizobium leguminosarum bv. viciae B-25 (Vicia faba)

IB

2

sym-4

 

Семена бобовых растений ГПИ — гороха (Pisum sativum L., сорт Девиз), чечевицы (Lens culinaris L., сорт Линза), чины (Lathyrus sativus L., сорт Сподиванка) и кормовых бобов (Vicia faba L., сорт Билун) были предоставлены ФГБУН «НИИ сельского хозяйства Крыма».

Структура полевого опыта. Семена перед посевом обрабатывали суспензией трехсуточных культур штаммов Rlv Y-2, Y-7, 65 и B-25, смешанных в равных пропорциях из расчета инокуляционной нагрузки — 106 бактерий/семя, в объеме — 2 % инокулята от массы семян. Полевой опыт с совместным посевом семян гороха, кормовых бобов, чины, чечевицы проводили в 2016 г. на площади опытного участка (10 м2) на дерново-подзолистых почвах с пахотным горизонтом 20 см (Московская область, Россия). Ранее на данном участке бобовые культуры не выращивались, предшественником являлись томаты. Через 7 недель, когда все растения вошли в фазу цветения, с 10 растений каждого вида проводили сбор активных клубеньков. Для формирования усредненной выборки с каждого вида были отобраны по 24 клубенька и трехкратно отмыты от почвы в стерильной воде. Клубеньки не стерилизовали, так как оценку ДНК КлОЕ выполняли, минуя стадию выделения изолятов ризобий в чистую культуру. Далее из каждого клубенька была выделена тотальная ДНК.

Тотальную ДНК выделяли из клубеньков путем фенол-хлороформной экстракции с последующим осаждением изопропанолом [13]. Концентрацию выделенной ДНК определяли на флуориметре Qubit 2.0 с использованием набора реагентов Qubit Assays (Molecular probes, Life technologies, США).

ПЦР-амплификацию нуклеотидных последовательностей фрагмента гена бета-субъединицы ДНК-зависимой РНК-полимеразы rpoB проводили с использованием праймеров rpoB_F: 5’-cctcatcgaggttcagaaggc-3’ и rpoB_R: 5’-agcgtgttgcggatataggcg-3’ [14]; hin-региона — с использованием специфических для рода Rhizobium праймеров Pr. rhizF: 5’-agaatgaaaatctggtg-3’ и Pr. rhizR: 5’-ggaagaggggttcgact-3’ [15], гена ри зобиального симбиотического транскрипционного регулятора nodD — с использованием праймеров NBA12: 5’-ggatsgcaatcatctayrgmrtgg-3’ и NBF12’: 5’-ggatcraaagcatccrcastatgg-3’ [16]. Для амплификации фрагмента гена rpoB применяли температурно-временной режим: первоначальная денатурация при 94 °C — 5 мин; последующие четыре цикла: 94 °C — 2 мин, 58 °C — 2 мин, 72 °C — 1 мин; последующий 31 цикл: 94 °C — 30 с, 58 °C — 1 мин, 72 °C — 1 мин; окончательная элонгация — 5 мин при 72 °C. Для амплификации фрагмента гена nodD: первоначальная денатурация при 94 °C — 3 мин; последующие 35 циклов: 94 °C — 1 мин, 55 °C — 1 мин, 72 °C — 2 мин; окончательная элонгация — 3 мин при 72 °C. Для амплификации hin-региона: первоначальная денатурация при 94 °C — 2 мин; последующие 35 циклов: 94 °C — 1 мин, 56 °C — 1 мин, 72 °C — 1 мин; окончательная элонгация — 5 мин при 72 °C. Состав ПЦР-смеси соответствовал протоколу производителя (ЗАО «Евроген», Россия).

Анализ длин рестрикционных фрагментов (RFLP). Продукты амплификации фрагмента симбиотического гена nodD обрабатывали эндонуклеазой рестрикции MspI согласно инструкциям производителя (Fermentas, США). Обработанную рестриктазами ДНК анализировали путем электрофоретического разделения в 3,0 % агарозном геле с визуализацией на трансиллюминаторе (ООО «Компания Биоком», Россия).

