The genetic diversity of microsymbionts from Thermopsis lanceolata growing in Mongolia

Cover Page

Abstract


For the first time, bacteria were isolated and identified from the root nodules of a wild-growing medicinal legume plant Thermopsis lanceolata, originated from Mongolia. The taxonomic position of 14 isolates obtained was determined using of sequencing of the 16S rRNA (rrs) and atpD genes. It was shown a significant biodiversity of the isolates from T. lanceolata, which belonged to three genera of the order Rhizobiales: Phyllobacterium (family Phyllobacteriaceae), Rhizobium (family Rhizobiaceae) and Bosea (family Bradyrhizobiaceae). Six isolates belonged to the species Phyllobacterium zundukense and Phyllobacterium trifolii (100 и 99,9% rrs similarity with the type strains P. zundukense Tri-48T and P. trifolii PETP02T, respectivelly), three isolates were identified as Rhizobium anhuiense (99,8% rrs similarity with the type strain R. anhuiense CCBAU 23252T). Two slow-growing isolates of the genus Bosea Tla-534 and Tla-545 may potentially belong to new species, since their rrs-similarity to the closest type strains B. massiliensis LMG 26221T, B. lathyri LMG 26379T and B. vaviloviae Vaf18T was 98,5-99,0%. Non-rhizobial strains were not isolated. The isolation and future investigation of the rhizobial microsymbionts of the valuable medicinal legume Thermopsis lanceolata is one of the necessary prerequisites for its industrial cultivation.


Бобово-ризобиальный симбиоз — уникальное и широко распространенное явление среди бобовых растений. Клубеньковые бактерии (ризобии), как неотъемлемая часть такого симбиоза, служат объектом пристального изучения при создании коллекций и выявлении механизмов растительно-микробных взаимодействий. Известно, что бобовые растения, обладая высоким морфофизиологическим и экологическим разнообразием, вносят решающий вклад в азотный баланс многих наземных экосистем и агроценозов. Такая возможность достигается за счет расширения биохимических функций у обоих симбиотических партнеров и приобретения растениями новых адаптивных способностей [1]. В связи с этим изучение бобово-ризобиального симбиоза имеет огромное экологическое и практическое значение.

Термопсис ланцетный (Thermopsis lanceolata, R.Br.) — многолетнее дикорастущее бобовое растение, встречающееся в Западной и Восточной Сибири, Байкальском регионе, Средней Азии, на севере Монголии и Китая [2]. Растение содержит ряд алкалоидов и обладает ценными фармакологическими свойствами. Одним из главных биологически активных алкалоидов является цитизин, содержащийся преимущественно в семенах [3] и применяющийся в медицинских целях для лечения никотиновой зависимости (препарат Табекс) [4], а также в качестве отхаркивающего средства (препараты Термопсол и Коделак Бронхо); широко используется в ветеринарии (препарат Цититон) [5]. О попытках выделения клубеньковых бактерий из T. lanceolata в литературных источниках не упоминается. Вместе с тем для эффективного введения в культуру этого растения (особенно в условиях интродукции) необходимо создание коллекции его микросимбионтов с целью производства на их основе ростостимулирующих биопрепаратов. При этом на первом этапе исследования штаммов-микросимбионтов необходимо проведение их идентификации с использованием современных молекулярно-генетических методов, таких как секвенирование последовательности 16S рДНК и генов «домашнего хозяйства».

Таким образом, цель нашей работы состояла в создании коллекции ризобиальных микросимбионтов дикорастущего лекарственного бобового растения T. lanceolata, произрастающего в Северной Монголии, и определении таксономического положения штаммов с помощью секвенирования последовательностей 16S рДНК и гена «домашнего хозяйства» atpD.

