Study of acetylated histone h3k9 – an active chromatin mark – in chromosomes from adult and fetal human lymphocytes

Cover Page
  • Authors: Efimova O.A.1, Pendina A.A.1,2, Lezhnina Y.G.3, Tikhonov A.V.1,3, Chiryaeva O.G.1, Petrova L.I.1, Dudkina V.S.1, Koltsova A.S.1,4, Krapivin M.I.1,4, Petrovskaia-Kaminskaia A.V.1,4, Talantova O.E.1, Kuznetzova T.V.1, Baranov V.S.1,4
  • Affiliations:
    1. D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology
    2. Сenter for Medical Genetics
    3. Center for Medical Genetics
    4. Saint Petersburg State University
  • Issue: Vol 17, No 3 (2019)
  • Pages: 111-117
  • Section: 3. Human ecological genetics
  • URL: https://journals.eco-vector.com/ecolgenet/article/view/10956
  • DOI: https://doi.org/10.17816/ecogen173111-117
  • Cite item

Abstract


Background: Incorrect epigenetic modifications of the human genome may result in epigenetic disorders, thus, highlighting the necessity of studying chromosome epigenetic patterns in human development.

Aim of the study: A comparative analysis of acetylated histone H3K9 (AcH3K9) patterns in human metaphase chromosomes from the lymphocytes of adults and fetuses.

            Materials and methods: The immunocytochemical detection of AcH3K9 in the metaphase chromosomes from PHA-stimulated peripheral lymphocytes of 13 adults and cord blood lymphocytes of 10 fetuses at 20-22 weeks of gestation.

Results: Both in the chromosomes of the adults and the fetuses, AcH3K9 accumulated in the R- and T-, but not G-bands and avoided the regions of pericentromeric heterochromatin of the chromosomes 1, 9 and 16. When comparing the adult and the fetal chromosomes, different levels of AcH3K9 were revealed in a few bands: 2q31, 5p13, 5p15 and 16p13 had higher level of Н3К9 acetylation in adults, in contrast to 9q13 which was hyperacetylated in fetuses.

Conclusion: The АсН3К9 distribution in metaphase chromosomes is band-specific and is similar between the adults and the fetuses, excluding a few bands with different acetylation levels.


ВВЕДЕНИЕ

В последние годы возрос интерес к изучению организации хроматина в связи с идентификацией особой группы заболеваний — эпигенетических, или хроматиновых, болезней человека. Собственно термин «эпигенотип» впервые был предложен в 1942 г. для описания изменений экспрессии генов в ходе развития [1]. В настоящее время под эпигенетическими понимают изменения экспрессии отдельных генов без каких-либо структурных изменений в последовательности их нуклеотидов. Эпигенетические модификации обеспечивают установление и контроль дифференциальной активности генов в клетках различных тканей и на разных стадиях онтогенеза. Именно благодаря эпигенетическим механизмам в условиях идентичности наследственного аппарата во всех клетках одного организма возникает их многообразие с различными фенотипами и функциями [2]. Нарушения эпигенетического маркирования генома, в том числе вызванные воздействием внешних факторов, являются причиной его аномального функционирования, что в свою очередь приводит к эпигенетическим болезням, к которым относят болезни геномного импринтинга, а именно синдром Сильвера – Рассела, Беквита – Видемана, Прадера – Вилли, Ангельмана и др., а также синдромы ICF 1, Ретта, Рубинштейна – Тейби, Коффина – Лаури [3–5].

К эпигенетическим модификациям хроматина относят метилирование цитозина ДНК и посттрансляционные модификации гистоновых белков. Под метилированием ДНК понимают обратимую энзиматическую реакцию, в результате которой происходит присоединение метильной группы к 5-му положению остатков цитозина, преимущественно в динуклеотиде 5’-CpG-3’ [6]. С невысокой частотой метилированные остатки цитозина также встречаются в последовательностях 5’-CpNpGp-3’ или асимметричных последовательностях 5’-CрА-3’ и 5’-CрТ-3’ [7]. Модификации гистоновых белков, к числу которых относят ацетилирование, метилирование, убиквитинирование и фосфорилирование происходят в основном в N-терминальных участках. В результате метилирования ДНК и модификаций гистонов устанавливается специфичный структурно-функциональный статус хроматина и осуществляется эпигенетическая регуляция его транскрипционной активности, специфичная для разных типов клеток и/или этапов онтогенеза [8].