Анализ нуклеотидных последовательностей. Нуклеотидные последовательности фрагмента гена rpoB и hin-региона определяли методом прямого секвенирования [17] и сравнивали с последовательностями базы данных GenBank с помощью программы NCBI Blast [18]. В качестве референсных использовали нуклеотидные последовательности гена rpoB типовых штаммов ризо бий, обладающих способностью образовывать клубеньки на растениях ГПИ: R. leguminosarum LMG 14904 T (AM295352.1), R. pisi DSM 30132 T (JN580751.1) и R. fabae CCBAU33202 T (FJ392877.1). Выравнивание последовательностей проводили с помощью программы BioEdit 7.0.5.2 [19]. Для построения филогенетических деревьев использовали программу Mega 5.1 [20] и алгоритм Neighbor-Joining (NJ) [21]. Последовательности фрагментов вышеупомянутых генов депонированы в NCBI GenBank (табл. 2).

 

Таблица 2. Номера последовательностей секвенированных маркеров клубенек-образующих единиц

Table 2. GenBank accession numbers for nucleotide sequences of the nodule-forming units

Изолят

Номер последовательности hin-региона в базе данных GenBank NCBI

Номер последовательности фрагмента гена rpoB в базе данных GenBank NCBI

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Lc1

MH814543

MH814557

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Lc10

MH814544

MH814558

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Lc11

MH814545

MH814559

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ls6

MH814546

MH814560

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ls9

MH814547

MH814561

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ls12

MH814548

MH814562

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ls20

MH814549

MH814563

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ps2

MH814550

MH814564

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ps9

MH814551

MH814565

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ps10

MH814552

MH814566

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Ps12

MH814553

MH814567

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Vf2

MH814554

MH814568

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Vf3

MH814555

MH814569

Rhizobium leguminosarum bv. viciae Vf5

MH814556

MH814570

 

Результаты и обсуждение

В рамках данного полевого испытания в качестве инокулятов были использованы производственные штаммы с четырьмя различными комбинациями генотипов. Исходно эти штаммы выделены из активных клубеньков гороха (Pisum satіvum L.) и бобов (Vicia faba L.) и идентифицированы оригинаторами коллекции как Rhizobium leguminosarum bv. viciae (см. табл. 1).

В ранее проведенных лабораторных испытаниях при совместной инокуляции семян гороха и бобов смесью данных штаммов в преобладающем большинстве клубеньков были обнаружены штаммы со специфичной к растению-хозяину комбинацией маркеров, а именно: для гороха — IA/sym-1, для бобов — IB/sym-4 [22]. В рамках настоящего полевого испытания планировали оценить нодуляционную конкурентоспособность производственных штаммов на фоне аборигенных клубеньковых бактерий, а также проанализировать распределение генотипов КлОЕ у четырех видов растений.

Анализ нуклеотидных последовательностей гена rpoB

Анализ тотальной ДНК клубеньков с амплификацией и секвенированием фрагмента маркерного гена rpoB показал наличие представителей Rhizobium leguminosarum во всех 96 клубеньках. Было выявлено 14 rpoB-генотипов КлОЕ, к двум из которых принадлежали штаммы-инокуляты: genotype 1 и genotype 2 (рис. 1).

 

Рис. 1. Филогенетическое дерево, построенное на основе данных сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей фрагмента гена rpoB бактерий рода Rhizobium — симбионтов растений группы перекрестной инокуляции c использованием алгоритма NJ. В скобках указано число КлОЕ данного генотипа, выявленных в клубеньках гороха (Pisum), чечевицы (Lens), чины (Lathyrus) и кормовых бобов (Vicia). Масштаб соответствует пяти заменам на 1000 пар оснований. Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления (в %), определенная с помощью bootstrap-анализа 1000 реплик. Значения bootstrap ниже 70 % не показаны

Fig. 1. The phylogenetic tree that was constructed on the basis of comparative sequence analysis of the fragment of rpoB gene of Rhizobium sp. – symbionts of cross-inoculation group plants using the NJ algorithm. Scale corresponds to 2 replacements by 100 couples of the bases. The numerals show the statistical reliability of the order of branching (%) defined by bootstrap analysis (1000 replicas). Bootstrap values less than 70% are not shown