Материалы и методы

Объектом исследования были 14 бактериальных изолятов, выделенных по стандартной методике [6] из корневых клубеньков бобового растения T. lanceolata, собранного в горно-таежной области Монголии (окрестности озера Хубсугул, правый берег реки Эгийн-Гол, пос. Алаг-Эрденэ). Бактерии выращивали на модифицированном маннитно-дрожжевом агаре YMSA с добавлением 0,5 % сукцината [7]. Из каждого клубенька было отобрано по одному изоляту. Видовую принадлежность изолятов определяли с помощью амплификации и секвенирования гена 16S рРНК, как было описано ранее [7]. Для уточнения таксономического положения изолятов использовали амплификацию и секвенирование гена atpD, кодирующего β-субъединицу АТФ-синтазного комплекса, с применением праймеров atpD-273F/atpD-771R [8] и atpD352F/atpD871R [9]. Полученный ПЦР-продукт выделяли из геля и очищали, как было описано ранее [10], для последующего секвенирования на генетическом анализаторе ABI PRISM 3500xl (Applied Biosystems, США). Поиск гомологичных последовательностей проводили с помощью базы данных NCBI GenBank (https://www.ncbi.nlm.nih.gov) и программы BLAST (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi). Для конструирования филогенетических деревьев использовали программу MEGA7 и метод Neighbor-Joining [11]. Нуклеотидные последовательности, полученные в работе, депонированы в базе данных GenBank под номерами MH779890–MH779903, MK135051–MK135064.

Все полученные изоляты депонированы в Ведомственной коллекции полезных микроорганизмов сельскохозяйственного назначения (ВКСМ) и размещены на Станции низкотемпературного автоматизированного хранения биологических образцов (Liconic Instruments, Лихтенштейн) [12]. Информация об изолятах доступна в интернет-базе данных ВКСМ (http://www.arriam.spb.ru.).

Результаты и обсуждение

В окрестностях озера Хубсугул, где был проведен отбор растений для последующего выделения бактерий из корневых клубеньков, климат резко континентальный и почвы функционируют в условиях криодизации и аридизации [13]. Почву непосредственно в месте отбора можно охарактеризовать как литозем серогумусовый [14], реакция почв кислая или нейтральная [15]. В результате анализа клубеньков, собранных с разных растений T. lanceolata одной популяции, было выделено 14 бактериальных изолятов: два из них формировали колонии на 5–6-е сутки, три — на 3-и сутки и девять — на 4–5-е сутки.

Анализ последовательностей гена 16S рРНК (rrs) позволил отнести полученные изоляты к трем родам порядка Rhizobiales: Phyllobacterium (сем. Phyllo bacteriaceae), Rhizobium (сем. Rhizobiaceae) и Bosea (сем. Bradyrhizobiaceae). На рис. 1 показано, что штаммы, относящиеся к родам Phyllobacterium и Rhizobium, формируют две обособленные группы. Штаммы Phyllobacterium, в свою очередь, разделились на три кластера. В Rrs-кластер I вошли изоляты Tla-531, Tla-536, Tla-538, Tla-546 и Tla-549, а также типовые штаммы P. trifolii PETP02T и P. loti S658T при уровне поддержки 100 % (см. рис. 1). Сходство изолятов по гену rrs с указанными типовыми штаммами составляло 99,9 и 100 % соответственно, при этом последовательности гена у изолятов были идентичны (табл. 1). Однако на филогенетическом дереве, построенном на основании анализа гена atpD, данные изоляты разделились на два статистически достоверных кластера (рис. 2). Кластер Ia формировался при 100 % уровне поддержки и состоял из изолятов Tla-531, Tla-546, Tla-549, а также типового штамма P. trifoliiPETP02T, сходство с которым по гену atpD составляло 100 % (см. табл. 1). Таким образом, на основании результатов секвенирования гена atpD изоляты Tla-531, Tla-546, Tla-549 были идентифицированы как P. trifolii. Отметим, что бактерии этого вида впервые были выделены из клубеньков клевера лугового (Trifolium pretense) [16]. Ранее было показано, что штамм P. trifolii PETP02T способен вступать в эффективный симбиоз с растениями Trifolium repens и Lupinus albus [16, 17]. Помимо этого, бактерии, близкородственные виду P. trifoliiи имеющие 99,9 % сходства с ним по rrs гену, были выделены из клубеньков эспарцета виколистного (Onobrychis viciifolia) [18], что говорит о широком спектре растений-хозяев у этой группы ризобий. Кластер Ib был образован изолятами Tla-536 и Tla-538, идентифицированными как Phyllobacterium sp. и наиболее близкими к видам P. loti и P. trifolii (см. рис. 1, 2; табл. 1).