В проведенных ранее исследованиях показано, что распределение метилированных участков по длине метафазных хромосом совпадает с их поперечной исчерченностью, выявляемой с помощью методов дифференциального окрашивания, в разных тканях: в лимфоцитах периферической крови индивидов с нормальным кариотипом [9–12], в лимфоцитах пуповинной крови плодов человека [13], в клетках цитотрофобласта хориона [14, 15] и эмбрионального легкого [15]. При этом рисунок метилирования метафазных хромосом характеризуется определенной временной и тканевой специфичностью — разной степенью метилирования одних и тех же сегментов хромосом в клетках различных тканей и на разных стадиях онтогенеза человека [13, 15]. В отличие от детально изученного рисунка метилирования ДНК данные о распределении по длине метафазных хромосом модифицированных гистоновых белков остаются неполными.

В связи с этим целью исследования стал сравнительный анализ распределения ацетилированного по лизину в 9-м положении гистона Н3 (AcH3K9) — маркера активного хроматина — на метафазных хромосомах из лимфоцитов периферической крови взрослых индивидов и пуповинной крови плодов человека.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

Материалом для исследования служили препараты метафазных хромосом стимулированных фитогемагглютинином лимфоцитов периферической крови 13 взрослых индивидов и лимфоцитов пуповинной крови 10 плодов человека 20–22 недель развития. Образцы периферической и пуповинной крови были получены в ФГБНУ «НИИ АГиР им. Д.О. Отта» в связи с необходимостью кариотипирования. У всех взрослых индивидов и плодов был установлен нормальный кариотип.

Для культивирования отбирали лейкоцитарную фракцию, для визуализации которой центрифугировали пробирки с кровью в течение 1,5–2 мин при 1000 об/мин. Культивирование проводили согласно стандартному протоколу [16]. Метафазные хромосомы фиксировали с применением спиртового раствора 2 % ледяной уксусной кислоты. Препараты, не высушивая, помещали в раствор фосфатного буфера 1xPBS на 5–10 мин.

Участки хромосом, обогащенные AcH3K9, выявляли методом иммуноцитохимического окрашивания с помощью антител к AcH3K9 (АТ-АсН3К9) (Abcam, США) и вторых антител, конъюгированных с Cy3 (Amersham, Великобритания), согласно использованному ранее протоколу с собственными модификациями [12]. Разведение антител осуществляли согласно рекомендациям фирм-производителей. Для идентификации хромосом применяли АТ-специфичный краситель DAPI.

Препараты анализировали с помощью микроскопа LEICA DM LS, оборудованного объективами FLUOTAR ×20/0,40 и ×100/1,30–0,60, автоматической фотонасадкой, цветной камерой Leica DFC320, блоком светофильтров. Для получения фотоизображения применяли программное обеспечение Leica DFC Twain. О распределении участков хроматина, обогащенных AcH3K9, судили по наличию и интенсивности иммунофлуоресцентных сигналов. Распределение и интенсивность иммунофлуоресцентных сигналов оценивали как полуколичественно (визуально), так и количественно с помощью программного обеспечения Image J 1. 34s. Инструменты программного обеспечения Image J 1. 34s позволяют измерять интенсивность сигнала в выделенной области цифрового фотоизображения. Каждому пикселю в выделенной области изображения автоматически присваивается значение от 0 до 255 в зависимости от его оттенка серого в восьмибитном режиме. Среднюю интенсивность свечения выделенной области рассчитывают автоматически при суммировании значений, присвоенных всем пикселям, и делении полученной суммы на количество пикселей. С помощью измерений в программе Image J 1. 34s получали абсолютные значения средней интенсивности флуоресценции сегментов. Проводили стандартизацию полученных значений, основанную на нахождении отношения абсолютного значения средней интенсивности флуоресценции сегмента к таковому реперной точки. За реперную точку принимали сегмент на анализируемой хромосоме, интенсивность которого не изменялась при визуальной оценке. Полученные средние относительные значения интенсивности флуоресценции сравнивали в программе STATISTICA 8. 0 с помощью U-критерия Манна – Уитни.