 

Самая многочисленная группа genotype 1 (61 % КлОЕ) была представлена штаммами-инокулятами Rlv Y-2 и Rlv 65; также этот rpoB-генотип был характерен для типового штамма R. leguminosarum LMG 14904T. Ризобии с этим хромосомным генотипом образовывали клубеньки на корнях всех четырех видов растений ГПИ. Следующая по численности группа genotype 2 (15 % КлОЕ) была представлена штаммами-инокулятами Rlv Y-7 и Rlv B-25. Данный генотип не выявлен в клубеньках гороха. Остальные 24 % КлОЕ были представленыrpoB-генотипами (native 3–14) аборигенных штаммов ризобий.

Анализ симбиотического генотипа (sym-генотипа) КлОЕ. Для определения sym-генотипа был использован метод рестрикционного анализа nodD-гена с применением MspI-рестриктазы. По результатам электрофоретического разделения продуктов рестрикции для всех четырех растений группы перекрестной инокуляции было выявлено четыре sym-генотипа и получено распределение их среди 96 КлОЕ (рис. 2, 3).

 

Рис. 2. RFLP-анализ фрагмента гена nodD с использованием рестриктазы MspI. Маркер длин ДНК 50+ bp DNA Ladder (ЗАО «Евроген»). Представлены результаты электрофоретического разделения продуктов реакции для 12 КлОЕ каждого вида растения: чечевицы, чины, кормовых бобов и гороха. Цифрами (1–4) указаны соответствующие sym-генотипы

Fig. 2. The RFLP analysis of a fragment of nodD gene with use of a MspI restriction endonuclease. 50+ bp DNA Ladder. Electrophoretic profile for 12 nodule-forming units of each species of a plant are presented: lentil, lathyrus, fava beans and pea. Sym-genotypes are designated by figures (1-4)

 

Рис. 3. Диаграмма распределения sym-генотипов КлОЕ у растений группы перекрестной инокуляции: чечевицы, чины, бобов и гороха

Fig. 3. Diagram of distribution of sym-genotypes in the nodule-forming units of cross-inoculation group plants: lentil, lathyrus, fava beans and pea

 

В клубеньках всех опытных растений доминировал четвертый sym-генотип ризобий (51 %), характерный для штаммов-инокулятов Rlv Y-2 и Rlv B-25. У менее четверти клубеньков был определен первый sym-генотип ризобий (13 %), характерный для штаммов-инокулятов Rlv 65 и Rlv Y-7. Остальные 36 % КлОЕ были представлены вторым и третьим sym-генотипами аборигенных штаммов ризобий. Кроме того, обнаружена явная специфичность ризобий с четвертым sym-генотипом — симбионтов Vicia faba L. (96 % КлОЕ) и ри зобий со вторым sym-генотипом — симбионтов Pisum sativum L (54 %). У симбионтов чины и чечевицы также преобладал четвертый sym-генотип (см. рис. 3).

Анализ хромосомного генотипа (hin-генотипа) КлОЕ. Для достоверной оценки нодуляционной конкурентоспособности производственных штаммов на фоне аборигенных клубеньковых бактерий был проведен анализ внутривидового разнообразия КлОЕ при помощи метода hin-регион фингерпринтинга [12]. Ранее при работе с чистыми культурами коллекционных штаммов нами было установлено, что симбионты растений гороха и кормовых бобов относятся к двум генотипам: IA и IB, причем для изолятов ризобий бобов в подавляющем большинстве случаев характерен IB-генотип, а у изолятов гороха преобладает IА-генотип [15, 22]. При проведении скрининга КлОЕ в данном исследовании было выявлено четыре генетических профиля: IA, IB, Ia и новый профиль — HF/Heavy Fragment/. Для симбионтов V. faba характерны Ia- и IB hin-генотипы, для P. sativum — IA-генотип ризобий (рис. 4). Интересно, что новый генотип HF удалось обнаружить только при использовании тотальной ДНК клубеньков, в то время как при работе с генетическим материалом чистых культур ризобий он не детектировался [14, 23].