 

Таблица 1. Гомология генов 16S рРНК и atpD у изолятов, выделенных из клубеньков Thermopsis lanceolata, и типовых штаммов ближайших видов Phyllobacterium

Типовые штаммы

Локус

Уровень гомологии с изолятами (%)

Кластер I

Кластер II

Кластер III

Tla-531

Tla-536

Tla-538

Tla-546

Tla-549

Tla-540

Tla-537

Tla-543

Tla-544

P. trifolii PETP02T

16S рРНК

99,9

99,9

99,9

99,9

99,9

98,3

98,9

98,9

98,9

 

atpD

100

93,3

93,4

100

100

89,5

89,0

89,0

89,0

P. loti S658T

16S рРНК

100

100

100

100

100

98,4

99,0

99,0

99,0

 

atpD

96,7

92,6

92,6

96,7

96,7

89,3

87,7

87,7

87,7

P. bourgognense STM 201T

16S рРНК

99,1

99,1

99,2

99,2

99,2

98,8

99,4

99,3

99,3

 

atpD

88,9

89,6

89,6

88,9

88,9

89,6

91,8

91,8

91,8

P. brassicacearum STM 196T

16S рРНК

98,7

98,7

98,7

98,7

98,7

99,3

99,3

99,3

99,3

 

atpD

96,9

94,2

94,2

96,9

96,9

88,9

87,9

87,9

87,9

P. endophyticum PEPV15T

16S рРНК

98,1

98,1

98,7

98,7

98,7

99,2

99,5

99,4

99,4

 

atpD

90,8

90,8

90,1

90,8

90,8

89,8

89,6

89,6

89,6

P. zundukense Tri-48T

16S рРНК

99,0

99,0

99,0

99,0

99,0

99,3

100

99,9

99,9

 

atpD

89,0

89,8

89,8

89,0

89,0

89,3

100

100

100

P. sophorae CCBAU03422T

16S рРНК

98,3

98,3

98,5

98,5

98,5

99,1

99,0

99,2

99,2

 

atpD

88,9

89,4

89,4

88,9

88,9

87,3

91,5

91,5

91,5

 

Рис. 1. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК изолятов, выделенных из клубеньков термопсиса ланцетного (Thermopsis lanceolata), а также представителей родственных видов Phyllobacterium и Rhizobium. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Кластеры I–III сформированы с участием изолятов Phyllobacterium, полученных в работе. Указаны уровни поддержки более 50 %

 

Рис. 2. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей генов atpD изолятов, выделенных из клубеньков термопсиса ланцетного (Thermopsis lanceolata), а также представителей родственных видов Phyllobacterium и Rhizobium. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Кластеры Iа, Ib, II и III сформированы с участием изолятов, полученных в работе. Указаны уровни поддержки более 50 %

 

Rrs-кластер II был сформирован при низком уровне поддержки 54 % штаммами P. sophorae CCBAU03422T, P. brassicacearum STM 196T и изолятом Tla-540, который на atpD-дендрограмме не группировался с другими штаммами (см. рис. 1, 2). Сходство этого изолята по rrs-гену c ближайшими видами P. brassicacearum и P. zundukense составляло 99,3 % (см. табл. 1). На основании анализа полученных данных изолят Tla-540 был идентифицирован как Phyllobacterium sp.

Rrs-кластер III объединил изоляты Tla-537, Tla-543, Tla-544 и типовой штамм P. zundukense Tri-48T при уровне поддержки 88 % (см. рис. 1). На atpD-дендро грамме (см. рис. 2) данные штаммы также образовали статистически достоверный кластер (уровень поддержки 100 %). С учетом высокой степени гомологии по генам rrs (99,9–100 %) и atpD (100 %) изоляты Tla-537, Tla-543, Tla-544 были идентифицированы как вид P. zundukense (см. табл. 1), который был недавно описан для микросимбионтов реликтового бобового растения остролодочника трехлистного (Oxytropis triphylla), произрастающего в Прибайкальском регионе [19]. Было показано, что штаммы P. zundukense, выделенные из клубеньков O. triphylla, по всей видимости, самостоятельно не вступают в симбиоз, поскольку не имеют общих nodABC генов, необходимых для нодуляции растений [19]. В настоящее время род Phyllobacterium представлен всего 11 видами, большая часть которых выделена из корневых клубеньков бобовых [16, 19–23], однако только у двух видов (P. trifolii и P. sophorae) были обнаружены nodACD и nifH гены, необходимые для эффективного симбиоза с растением-хозяином. Известно, что P. trifolii и P. sophorae способны самостоятельно образовывать клубеньки на растении-хозяине [16, 23, 24].