В связи с тем что для предотвращения экстракции гистоновых белков из хроматина содержание уксусной кислоты в фиксирующем растворе было снижено до 2 %, на препаратах наблюдали большое число наложений хромосом, из-за которых анализ полного хромосомного набора клетки был невозможен. Распределение AcH3K9 вдоль плеч хромосом анализировали на фрагментах метафазных пластинок, содержащих 5–15 хорошо идентифицируемых хромосом, не налегающих друг на друга. Всего было проанализировано 300 фрагментов метафазных пластинок: 180 — из лимфоцитов взрослых и 120 — из лимфоцитов плодов.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Выявлено неравномерное распределение флуоресцентных сигналов АТ-АсН3К9 по длине метафазных хромосом как у взрослых индивидов, так и у плодов человека. Сигналы были локализованы в отдельных районах, имеющих четкие границы, и формировали специфичный рисунок исчерченности каждой хромосомы (рис. 1, а, б). Характер исчерченности индивидуальных хромосом повторялся на всех фрагментах метафазных пластинок.

Границы районов, обогащенных АсН3К9, совпадали с границами сегментов, выявленных с помощью окрашивания DAPI. Большинство ацетилированных сайтов было локализовано в DAPI-негативных участках хромосом, соответствующих R-сегментам (рис. 1, в).

Для установления степени обогащенности сегмента ацетилированным гистоном Н3 проводили полуколичественную оценку интенсивности АТ-АсН3К9 флуоресценции по четырехбалльной шкале. Условно было выделено четыре типа флуоресцентных сигналов:

0 — отсутствие флуоресцентного сигнала;

1 — очень слабый флуоресцентный сигнал;

2 — слабый флуоресцентный сигнал;

3 — интенсивный флуоресцентный сигнал.

 

Рис. 1. Фрагменты метафазных пластинок из лимфоцита взрослого индивида (а) и плода человека 21/22 недель развития (б) после иммунофлуоресцентной детекции ацетилированного гистона Н3K9 (АсН3К9). Фотоизображения хромосом 1 и 11 взрослого индивида после окрашивания DAPI и иммунофлуоресцентной детекции АсН3К9 и идиограммы G-сегментации (в)

 

В соответствии с данной классификацией для всех аутосом кариотипа были составлены идиограммы, отражающие интенсивность и сегментную локализацию ацетилированного гистона Н3 (рис. 2).

 

Рис. 2. Схема сегментной локализации ацетилированного гистона Н3К9 (АсН3К9) (цветная идиограмма слева) на хромосомах из лимфоцитов взрослого индивида и G-исчерченность (черно-белая идиограмма справа). Два оттенка красного отражают различную интенсивность флуоресценции АТ-АсН3К9 в R-сегментах — оцененную в 2 и 3 балла. Черным показан низкий уровень свечения (1 балл), характерный для всех G-сегментов, белым — свечение, оцененное в 1 балл в R-сегментах. Серый цвет маркирует сегменты, в которых сигнал отсутствовал (0 баллов)

 

Участки хроматина, имеющие интенсивный сигнал (3 балла), располагались в 33 R-сегментах у взрослых и у плодов. Сигнал слабой интенсивности (2 балла) был выявлен в 62 R-сегментах хромосом у взрослых и в 59 R-сегментах хромосом у плодов человека. Участки, имеющие очень слабый флуоресцентный сигнал (1 балл), — наименее обогащенные ацетилированием гистона Н3, — были обнаружены во всех G-сегментах, в 38 R-сегментах хромосом у взрослых и в 42 R-сегментах хромосом у плодов. Флуоресцентного сигнала не было выявлено (0 баллов) в прицентромерном гетерохроматине хромосом 1, 9 и 16 как у взрослых индивидов, так и у плодов человека.