 

Рис. 4. Диаграмма распределения hin-генотипов КлОЕ у растений группы перекрестной инокуляции: чечевицы, чины, бобов и гороха

Fig. 4. Diagram of distribution of hin-genotypes in the nodule-forming units of cross-inoculation group plants: lentil, lathyrus, fava beans and pea

 

Анализ структуры hin-региона КлОЕ растений ГПИ: гороха, кормовых бобов, чины и чечевицы. Ранее нами была определена структура hin-региона (межгенный регион, расположенный между одно именными генами тРНК-Глу) коллекционных штаммов Rhizobium leguminosarum bv. viciae — симбионтов гороха и бобов — это генотипы IA, Ia и IB [15]. По данным секвенирования этого межгенного региона генотип IA отличался от генотипа IB короткой вставкой (в 75 п. о.) в промоторной области второй копии гена тРНК-Глу (рис. 5). Генотип Ia, скорее всего, был образован путем делеции третьей копии гена тРНК-Глу в генотипе IA, либо посредством протяженной вставки между второй и третьей копиями гена тРНК. Впервые выявленный для симбионтов данных растений hin-генотип HF вероятно произошел от генотипа IА путем одной протяженной вставки (более 1000 п. о.) или мозаичной вставкой между первой и второй копиями гена тРНК-Глу. Поиск схожих нуклеотидных последовательностей в Генбанке в геномах ряда штаммов (Rlv BIHB1217, CP022665.1; RlvUPM791, CP025509.1) выявил вне их hin-регионов фрагмент данной вставки длиной 268 п. о. со сходством 87 % с фаговой ДНК в непосредственной близости с генами интегразы (locus_tag=“CHR56_12185”), малой субъединицы терминазы (locus_tag=“CHR56_12210”) и серин-рекомбиназы (locus_tag=“CHR56_12220”).

 

Рис. 5. Структура hin-региона Rhizobium leguminosarum bv. viciae

Fig. 5. Structure of the hin-region of Rhizobium leguminosarum bv. viciae

 

Анализ специфичности симбиотических взаимодействий. Сравнительный анализ данных по распределению симбиотических и хромосомных маркеров показал, что из всей выборки КлОЕ было выявлено 17 генотипов с разной комбинацией маркеров. Генотипы КлОЕ, схожие с генотипами инокулятов в клубеньках, были представлены в следующих пропорциях: Rlv Y-2 (32 %), Rlv B-25 (15 %), Rlv 65 (1 %), генотип, схожий с инокулятом Rlv Y-7, не был обнаружен ни в одном клубеньке, несмотря на его исходную симбиотическую активность. Среди клубенёк-образующих единиц гороха 50 % были представлены аборигенными генотипами с комбинацией маркеров — IA/1 (rpoB)/sym-2. Присутствие генотипов, схожих с генотипами инокулятов, в клубеньках по растениям следующее: Pisum sativum — 4 %, Vicia faba — 88 %, Lens culinaris — 42 %, Lathyrus sativus — 54 % (табл. 3).

 

Таблица 3. Распределение хромосомных и симбиотических (sym) генотипов в клубеньках растений группы перекрестной инокуляции

Table 3. The distribution of chromosomal and symbiotic (sym) genotypes in nodules of cross-inoculation group plants

Штамм/КлОЕ

Генотипы

Растения

Общая представленность генотипов в клубеньках (%)

hin

rpoB

sym

Ps

Vf

Lc

Ls

Rlv Y-2

Ia

1

4

1

13

8

8

32

Rlv 65

IA

1

1

1

1

native 1

IA

1

2

12

1

5

6

25

native 2

IB

1

1

1

1

native 3

HF

1

1

1

1

native 4

HF

1

2

1

1

2

Rlv Y-7

IB

2

1

0

Rlv B-25

IB

2

4

8

2

4

15

native 5

HF

3

3

4

2

6

native 6

IB

4

1

1

1

2

native 7

IB

4

3

2

2

native 8

IB

5

4

1

1

2

4

native 9

Ia

6

1

1

1

native 10

IB

7

1

1

1

native 11

HF

8

1

1

1

native 12

HF

9

1

1

1

native 13

Ia

10

1

1

1

native 14

IB

11

4

1

1

native 15

IB

12

1

1

1

native 16

HF

13

2

1

1

native 17

HF

14

1

1

1

Суммарное присутствие генотипов инокулятов в клубеньках

1/24 (4 %)