Быстрорастущие изоляты Tla-541, Tla-550 и Tla-552 были отнесены к роду Rhizobium и показали одинаковый уровень rrs-гомологии (99,8 %) сразу с тремя типовыми штаммами R. leguminosarum LMG 14904T, R. anhuiense CCBAU23252T и R. laguerreae FB206T, с которыми формировали общий кластер при уровне поддержки 98 % (см. рис. 1, табл. 2). На atpD-дендрограмме изоляты Tla-541, Tla-550 и Tla-552 кластеризовались только с типовым штаммом R. anhuiense CCBAU23252T при достаточно высоком уровне поддержки 83 % (см. рис. 2). Принимая во внимание значительное сходство гена atpD у штамма R. anhuiense CCBAU23252T и изолятов Tla-541, Tla-550 и Tla-552 (96,8–97,0 %), последние были отнесены к виду Rhizobium anhuiense (см. табл. 2). Штаммы этого вида был выделены из клубеньков бобов обыкновенных (Vicia faba) и гороха посевного (Pisum sativum), произрастающих в Китае [25]. Бактерии R. anhuiense являются также микросимбионтами чины японской Lathyrus japonicus [26]. Было показано, что для L. japonicus характерна очень высокая способность к азотфиксации, особенно в условиях низких температур арктического и субарктического регионов, где данное растение рассматривается в качестве перспективной кормовой культуры [27]. В целом род Rhizobium составляет наиболее представительную группу семейства Rhizobiaceae, все виды которой способны фиксировать атмосферный азот и образовывать устойчивые симбиозы с бобовыми растениями [28].

Медленнорастущие изоляты Tla-534 и Tla-545 не сформировали на rrs- и atpD-дендрограммах статистически достоверных групп с другими штаммами (рис. 3, 4). По уровню гомологии гена rrs (см. табл. 2) изоляты Tla-534 и Tla-545 показали наибольшее сходство с типовыми штаммами рода Bosea: B. massiliensis LMG 26221T, B. lathyri LMG 26379T и B. vaviloviae Vaf18T (сходство 98,5–99,0 %). Исходя из полученных данных, оба изолята были идентифицированы как Bosea sp. С учетом полученных результатов можно предположить, что изоляты Tla-534 и Tla-545 могут относиться к новым видам рода Bosea. Этот род представлен в настоящее время девятью видами, из которых только четыре вида (B. lupini, B. lathyri, B. robiniae и B. vaviloviae) были выделены из клубеньков бобовых растений родов Lupinus, Lathyrus, Robinia и Vavilovia соответственно. Однако способность этих штаммов к самостоятельному формированию симбиозов до сих пор не изучена [7, 29, 30].

 

Рис. 3. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК изолятов, выделенных из клубеньков термопсиса ланцетного (Thermopsis lanceolata), а также представителей родственных видов Bosea. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Указаны уровни поддержки более 50 %

 

Рис. 4. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей генов atpD изолятов, выделенных из клубеньков термопсиса ланцетного (Thermopsis lanceolata), а также представителей родственных видов Bosea. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Указаны уровни поддержки более 30 %

 

Таким образом, в результате исследования мы впервые получили бактериальные изоляты из корневых клубеньков бобового растения T. lanceolata. Были идентифицированы клубеньковые бактерии видов P. trifolii и R. anhuiense, представители которых образуют клубеньки на растениях, а также бактерии вида P. zundukense с пока не изученной способностью к самостоятельному формированию симбиоза. Изоляты, отнесенные к роду Bosea, по-видимому, могут быть представителями новых видов медленнорастущих ризобий. Следует отметить, что для уточнения таксономического положения 9 из 14 полученных изолятов был успешно использован анализ гена atpD, благодаря которому нам удалось описать новые виды P. zundukense и B. vaviloviae [7, 19]. Создание и изучение коллекции микросимбионтов термопсиса ланцетного позволит в дальнейшем создать предпосылки для повышения эффективности промышленного возделывания этой ценной лекарственной культуры.

Работа выполнена в рамках государственного задания ФАНО России (тема № 0664-2018-0001). Секвенирование гена atpD проведено при поддержке РНФ (грант № 16-16-00080). Долгосрочное хранение штаммов осуществляется за счет средств, выделенных на Программу по развитию и инвентаризации биоресурсных коллекций научными организациями.