Сегментный полуколичественный и количественный анализ интенсивности флуоресценции АТ-АсН3К9 позволил выявить отличия в интенсивности сигнала между хромосомами взрослых индивидов и плодов лишь в единичных сегментах: 2q31, 5p13, 5p15, 9q13 и 16p13. В сегментах 2q31, 5p13, 5p15 и 16p13 выявлена более высокая интенсивность флуоресценции у взрослых индивидов по сравнению с таковой у плодов человека, в то время как в сегменте 9q13, наоборот, — более низкая (U-критерий Манна – Уитни, p ≤ 0,05) (рис. 3).

 

Рис. 3. Распределение ацетилированного гистона Н3K9 (АсН3К9) вдоль плеч хромосом 2, 5, 9 и 16 из лимфоцитов взрослых индивидов (слева) и плодов человека (справа). Стрелками показаны сегменты с различающимся уровнем ацетилирования Н3К9

 

Таким образом, распределение АсН3К9 вдоль плеч метафазных хромосом из лимфоцитов характеризуется сегментной специфичностью и одинаково у взрослых индивидов и плодов человека за исключением единичных сегментов, в которых уровень содержания АсН3К9 отличается.

ОБСУЖДЕНИЕ

Ацетилирование гистона Н3 является маркером транскрипционно активного хроматина [17, 18]. В связи с тем что наше исследование проведено на метафазных хромосомах, для которых нехарактерна транскрипционная активность, актуальным представляется вопрос о том, изменяются ли эпигенетические паттерны в клеточном цикле. Для ряда посттрансляционных модификаций гистонов — ацетилирования H2AK4, H2BK12, H2BK15, H2BK20, H3K19, H3K23, H4K5, H4K8, H4K12, H4K16 и метилирования H3K27, H3K36 — показаны изменения при смене фаз клеточного цикла [19]. Однако уровень ацетилирования Н3К9 остается стабильным в течение клеточного цикла [20]. Таким образом, по уровню ацетилирования гистона Н3 по лизину в 9-м положении, выявляемому на метафазных хромосомах, можно судить о потенциальной функциональной активности хроматина в период интерфазы.

Плотность генов не одинакова по длине хромосомы: в R-сегментах она выше, чем в G-сегментах [21, 22]. Высокий уровень содержания генов в R-сегментах и низкий — в G-сегментах потенциально может соотноситься с разным уровнем их транскрипционной активности, что объясняет наблюдаемую в нашем исследовании специфику локализации АсН3К9. Согласно полученным нами данным степень обогащенности R- и Т-сегментов ацетилированным гистоном Н3К9 различна. С учетом того что деацетилирование гистона Н3К9 приводит к репрессии хроматина [23–25], можно предположить, что гипоацетилированные R-сегменты содержат хроматин с невысокой транскрипционной активностью.

Из пяти сегментов, по которым были выявлены различия в степени ацетилирования между хромосомами взрослых и плодов, обращает на себя внимание сегмент 2q31, по которому ранее нами были обнаружены различия в степени метилирования ДНК [13]. Согласно полученным результатам сегмент 2q31 в лимфоцитах взрослых характеризуется высоким уровнем ацетилирования гистона Н3 и низким уровнем метилирования ДНК, а в лимфоцитах плодов — низким уровнем ацетилирования гистона Н3К9 и высоким уровнем метилирования ДНК [13]. Это указывает на потенциально более низкую транскрипционную активность хроматина в сегменте 2q31 у плодов человека 20–22 недель развития по сравнению с таковой у взрослых индивидов. В сегменте 2q31 локализованы гены иммуноглобулинового суперсемейства CD51 (ген ITGAV) и CD49D (ген ITGA4). Выявленные особенности метилирования и ацетилирования сегмента 2q31 могут быть объяснены активной работой иммунной системы у взрослых индивидов, но не у плодов человека [26].