21/24 (88 %)

10/24 (42 %)

13/24 (54 %)

 

 

Для растений Vicia faba L. оказалась характерной комбинация хромосомного маркера hin-регион Ia- и IB-генотипов с четвертым генотипом по симбиотическому маркеру — nodD-гену. Для растений Pisum sativum L. наблюдалась корреляция IA-генотипа со второй группой sym-генотипа. Выраженной специфичности в выборе микросимбионта у растений чины и чечевицы не выявлено. Структура hin-региона, а также комбинация этого маркера с nodD-геном дают основание предположить, что вышеупомянутый генотип HF, возможно, возникает в случае, когда штамм, образующий клубенёк у растений ГПИ, в своем составе несет «не подходящую» для данного растения (sym-1 и sym-3) плазмиду. Интересно, что второй по представленности sym-генотип КлОЕ (28 %) относился к местным почвенным популяциям ризобий, в то время как генотипами штаммов-инокулятов были sym-1 и sym-4.

В трудах других авторов приводятся как схожие, так и отличные от полученных в настоящей работе сведений о предпочтительности и комбинации хромосомных (как правило, RFLP-16S-23S rRNA) и симбиотических маркеров во взаимодействии с растениями ГПИ в Великобритании [4], Франции [24] и Испании [25]. Новизна данного исследования состоит в получении доказательств в пользу того, что нодуляционная конкурентоспособность разных штаммов ризобий в образовании клубеньков у гороха и бобов (применительно к конкретному географическому положению и агроклиматическим условиям) определяется не только хромосомной частью генома (rpoB и hin-регион), но и комбинацией с sym-2- и sym-4-генотипами.

Заключение

В ходе данной работы были выявлены комбинации хромосомных и симбиотических маркеров, специфичных для конкретного растения-хозяина. В анализ генетического разнообразия клубенёк-образующих единиц была добавлена оценка полиморфизма нового хромосомного маркера — hin-региона. По совокупности данных секвенирования тотальной ДНК каждого из клубеньков по двум маркерам (rpoB, hin-регион) во всех 96 исследуемых образцах однозначно определялся только один генотип КлОЕ, отличных генотипов не было обнаружено. Однако это не исключало возможности наличия других штаммов бактерий в клубеньках.

Таким образом, было установлено, что только 48 % клубеньков были образованы штаммами, генотипы которых схожи с таковыми у штаммов-инокулятов, главным образом Rlv Y-2 (Ia-генотип и sym-4) — 32 % и Rlv B-25 (IB-генотип и sym-4) — 15 %. Также было показано, что генотип активного (Nod+) штамма-инокулята Rlv Y-7 (IA и sym-1) в данном опыте клубеньков не образовал ни на одном растении ГПИ, соответственно, не может рассматриваться в качестве перспективного для них производственного инокулята.

Также при анализе тотальной ДНК клубеньков с использованием hin-регион ПЦР для симбионтов растений ГПИ впервые был выявлен генотип HF (Heavy Fragment), присутствующий у аборигенных ризобий. В чистую культуру выделены два новых штамма с Ia- и HF-генотипами. В дальнейшем планируется сопоставить эффективность растительно-микробных взаимодействий штаммов всех четырех hin-генотипов на растениях гороха и бобов.

Принимая во внимание результаты проведенных работ представляется возможным создание микробных биопрепаратов на основе ризобий, регулирующих рост бобовых растений (Plant growth promoting rhizobia — PGPR), с учетом выявленной растительно-микробной специфичности. Использование потенциала подобных биопрепаратов будет способствовать развитию органического земледелия, экологически безопасного растениеводства и устойчивого сельского хозяйства [26, 27].