Denis S. Karlov

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Author for correspondence.
Email: makondo07@gmail.com
SPIN-code: 8355-8091
ResearcherId: E-2552-2014

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

PhD, Junior Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Anna L. Sazanova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: anna_sazanova@mail.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

PhD, Senior Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Irina G. Kuznetsova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: kuznetsova_rina@mail.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

Engineer-Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Vera I. Safronova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: v.safronova@rambler.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

PhD, Head, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Nina Y. Tikhomirova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: arriam2008@yandex.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Zhanna P. Popova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: elestd@yandex.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

PhD, Senior Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Yuriy S. Osledkin

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: arriam2008@yandex.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

PhD, Leading Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Alla V. Verkhozina

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry (SIPPB)

Email: allaverh@list.ru

Russian Federation, 132, Lermontova street, Irkutsk, 664033

PhD, Head of The Herbarium Group, Department of Terrestrial Ecosystems Resistance

Andrey A. Belimov

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: belimov@rambler.ru

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

DrSci, Head of Laboratory of Rhizosphere Microflora

  1. Проворов Н.А., Воробьев Н.И. Генетические основы эволюции растительно-микробного симбиоза. – СПб.: Информ-Навигатор, 2012. [Provorov NA, Vorob’ev NI. Geneticheskie osnovy evolyutsii rastitel’no-mikrobnogo simbioza. Saint Petersburg: Inform-Navigator; 2012. (In Russ.)]
  2. Мальцев А.И. Атлас важнейших видов сорных растений СССР. – М.; Ленинград: ОГИЗ Сельхозгиз, 1939. [Mal’tsev AI. Atlas vazhneyshikh vidov sornykh rasteniy SSSR. Moscow, Leningrad: OGIZ Sel’khozgiz; 1939. (In Russ.)]
  3. Shakirov TT, Sabirov KA. The production of cyisine from the seeds of Thermopsis lanceolata. Chem Nat Compd. 1970;6(6):733-734. https://doi.org/10.1007/BF00565346.
  4. Tutka P, Zatonski W. Cytisine for the treatment of nicotine addiction: from a molecule to therapeutic efficacy. Pharmacol Rep. 2006;58(6):777-798.
  5. Рабинович М.И. Лекарственные растения в ветеринарной практике. – М.: Агропромиздат, 1987. [Rabinovich MI. Lekarstvennye rasteniya v veterinarnoy praktike. Moscow: Agropromizdat; 1987. (In Russ.)]
  6. Novikova N, Safronova V. Transconjugants of Agrobacterium radiobacter harbouring sym genes of Rhizobium galegae can form an effective symbiosis with Medicago sativa. FEMS Microbiol Lett. 1992;72(3):261-268. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.1992.tb05107.x.
  7. Safronova VI, Kuznetsova IG, Sazanova AL, et al. Bosea vaviloviae sp. nov., a new species of slow-growing rhizobia isolated from nodules of the relict species Vavilovia formosa (Stev.) Fed. Antonie Van Leeuwenhoek. 2015;107(4):911-920. https://doi.org/10.1007/s10482-015-0383-9.
  8. Gaunt MW, Turner SL, Rigottier-Gois L, et al. Phylogenies of atpD and recA support the small subunit rRNA-based classification of rhizobia. Int J Syst Evol Microbiol. 2001;51(Pt 6):2037-2048. https://doi.org/10.1099/00207713-51-6-2037.
  9. Martens M, Dawyndt P, Coopman R, et al. Advantages of multilocus sequence analysis for taxonomic studies: a case study using 10 housekeeping genes in the genus Ensifer (including former Sinorhizobium). Int J Syst Evol Microbiol. 2008;58(Pt 1):200-214. https://doi.org/10.1099/ijs.0.65392-0.
  10. Stepkowski T, Zak M, Moulin L, et al. Bradyrhizobium canariense and Bradyrhizobium japonicum are the two dominant rhizobium species in root nodules of lupin and serradella plants growing in Europe. Syst Appl Microbiol. 2011;34(5):368-375. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2011.03.002.
  11. Tamura K, Peterson D, Peterson N, et al. MEGA5: molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods. Mol Biol Evol. 2011;28(10):2731-9. https://doi.org/10.1093/molbev/msr121.
  12. Safronova V, Tikhonovich I. Automated cryobank of microorganisms: Unique possibilities for long-term authorized depositing of commercial microbial strains. In: Microbes in applied research: current advances and challenges. Ed. by A. Mendez-Vilas. Hackensack: World Scientific Publishing Co; 2012. P. 331-334. https://doi.org/10.1142/9789814405041_0066.
  13. Убугунова В.И. Экологические условия формирования почв речных пойм Монголии и их свойства: Автореф. дис. … д-ра биол. наук. – Иркутск, 1999. [Ubugunova VI. Ekologicheskie usloviya formirovaniya pochv rechnykh poym Mongolii i ikh svoystva. [dissertation] Irkutsk; 1999. (In Russ.)]
  14. Белозерцева И.А., Сороковой А.А., Доржготов Д., и др. Почвы бассейна озера Байкал и их картографирование на территории России и Монголии // Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. – 2014. – № 5–2. – С. 114–120. [Belozertseva IA, Sorokovoy AA, Dorzhgotov D, et al. Ground of pool of lake baikal and their mapping in territory of Russia and Mongolia. Mezhdunarodnyy zhurnal prikladnykh i fundamental’nykh issledovaniy. 2014;(5-2):114-120. (In Russ.)]
  15. Шишов Л.Л., Тонконогов В.Д., Лебедева И.И., Герасимова М.И. Классификация и диагностика почв России. – Смоленск: Ойкумена, 2004. [Shishov LL, Tonkonogov VD, Lebedeva II, Gerasimova MI. Klassifikatsiya i diagnostika pochv Rossii. Smolensk: Oykumena; 2004. (In Russ.)]
  16. V alverde A, Velazquez E, Fernandez-Santos F, et al. Phyllobacterium trifolii sp. nov., nodulating Trifolium and Lupinus in Spanish soils. Int J Syst Evol Microbiol. 2005;55(Pt 5):1985-1989. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63551-0.
  17. Zamlynska K, Komaniecka I, Zebracki K, et al. Stu dies on lipid A isolated from Phyllobacterium trifolii PETP02(T) lipopolysaccharide. Antonie Van Leeuwenhoek. 2017;110(11):1413-1433. https://doi.org/10.1007/s10482-017-0872-0.
  18. Baimiev AK, Baimiev AK, Gubaidullin II, et al. Bacteria closely related to Phyllobacterium trifolii according to their 16S rRNA gene are discovered in the nodules of Hungarian sainfoin. Russ J Genet. 2007;43(5):587-90. https://doi.org/10.1134/S1022795407050146.
  19. Safronova VI, Sazanova AL, Kuznetsova IG, et al. Phyllobacterium zundukense sp. nov., a novel species of rhizobia isolated from root nodules of the legume species Oxytropis triphylla (Pall.) Pers. Int J Syst Evol Microbiol. 2018;68(5):1644-1651. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.002722.
  20. Mantelin S, Saux MF, Zakhia F, et al. Emended description of the genus Phyllobacterium and description of four novel species associated with plant roots: Phyllobacterium bourgognense sp. nov., Phyllobacterium ifriqiyense sp. nov., Phyllobacterium leguminum sp. nov. and Phyllobacterium brassicacearum sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol. 2006;56(Pt 4):827-839. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63911-0.
  21. Flores-Felix JD, Carro L, Velazquez E, et al. Phyllobacterium endophyticum sp. nov., isolated from nodules of Phaseolus vulgaris. Int J Syst Evol Microbiol. 2013;63(Pt 3): 821-6. https://doi.org/10.1099/ijs.0.038497-0.
  22. Sanchez M, Ramirez-Bahena MH, Peix A, et al. Phyllobacterium loti sp. nov. isolated from nodules of Lotus corniculatus. Int J Syst Evol Microbiol. 2014;64(Pt 3): 781-6. https://doi.org/10.1099/ijs.0.052993-0.
  23. Jiao YS, Yan H, Ji ZJ, et al. Phyllobacterium sophorae sp. nov., a symbiotic bacterium isolated from root nodules of Sophora flavescens. Int J Syst Evol Microbiol. 2015;65(Pt 2):399-406. https://doi.org/10.1099/ijs.0.067017-0.
  24. Zhao L, Deng Z, Yang W, et al. Diverse rhizobia associated with Sophora alopecuroides grown in different regions of Loess Plateau in China. Syst Appl Microbiol. 2010;33(8):468-477. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2010.08.004.
  25. Zhang YJ, Zheng WT, Everall I, et al. Rhizobium anhuiense sp. nov., isolated from effective nodules of Vicia faba and Pisum sativum. Int J Syst Evol Microbiol. 2015;65(9):2960-7. https://doi.org/10.1099/ijs.0.000365.
  26. Li Y, Wang ET, Liu Y, et al. Rhizobium anhuiense as the predominant microsymbionts of Lathyrus maritimus along the Shandong Peninsula seashore line. Syst Appl Microbiol. 2016;39(6):384-390. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2016.07.001.
  27. Gurusamy C, Bal A, McKenzie D. Nodulation of beach pea (Lathyrus maritimus [L.] Bigel.) induced by different strains of rhizobia. Can J Plant Sci. 1999;79(2):239-42. https://doi.org/10.4141/P98-039.
  28. Alves LM, de Souza JAM, Varani AM, Lemos EGM. The family Rhizobiaceae. In: The Prokaryotes. Ed. by E. Rosenberg, E.F. DeLong, S. Lory, et al. Berlin, Heidelberg: Springer; 2014.P. 419-437. https://doi.org/10.1007/978-3-642-30197-1_297.
  29. De Meyer SE, Willems A. Multilocus sequence analysis of Bosea species and description of Bosea lupini sp. nov., Bosea lathyri sp. nov. and Bosea robiniae sp. nov., isolated from legumes. Int J Syst Evol Microbiol. 2012;62(Pt 10):2505-10. https://doi.org/10.1099/ijs.0.035477-0.
  30. Сазанова А.Л., Кузнецова И.Г., Сафронова В.И., и др. Изучение генетического разнообразия микросимбионтов копеечника щетинистого Hedysarum gmelinii subsp. setigerum, произрастающего в Прибайкалье // Сельскохозяйственная биология. – 2017. – Т. 52. – № 5. – C. 1004–1011. [Sazanova AL, Kuznetsova IG, Safronova VI, et al. Study of the genetic diversity of microsymbionts isolated from Hedysarum gmelinii subsp. setigerum, growing in the Baikal lake region. Selskokhoziaistvennaia Biol. 2017;52(5):1004-1011. (In Russ.)]. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2017.5.1004rus.

Supplementary files

Supplementary Files Action
1. Fig. 1. Phylogenetic tree, based on a comparative analysis of the nucleotide sequences of 16S rRNA genes of isolates isolated from Thermopsis lanceolata nodules of Thermopsis, as well as representatives of the related species Phyllobacterium and Rhizobium. The resulting isolates are indicated in bold. The type strains are marked with T. Clusters I – III are formed with the participation of Phyllobacterium isolates obtained in the work. Indicated support levels over 50% View (83KB) Indexing metadata
2. Fig. 2. Phylogenetic tree, built on the basis of a comparative analysis of the nucleotide sequences of the atpD genes of isolates isolated from the nodules of lancet thermopsis (Thermopsis lanceolata), as well as representatives of the related species of Phyllobacterium and Rhizobium. The resulting isolates are indicated in bold. Typical strains are marked with the letter T. Clusters Ia, Ib, II and III are formed with the participation of isolates obtained in the work. Indicated support levels over 50% View (87KB) Indexing metadata
3. Fig. 3. A phylogenetic tree constructed on the basis of a comparative analysis of the nucleotide sequences of the 16S rRNA genes of isolates isolated from Thermopsis lanceolata nodules of Thermopsis Lanceolata, as well as representatives of the related species Bosea. The resulting isolates are indicated in bold. Typical strains are marked with T. Support levels of more than 50% are indicated. View (82KB) Indexing metadata
4. Fig. 4. Phylogenetic tree, built on the basis of a comparative analysis of the nucleotide sequences of the atpD genes of isolates isolated from the nodules of lancet thermopsis (Thermopsis lanceolata), as well as representatives of the related species of Bosea. The resulting isolates are indicated in bold. Type strains are marked with T. Support levels of more than 30% are indicated. View (74KB) Indexing metadata

Views

Abstract - 59

PDF (Russian) - 42

PlumX

Comments on this article

View all comments

Copyright (c) 2019 Karlov D.S., Sazanova A.L., Kuznetsova I.G., Safronova V.I., Tikhomirova N.Y., Popova Z.P., Osledkin Y.S., Verkhozina A.V., Belimov A.A.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.