Таким образом, в соответствии с полученными результатами существует особый тип линейной исчерченности метафазных хромосом лимфоцитов, обусловленный дифференциальным распределением ацетилированного гистона Н3К9. Увеличение и уменьшение степени ацетилирования отдельных сегментов хромосом из лимфоцитов плодов по сравнению с таковыми взрослых свидетельствует в пользу того, что описанный рисунок ацетилирования отражает не только структурные, но и функциональные особенности сегментов хромосом. Следует учитывать, что нарушения функционирования генома наиболее сложны для диагностики, но при этом именно они могут служить причиной ряда патологических состояний. Дальнейшие исследования характера ацетилирования гистонов метафазных хромосом, дополненные анализом транскрипционной активности, могут составить основу тест-систем для оценки эпигенетического статуса хроматина, в том числе в пренатальный период онтогенеза человека. Немаловажно при этом, что свойство пластичности эпигенома — возможность регуляции эпигенетических процессов путем внешних воздействий, в том числе лекарственными средствами, гормонами, диетой, — открывает перспективы для разработки подходов направленной терапевтической коррекции аномальных эпигенетических профилей.

Благодарности

А.С. Кольцова и М.И. Крапивин являются получателями стипендии Президента РФ.

Olga A. Efimova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Author for correspondence.
Email: efimova_o82@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4495-0983
SPIN-code: 6959-5014
Scopus Author ID: 14013324600

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034

PhD, researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Anna A. Pendina

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology; Сenter for Medical Genetics

Email: pendina@mail.ru
SPIN-code: 3123-2133

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034; 5, Tobolskaya ul., St. Petersburg, 194044

PhD, researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Yuliia G. Lezhnina

Center for Medical Genetics

Email: avesfly@mail.ru

Russian Federation, 5, Tobolskaya ul., St. Petersburg, 194044

biologist

Andrei V. Tikhonov

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology; Center for Medical Genetics

Email: tixonov5790@gmail.com
SPIN-code: 3170-2629

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034; 5, Tobolskaya ul., St. Petersburg, 194044

PhD, researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Olga G. Chiryaeva

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: chiryaeva@mail.ru
SPIN-code: 4027-4908

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034

PhD, researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Lyubov I. Petrova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: petrovaluba@mail.ru
SPIN-code: 8599-6886

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034

laboratory geneticist, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Vera S. Dudkina

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: dudkinavs@mail.ru
SPIN-code: 6286-7287

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034

laboratory geneticist, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Alla S. Koltsova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology; Saint Petersburg State University

Email: rosenrot15@yandex.ru
SPIN-code: 3038-4096

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034; 7/9, Universitetskaya emb., St. Petersburg, 199034

assistant researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Mikhail I. Krapivin

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology; Saint Petersburg State University

Email: krapivin-mihail@mail.ru
SPIN-code: 4989-1932

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034; 7/9, Universitetskaya emb., St. Petersburg, 199034

assistant researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Anastasiia V. Petrovskaia-Kaminskaia

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology; Saint Petersburg State University

Email: tonx2012@yandex.ru

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034; 7/9, Universitetskaya emb., St. Petersburg, 199034

assistant researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Olga E. Talantova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: olga_talantova@mail.ru

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034

MD, researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Tatiana V. Kuznetzova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: tkuznetzova@mail.ru
SPIN-code: 1000-7522

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034

PhD, researcher, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

Vladislav S. Baranov

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology; Saint Petersburg State University

Email: baranov@vb2475.spb.edu
SPIN-code: 9196-7297

Russian Federation, 3, Mendeleevskaya line, St. Petersburg, 199034; 7/9, Universitetskaya emb., St. Petersburg, 199034

MD, Professor, laboratory head, laboratory for prenatal diagnosis of congenital and inherited diseases