Благодарность

Статья подготовлена в рамках исследования с использованием средств субсидии Министерства образования и науки Российской Федерации (соглашение № 14.601.21.0016, уникальный идентификатор соглашения: RFMEFI60117X0016).

Sofya A. Khapchaeva

A.N. Bach Institute of Biochemistry, Research Center of Biotechnology of the Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: sakhapchaeva.1990@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-6900-8399
SPIN-code: 2456-8389
ResearcherId: H-9438-2014
Mendeley Profile: /sofya-khapchaeva/

Russian Federation, 33, bld. 2 Leninsky Ave., Moscow 119071

Junior Researcher of Algal Biotechnology Group

Svetlana V. Didovich

Research Institute of Agriculture of Crimea

Email: sv-alex.68@mail.ru
SPIN-code: 4162-1908

Russian Federation, 150 Kievskaya str., Simferopol, 295493

Ph. D, Agriculture, Senior Research Scientist, Agricultural Microbiology Department

Alexey F. Topunov

A.N. Bach Institute of Biochemistry, Research Center of Biotechnology of the Russian Academy of Sciences

Email: aftopunov@yandex.ru
SPIN-code: 8379-6221

Russian Federation, 33, bld. 2 Leninsky Ave., Moscow

Dr. Sci. (Biology), Сhief Research Scientist, Head of the Laboratory of Biochemistry of Nitrogen Fixation and Nitrogen Metabolism

Andrey L. Mulyukin

S.N. Winogradsky Institute of Microbiology, Research Center of Biotechnology of the Russian Academy of Sciences

Email: andlm@mail.ru
SPIN-code: 1269-5440

Russian Federation, 33, bld. 2 Leninsky Ave., Moscow 119071

Dr. Sci. (Biology), Leading Researcher, Head of the UNIQEM Collection Core Facility

Vasiliy S. Zotov

A.N. Bach Institute of Biochemistry, Research Center of Biotechnology of the Russian Academy of Sciences

Email: adni83@yandex.ru

Russian Federation, 33, bld. 2 Leninsky Ave., Moscow 119071

Ph. D, Biology, Senior Research Scientist, Head of the Group of Algae Biotechnology

  • Lira MA, Jr., Nascimento LR, Fracetto GG. Legume-rhizobia signal exchange: promiscuity and environmental effects. Front Microbiol. 2015;6:945. doi: 10.3389/fmicb.2015.00945.
  • Oldroyd GE, Murray JD, Poole PS, Downie JA. The rules of engagement in the legume-rhizobial symbiosis. Annu Rev Genet. 2011;45:119-144. doi: 10.1146/annurev-genet-110410-132549.
  • Проворов Н.А. Взаимосвязь между таксономией бобовых и специфичностью их взаимодействия с клубеньковыми бактериями // Ботанический журнал. – 1992. – Т. 77. – № 8. – С. 21–32. [Provorov NA. Vzaimosvyaz’ mezhdu taksonomiey bobovykh i spetsifichnost’yu ikh vzaimodeistviya s kluben’kovymi bakteriyami. Botanicheskii zhurnal. 1992;77(8):21-32. (In Russ.)]
  • Mutch LA, Young JP. Diversity and specificity of Rhizobium leguminosarum biovar viciae on wild and cultivated legumes. Mol Ecol. 2004;13(8):2435-2444. doi: 10.1111/j.1365-294X.2004.02259.x.
  • Laguerre G, Louvrier P, Allard MR, Amarger N. Compatibility of rhizobial genotypes within natural populations of Rhizobium leguminosarum biovar viciae for nodulation of host legumes. Appl Environ Microbiol. 2003;69(4):2276-2283. doi: 10.1128/AEM.69.4.2276-2283.2003.
  • Alvarez-Martinez ER, Valverde A, Ramirez-Bahena MH, et al. The analysis of core and symbiotic genes of rhizobia nodulating Vicia from different continents reveals their common phylogenetic origin and suggests the distribution of Rhizobium leguminosarum strains together with Vicia seeds. Arch Microbiol. 2009;191(8):659-668. doi: 10.1007/s00203-009-0495-6.
  • Mauchline TH, Hayat R, Roberts R, et al. Assessment of core and accessory genetic variation in Rhizobium leguminosarum symbiovar trifolii strains from diverse locations and host plants using PCR-based methods. Lett Appl Microbiol. 2014;59(2):238-246. doi: 10.1111/lam.12270.
  • Онищук О.П., Воробьёв Н.И., Провозов Н.А. Нодуляционная конкурентоспособность клубеньковых бактерий: генетический контроль и адаптивное значение (обзор) // Прикладная биохимия и микробио логия. – 2017. – Т. 53. – № 2. – С. 127–135. [Onishchuk OP, Vorobyov NI, Provorov NA. Nodulation Competitiveness of Nodular Bacteria: Genetic Control and Adaptive Significance. Applied biochemistry and microbiology. 2017;53(2):127-135. (In Russ.)] doi: 10.7868/S0555109917020131.
  • Yang C, Bueckert R, Schoenau J, et al. Symbiosis of selected Rhizobium leguminosarum bv. viciae strains with diverse pea genotypes: effects on biological nitrogen fixation. Can J Microbiol. 2017;63(11):909-919. doi: 10.1139/cjm-2017-0281.
  • Bourion V, Heulin-Gotty K, Aubert V, et al. Co-ino culation of a Pea Core-Collection with Diverse Rhizobial Strains Shows Competitiveness for Nodulation and Efficiency of Nitrogen Fixation Are Distinct traits in the Interaction. Front Plant Sci. 2017;8:2249. doi: 10.3389/fpls.2017.02249.
  • Zou L, Chen YX, Penttinen P, et al. Genetic Diversity and Symbiotic Efficiency of Nodulating Rhizobia Isolated from Root Nodules of Faba Bean in One Field. PLoS One. 2016;11(12):e0167804. doi: 10.1371/journal.pone.0167804.
  • Патент РФ на изобретение № 2486251/ 25.08.11. Зотов В.С., Пунина Н.В., Топунов А.Ф. Способ идентификации и дифференциации прокарио тических организмов. [Patent RUS No 2486251/ 25.08.11. Zotov VS, Punina NV, Topunov AF. Sposob identifikatsii i differentsiatsii prokarioticheskikh organizmov. (In Russ.)]
  • Laguerre G, Mazurier SI, Amarger N. Plasmid profiles and restriction fragment length polymorphism of Rhizobium leguminosarum bv. viciae in field populations. FEMS Microbiol Lett. 1992;101(1):17-26. doi: 10.1111/j.1574-6968.1992.tb05757.x.
  • Martens M, Dawyndt P, Coopman R, et al. Advantages of multilocus sequence analysis for taxonomic studies: a case study using 10 housekeeping genes in the genus Ensifer (including former Sinorhizobium). Int J Syst Evol Microbiol. 2008;58(Pt 1):200-214. doi: 10.1099/ijs.0.65392-0.
  • Зотов В.С., Пунина Н.В., Хапчаева С.А., и др. Новый таксономический маркер клубеньковых бактерий рода Rhizobium и его эволюция // Экологическая генетика. – 2012. – Т. 10. – № 2. – С. 50–63. [Zotov VS, Punina NV, Khapchaeva SA, et al. A new taxonomic marker of nodule bacteria of the Rhizobium genus and its evolution. Ecological genetics. 2013;3(2):102-113. (In Russ.)]. doi: 10.17816/ecogen10250-63.
  • Laguerre G, Mavingui P, Allard MR, et al. Typing of rhizobia by PCR DNA fingerprinting and PCR-restriction fragment length polymorphism analysis of chromosomal and symbiotic gene regions: application to Rhizobium leguminosarum and its different biovars. Appl Environ Microbiol. 1996;62(6):2029-2036.
  • Sanger F, Air GM, Barrell BG, et al. Nucleotide sequence of bacteriophage phi X174 DNA. Nature. 1977;265(5596):687-695. doi: 10.1038/265687a0.
  • Altschul SF, Gish W, Miller W, et al. Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 1990;215(3):403-410. doi: 10.1016/S0022-2836(05)80360-2.
  • Hall TA. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symp Ser (Oxf). 1999;41(2):95-98.
  • Tamura K, Peterson D, Peterson N, et al. MEGA5: molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods. Mol Biol Evol. 2011;28(10):2731-2739. doi: 10.1093/molbev/msr121.
  • Nei M, Kumar S. Molecular evolution and phylogenetics. New York: Oxford University Press; 2000.
  • Khapchaeva SA, Punina NV, Zotov VS, et al. Specific effectiveness of symbioses between Pisum satіvum and Vicia faba and different genotypes of rhizobia. In: Proceedings of the 42nd Annual meeting ESNA 2013; Thessaloniki, 4-8 Sep 2013. Thessaloniki; 2013. p. 31.
  • Зотов В.С., Пунина Н.В., Хапчаева С.А., и др. Использование методов saAFLP и hin-регион ПЦР для генотипирования штаммов ризобий — симбионтов Phaseolus vulgaris // Таврический вестник аграрной науки. – 2013. – № 1. – С. 15–23. [Zotov VS, Punina NV, Khapchaeva SA, et al. Using of saaflp and hin-region pcr for genotyping analysis of nodulating rhizobial symbionts of Phaseolus Vulgaris. Tavricheskiy vestnik agrarnoy nauki. 2013;(1):15-23. (In Russ.)]
  • Depret G, Laguerre G. Plant phenology and genetic variability in root and nodule development strongly influence genetic structuring of Rhizobium leguminosarum biovar viciae populations nodulating pea. New Phytol. 2008;179(1):224-235. doi: 10.1111/j.1469-8137.2008.02430.x.
  • Jorrin B, Imperial J. Population Genomics Analysis of Legume Host Preference for Specific Rhizobial Genotypes in the Rhizobium leguminosarum bv. viciae Symbioses. Mol Plant Microbe Interact. 2015;28(3):310-8. doi: 10.1094/MPMI-09-14-0296-FI.
  • Пунина Н.В., Макридакис Н.М., Хапчаева С.А., и др. Применение молекулярных методов при создании растительных микробных препаратов // Таврический вестник аграрной науки. – 2016. – Т. 1. – № 5. – С. 20–34. [Punina NV, Makridakis NM, Khapchaeva SA, et al. Application of molecular methods for microbial inoculants for plants. Tavricheskiy vestnik agrarnoy nauki. 2016;1(5):20-34. (In Russ.)]
  • Gopalakrishnan S, Sathya A, Vijayabharathi R, et al. Plant growth promoting rhizobia: challenges and opportunities. 3 Biotech. 2015;5(4):355-377. doi: 10.1007/s13205-014-0241-x.

Supplementary files

Supplementary Files Action
1. Fig. 1. The phylogenetic tree that was constructed on the basis of comparative sequence analysis of the fragment of rpoB gene of Rhizobium sp. – symbionts of cross-inoculation group plants using the NJ algorithm. Scale corresponds to 2 replacements by 100 couples of the bases. The numerals show the statistical reliability of the order of branching (%) defined by bootstrap analysis (1000 replicas). Bootstrap values less than 70% are not shown View (87KB) Indexing metadata
2. Fig. 2. The RFLP analysis of a fragment of nodD gene with use of a MspI restriction endonuclease. 50+ bp DNA Ladder. Electrophoretic profile for 12 nodule-forming units of each species of a plant are presented: lentil, lathyrus, fava beans and pea. Sym-genotypes are designated by figures (1-4) View (1MB) Indexing metadata
3. Fig. 3. Diagram of distribution of sym-genotypes in the nodule-forming units of cross-inoculation group plants: lentil, lathyrus, fava beans and pea View (49KB) Indexing metadata
4. Fig. 4. Diagram of distribution of hin-genotypes in the nodule-forming units of cross-inoculation group plants: lentil, lathyrus, fava beans and pea View (51KB) Indexing metadata
5. Fig. 5. Structure of the hin-region of Rhizobium leguminosarum bv. viciae View (33KB) Indexing metadata

Views

Abstract - 27

PDF (Russian) - 19

PlumX


Copyright (c) 2018 Khapchaeva S.A., Didovich S.V., Topunov A.F., Mulyukin A.L., Zotov V.S.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.