  1. Waddington CH. The epigenotype. 1942. Int J Epidemiol. 2012;41(1):10-13. https://doi.org/10. 1093/ije/dyr184.
  2. Корочкин Л.И. Биология индивидуального развития (генет. аспект). – M.: Изд-во МГУ, 2002. – 262 с. [Korochkin LI. Biology of individual development. Moscow: Izd-vo MGU; 2002. 262 p. (In Russ.)]
  3. Назаренко С.А. Эпигенетические модификации генома и болезни человека // Молекулярно-биологические технологии в медицинской практике / Под ред. чл.-корр. РАЕН А.Б. Масленникова. Вып. 7. – Новосибирск: Альфа-Виста, 2005. – С. 82–97. [Nazarenko SA. Epigeneticheskie modifikatsii genoma i bolezni cheloveka. In: Molekulyarno-biologicheskie tekhnologii v meditsinskoy praktike. Ed. by A.B. Maslennikov. Vol. 7. Novosibirsk: Al’fa-Vista; 2005. P. 82-97. (In Russ.)]
  4. Пендина А.А., Ефимова О.А., Кузнецова Т.В., Баранов В.С. Болезни геномного импринтинга // Журнал акушерства и женских болезней. – 2007. – Т. 56. – № 1. – С. 73–80. [Pendina AA, Efimova OA, Kuznetsova TV, Baranov VS. Genomic imprinting diseases. Journal of obstetrics and women’s diseases. 2007;56(1):73-80. (In Russ.)]
  5. Peters J. The role of genomic imprinting in biology and disease: an expanding view. Nat Rev Genet. 2014;15(8):517-530. https://doi.org/10. 1038/nrg3766.
  6. Ванюшин Б.Ф. Метилирование ДНК и эпигенетика // Генетика. – 2006. – T. 42. – № 9. – С. 1186–1199. [Vanyushin BF. DNA methylation and epigenetics. Russian Journal of Genetics. 2006;42(9):985-997. (In Russ.)]. https://doi.org/10. 1134/S1022795406090055.
  7. Kirnos MD, Aleksandrushkina NI, Vanyushin BF. [5-Methylcytosine in pyrimidine sequences of plant and animal DNA: specificity of methylation. (In Russ.)]. Biokhimiia. 1981;46(8):1458-1474.
  8. Dhall A, Chatterjee C. Chemical approaches to understand the language of histone modifications. ACS Chem Biol. 2011;6(10):987-99. https://doi.org/10. 1021/cb200142c.
  9. Barbin A, Montpellier C, Kokalj-Vokac N, et al. New sites of methylcytosine-rich DNA detected on metaphase chromosomes. Hum Genet. 1994;94(6): 684-692. https://doi.org/10. 1007/bf00206964.
  10. Montpellier C, Burgeois CA, Kokalj-Vokac N, et al. Detection of methylcytosine-rich heterochromatin on banded chromosomes. Application to cells with various status of DNA methylation. Cancer Genet Cytogenet. 1994;78(1):87-93. https://doi.org/10. 1016/0165-4608(94)90052-3.
  11. Pfarr W, Webersinke G, Paar C, Wechselberger C. Immunodetection of 5’-methylcytosine on Giemsa-stained chromosomes. Biotechniques. 2005;38(4): 527-528,530. https://doi.org/10. 2144/05384BM01.
  12. Пендина А.А., Ефимова О.А., Каминская А.Н., и др. Иммуноцитохимический анализ статуса метилирования метафазных хромосом человека // Цитология. – 2005. – Т. 47. – № 8. – С. 731–737. [Pendina AA, Efimova OA, Kaminskaya AN, et al. Immunocytochemical analysis of human metaphase chromosome methylation status. Tsitologiia. 2005;47(8):731-737. (In Russ.)]
  13. Ефимова О.А., Пендина А.А., Тихонов А.В., и др. Сравнительный иммуноцитохимический анализ профилей метилирования ДНК метафазных хромосом из лимфоцитов взрослых индивидов и плодов человека // Молекулярная медицина. – 2015. – № 3. – С. 17–21. [Efimova OA, Pendina AA, Tikhonov AV, et al. A comparative immunocytochemical analysis of DNA methylation patterns in human metaphase chromosomes of adults and fetuses. Molekulyarnaya meditsina. 2015;(3):17-21. (In Russ.)]
  14. Kokalj-Vokac N, Zagorac A, Pristovnik M, et al. DNA methylation of the extraembryonic tissues: an in situ study on human metaphase chromosomes. Chromosome Res. 1998;6(3):161-166. https://doi.org/10. 1023/a:1009299331871.
  15. Efimova OA, Pendina AA, Krapivin MI, et al. Inter-cell and inter-chromosome variability of 5-hydroxymethylcytosine patterns in noncultured human embryonic and extraembryonic cells. Cytogenet Genome Res. 2018;156(3):150-157. https://doi.org/10. 1159/000493906.
  16. Кузнецова Т.В., Логинова Ю.А., Чиряева О.Г., и др. Цитогенетические методы // Медицинские лабораторные технологии: руководство по клинической лабораторной диагностике. В 2 т. / Под ред. А.И. Карпищенко. – 3-е изд., перераб. и доп. – М.: ГЭОТАР-Медиа, 2013. – Т. 2. – С. 623–657. [Kuznetzova TV, Loginova YuA, Chiryaeva OG, et al. Tsitogeneticheskie metody. In: Medical laboratory technologies. Ed. by A.I. Karpishchenko. 3rd ed., revised and updated. Moscow: GEOTAR-Media; 2013. Vol. 2. P. 623-657. (In Russ.)]
  17. Di Cerbo V, Mohn F, Ryan DP, et al. Acetylation of histone H3 at lysine 64 regulates nucleosome dynamics and facilitates transcription. Elife. 2014;3: e01632. https://doi.org/10. 7554/eLife.01632.
  18. Khuong MT, Fei J, Ishii H, Kadonaga JT. Prenucleosomes and active chromatin. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 2015;80:65-72. https://doi.org/10. 1101/sqb.2015. 80. 027300.
  19. Bonenfant D, Towbin H, Coulot M, et al. Analysis of dynamic changes in post-translational modifications of human histones during cell cycle by mass spectrometry. Mol Cell Proteomics. 2007;6(11):1917-1932. https://doi.org/10. 1074/mcp.M700070-MCP200.
  20. Valls E, Sánchez-Molina S, Martínez-Balbás MA. Role of histone modifications in marking and activating genes through mitosis. J Biol Chem. 2005;280(52):42592-600. https://doi.org/10. 1074/jbc.M507407200.
  21. Родионов А.B. Генетическая активность ДНК G- и R-блоков митотических хромосом человека // Генетика. – 1985. – Т. 21. – № 12. – С. 2057–2065. [Rodionov AB. Geneticheskaya aktivnost’ DNK G- i R-blokov mitoticheskikh khromosom cheloveka. Genetika. 1985;21(12):2057-2065. (In Russ.)]
  22. Bickmore WA, Sumner AT. Mammalian chromosome banding – an expression of genome organization. Trends Genet. 1989;5(5):144-148. https://doi.org/10. 1016/0168-9525(89)90055-3.
  23. Oyer JA, Chu A, Brar S, Turker MS. Aberrant epigenetic silencing is triggered by a transient reduction in gene expression. PLoS One. 2009;4(3):e4832. https://doi.org/10. 1371/journal.pone.0004832.
  24. You SH, Lim HW, Sun Z, et al. Nuclear receptor co-repressors are required for the histone-deacetylase activity of HDAC3 in vivo. Nat Struct Mol Biol. 2013;20(2):182-187. https://doi.org/10. 1038/nsmb.2476.
  25. Butler KV, Chiarella AM, Jin J, Hathaway NA. Targeted gene repression using novel bifunctional molecules to harness endogenous histone deacetylation activity. ACS Synth Biol. 2018;7(1):38-45. https://doi.org/10. 1021/acssynbio.7b00295.
  26. Cicala C, Martinelli E, McNally JP, et al. The integrin alpha4beta7 forms a complex with cell-surface CD4 and defines a T-cell subset that is highly susceptible to infection by HIV-1. Proc Natl Acad Sci USA. 2009;106(49): 20877-82. https://doi.org/10. 1073/pnas.0911796106.

Supplementary files

There are no supplementary files to display.

Views

Abstract - 53

PDF (Russian) - 32

Cited-By


PlumX


Copyright (c) 2019 Efimova O.A., Pendina A.A., Lezhnina Y.G., Tikhonov A.V., Chiryaeva O.G., Petrova L.I., Dudkina V.S., Koltsova A.S., Krapivin M.I., Petrovskaia-Kaminskaia A.V., Talantova O.E., Kuznetzova T.V., Baranov V.S.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies