Молекулярно-генетические механизмы транспорта сахаров у растений в отсутствие и при развитии арбускулярной микоризы

Полный текст

Введение

Актуальная проблема современной биологии симбиозов заключается в выявлении механизмов симбиотической эффективности растений с грибами арбускулярной микоризы (АМ). АМ — это наиболее распространенный ризо сферный симбиоз, формируемый растениями (> 92 % семейств) с грибами подотдела Glomeromycotina отдела Mucoromycota [1]. АМ распространена от альпийских лугов до тундры и пустынь, проявляя наибольшее биоразнообразие сообществ в зоне тайги [2, 3]. В настоящее время АМ активно используется при создании искусственных агросистем. Переход к биологическому земледелию невозможен без понимания механизмов формирования и развития эффективных растительно-микробных взаимодействий в пределах агроэкосистем.

По современным представлениям, именно АМ-грибы обеспечили возможность растениям занять экосистемы суши почти 0,5 млрд лет назад и тем самым сыграли ключевую роль в формировании современного облика био сферы [4]. В условиях симбиоза гриб получает от растения углеводы и жирные кислоты, причем жирных кислот — до 70 % от всего объема полученных метаболитов [5, 6], тогда как растение-хозяин получает от АМ-гриба фосфор, воду и ряд макро- и микроэлементов [3]. Таким образом, эффективность АМ-симбиоза, вероятно, во многом зависит от интенсивности транспортных процессов. Особое значение имеет транспорт метаболитов от растения к микосимбионту, который сам не способен к автотрофному питанию и лимитирован в синтезе необходимых ему органических веществ, а потому является облигатным симбионтом растений [3]. В случае нарушения углеводного метаболизма и/или транспорта его продуктов к микосимбионту растительно-микробное взаимодействие может измениться: перейти от мутуалистических отношений к паразитическим [3, 7, 8]. Выявление генов, кодирующих ферменты, участвующие в регуляции интенсивности углеводного метаболизма, а также транспортеры метаболитов растения-хозяина в АМ, будет способствовать получению новых знаний о формировании и развитии эффективного АМ-симбиоза. В обзоре представлены современные данные о состоянии исследований в области изучения углеводного обмена и транспорта метаболитов в растениях в отсутствие АМ-грибов и при их инокуляции.

Транспорт сахаров из надземных частей растений

В результате исследований транспорта углеводов у живых организмов в последние два десятилетия прошлого века были получены данные о целом ряде белков, участвующих в этом процессе: транспортер β-галактозида — лактозопермеаза LacY, обнаруженная у Esherihia coli[9]; унипортер глюкозы человека GLUT1 (Glucose Transporter 1) [10]; натрий-глюкозный симпортер человека SGLT1 (Sodium-Glucose Linked Transporter 1) [11]; транспортер глюкозы SNF3 (Sucrose Non Fermenting 3), обнаруженный у Saccharomyces cerevisiae (выявлен на мутанте, не ферментирующем сахарозу) [12]; белок поглощения гексозы хлореллы HUP1 (Hexose uptake 1; предполагаемый глюкоза/H⁺-симпортер хлореллы) [13]; растительный симпортер сахара STP (Sugar Transport Protein), выявленный у Arabidopsis thaliana [14]; дрожжевой гексозный унипортер Hxt (Hexose Transporter), обнаруженный у S. cerevisiae [15]; растительный сахароза/Н⁺-симпортер SUT (Sucrose Transporters) [16]. В результате развития этого направления у растений были детально описаны пути транспорта сахаров как внутри клетки, так и между различными органами [17–20]. В 2006 г. были идентифицированы тонопластные белки-антипортеры моносахаров семейства TMT (Tonoplast Monosacharide Transporters) [21]. Позднее, в 2010 г. были обнаружены двунаправленные унипортеры сахаров семейства SWEET (Sugars Will Eventually be Exported Transporters) [22]. В 2015 г. было показано, что белок BvTST2.1 свеклы обыкновенной (Beta vulgaris Tonoplast-localised Sucrose Transporter 2.1) характеризуется высоким сходством аминокислотных последовательностей с членами семейства транспортеров моносахаридов тонопластов, выявленных у A. thaliana, на основании чего авторы переименовали эту группу белков в «тонопластные транспортеры сахаров» — TST (Tonoplast Sugar Transporters) [23]. Обобщение накопленных к настоящему времени данных позволяет предложить сводную схему синтеза и транспорта сахаров в листьях растений (рис. 1).

 

Рис. 1. Общая схема транспорта сахаров из надземных частей растений (по [17–20], с изм. и доп.). ПД — плазмодесма, Мал — мальтоза, Кра — крахмал, Хлп — хлоропласт, Rubisco — рибулозобисфосфаткарбоксилаза/оксигеназа (Ribulose bisphosphate carboxylase/oxygenase), Вак — вакуоль, АТФ — аденозинтрифосфат, АДФ — аденозиндифосфат, НАДФН — восстановленная форма никотинамидадениндинуклеотидфосфата, ЦК — цикл Кальвина, Ф — неорганический ортофосфат, ТФ — триозофосфат, УДФ- — уридиндифосфатглюкоза, -6Ф — глюкозо-6-фосфат, HXK – гексокиназа, — сахароза, гексозы: — глюкоза, — фруктоза, ОГР — олигосахариды группы раффиноз (Raffinose Family Oligosaccharides), CInv — цитоплазматическая инвертаза (Cytosolic Invertase), VInv — вакуолярная инвертаза (Vacuolic Invertase), CWInv — инвертаза клеточной стенки (Cell Wall Invertase), Пол — полиолы, например, сорбитол и маннитол, Инт — инозитол. Для упрощения сопоставления текста и данных, представленных на рисунках, проведена сквозная нумерация переносчиков и ферментов, которая представлена цифрами в кружках; аналогичный подход использован в статьях [19, 20]

 

На рис. 1 представлена совокупность проводящих тканей — ксилемы и флоэмного комплекса, клетка мезофилла листа, в которой происходит синтез/преобразование углеводов, а также механизмы апопластного и симпластного транспорта сахаров. В световую фазу фотосинтеза на мембранах тилакоидов при участии хлорофилла энергия света преобразуется в энергию химических связей, носителями которой являются молекулы аденозинтрифосфорной кислоты (АТФ, англ. АТР) и никотинамидадениндинуклеотидфосфата (НАДФ, англ. NADP) ( на рис. 1). Этот процесс сопряжен с системой фотолиза воды. В темновую фазу фотосинтеза в строме хлоропласта в результате работы рибулозобисфосфаткарбоксилазы (Рубиско, англ. Ribu lose-1,5-bisphosphate carboxylase / oxygenase, Rubisco) происходит фиксация углекислого газа в цик ле Кальвина (у С₃-растений, на рис. 1), синтезируется ряд органических соединений, в том числе триозофосфат (TФ), который либо посредством фосфат/триозофосфат-антипортера — TPT (Triose Phosphate/phosphate Translocator) [24, 25] покидает строму хлоропласта и поступает в цитозоль клеток мезофилла ( на рис. 1), либо при нарушении оттока триоз запасается в форме крахмала («Кра» на рис. 1). В пластидах благодаря расщеплению крахмала до глюкозы создается возможность для ее экспорта посредством пластидного транс портера глюкозы — pGlcT (pGlct/SGB1, plastidic Glucose Transporter / Suppressor of G protein Beta1) [26, 27] в цитозоль клетки ( на рис. 1). Возможен также транспорт мальтозы из пластид посредством хлоропластного транспортера мальтозы 1 — MEX1 (chloroplast Mal tose Exporter 1; на рис. 1) [28] в цитоплазму, а также вывод сахарозы, вероятно, посредством транспортера сахарозы 4-го типа — SUT4 (SUcrose Transporters of type 4; на рис. 1), на мембране пластид [17].

В цитоплазме мезофилла происходит преобразование триозофосфата в глюкозо-6-фосфат и затем в уридиндифосфат-глюкозу ( на рис. 1) [17], а также фосфорилирование глюкозы за счет работы фермента гексокиназы-1 ( на рис. 1) [29]. Фермент HXK1 (Hexokinase 1), отвечающий, согласно современным представлениям, за восприятие и передачу метаболических сигналов, опосредует индуцированную глюкозой репрессию генов, связанных с фотосинтезом, таких как, например, ген малой субъединицы Rubisco [30, 31]. Показано, что сверхэкспрессия гена HXK1 у арабидопсиса, томата и риса приводит к снижению роста, уменьшению содержания хлорофилла, угнетению фотосинтеза и негативно влияет на экспрессию rbcS [31]. Сахарозосинтаза (SuS — Sucrose Synthase) катализирует обратимую реакцию и потому участвует как в синтезе сахарозы из уридиндифосфатглюкозы и фруктозы, так и в ее катаболизме ( на рис. 1) [17]. SUS — гликозилтранс фераза, как полагают, играет основную роль в обеспечении активированной формы глюкозы (UDP-глюкозы, уридиндифосфатглюкозы, англ. Uridine diphosphate glucose) при синтезе целлюлозы. У Мedicago truncatula идентифицировано пять генов SUS [32]. Имеется ряд форм сахарозосинтаз (SUS), специфичных для разных тканей растений. Обычно семейство сахарозосинтаз представлено у различных растений шестью формами, сгруппированными в несколько подсемейств [33–35]. При смене стадий развития листа экспрессируются разные формы SUS. Синтез сахарозосинтаз усиливается в стрессовых условиях [36].

Цитоплазматическая инвертаза CInv (Cytoso lic Invertase) [17] принимает участие в расщеплении сахарозы до глюкозы и фруктозы в цитоплазме клетки-донора ( на рис. 1), вакуолярная инвертаза VInv (Vaculic Invertase) [17, 18] — в вакуоли клетки-донора ( на рис. 1), инвертаза клеточной стенки CWInv (Cell Wall Invertase) [17, 18] — в пространстве клеточной стенки ( на рис. 1). Сахароза из вакуоли в цитоплазму мезофилла поступает посредством симпортера сахарозы SUT4 ( на рис. 1), который локализован в тонопласте вакуолей мезофилла [37–39]. Отметим, что не все транспортеры из семейства SUT4 локализуются в мембране вакуоли [38]. С другой стороны, поступление сахарозы из цитоплазмы в вакуоль осуществляется, вероятно, за счет двунаправленного энергонезависимого транспортера сахарозы 4-го типа (фасилитатора, facilitator), обнаруженного у Pisum sativum и Phaseolus vulgaris, — SUF4 (SUcrose Facilitator 4; на рис. 1) [17, 40]. Экспорт глюкозы из вакуоли происходит посредством представителя ERD6-подобных моносахаридных транс портеров (Early-responsive to dehydration protein 6), локализованных в тонопласте — ESL1 (Early-responsive to dehydration Six-Like 1; на рис. 1) [17, 27], а вывод фруктозы — за счет белка семейства SWEET, локализованного в тонопласте клеток мезофилла (Sugars Will Eventually be Exported Transpor ters; на рис. 1) [19, 22, 41]. Поглощение глюкозы и фруктозы в вакуоль опосредовано тонопластным мембранным транспортером гексоз — TMT (Tonoplast Membrane Transpor ters; на рис. 1) [17, 21], а глюкозы — вакуолярным моносахаридным транспортером — VGT (Vacuolar Glucose Transporters; на рис. 1) [42]. Транспорт инозитола из вакуоли опосредован симпортером инозитола — INT1 (Inositol Transporter 1; на рис. 1) [17].

Симпластический путь транспорта сахарозы из клеток мезофилла в паренхимные клетки проходит через плазмодесмы. Тем самым транспорт сахаров от клеток-доноров до клеток проводящих элементов флоэмы может быть полностью симпластическим [20]. В процессе транспорта во флоэме в клетках-спутницах посредством раффинозосинтазы — RaS (Raffinose Synthase; на рис. 1) [18, 43] из сахарозы образуются олигосахариды группы раффиноз (ОГР) — RFO (Raffinose Family Oligosaccharides), что повышает интенсивность транспорта. Предполагается, что ОГР симпластически переносятся через плазмодесмы в проводящие элементы и поступают далее в клетки, потребляющие сахара, пока неизвестным способом [18].

Апопластический путь включает транспорт сахаров через клеточную стенку, куда глюкоза поступает из цитоплазмы в результате работы транспортера семейства SWEET ( на рис. 1) [19, 22, 41], а фруктоза и полио лы — посредством симпортера моносахаров и полиолов — PMT (Polyol/Monosaccharide Transporter; на рис. 1) [17]. Обратный транспорт глюкозы и фруктозы из пространства клеточной стенки в цитоплазму клеток мезофилла осуществляется благодаря активности STP, относящихся к группе моносахаридных транспортеров MST (Sugar Transport Protein; Monosaccharide Transporter; на рис. 1) [17]. В транспорте полиолов участвуют транспортеры групп SOT (Sorbitol Transporter) и MAT (Mannitol Transporter) — симпортеры сорбитола и маннитола соответственно ( на рис. 1) [44]. Известно 17 транспортеров SOT ( на рис. 1) [20]. Транспорт сахарозы из пространства клеточной стенки в цитоплазму опосредован рядом переносчиков: вероятным переносчиком сахарозы 1-го типа — SUF1, открыт у гороха и фасоли (SUcrose Facilitator 1; на рис. 1) [17, 40]; специфическим транспортером сахаров из семейства SWEET ( на рис. 1) [19, 22, 41], а также сахароза/H⁺-симпортером 1-го типа — SUT1 (реже SUT2/3/4/5, которые менее изучены в сравнении с SUT1; на рис. 1) [17]. В свою очередь инозитол поступает из цитоплазмы в пространство клеточной стенки за счет транспортеров INT2 и INT4 (Inositol Transporter 2/4; на рис. 1) [17].

В клетках паренхимы флоэмы ( и на рис. 1) и клетках-спутницах ( на рис. 1) происходит двунаправленный транспорт сахарозы посредством специфических транспортеров сахаров семейства SWEET [19, 22, 41], при этом сахароза поступает через апопласт в клетку-спутницу ( на рис. 1) за счет симпортеров сахарозы 2-го типа — SUT1 (SUC2, Sucrose transporters of type 2) [18]. Энергия, необходимая для симпорта сахарозы, обеспечивается работой Н⁺-транспортной АТФазы, которая определяет градиент протонов и трансмембранный потенциал, регулируемый калиевыми каналами (K⁺-каналы входящего направления) типа AKT2/3 (Arabidopsis K⁺-transporter 2/3) [18]. Н⁺-транспортная АТФаза может быть локализована не только на плазмалемме клетки-спутницы, но и на плазмалемме клетки паренхимы [19]. Поступление сахарозы в клетки-спутницы из клеточной стенки осуществляется благодаря работе симпортеров SUT1 и, возможно, SUT2 (SUC2 и SUC3 соответственно; на рис. 1) [18]. Импорт полиолов в клетки-спутницы и проводящие элементы флоэмы опосредуется симпортерами сорбитола и маннитола — SOT и MAT соответственно ( и на рис. 1) [44]. Как происходит дальнейшее распределение полиолов в клетки, потреб ляющие сахара, неизвестно.

На заключительном этапе апопластического пути транспорта сахароза поступает в проводящие элементы флоэмы из клеточной стенки посредством симпортеров SUT2 и, возможно, SUT1 (SUC3 и SUC2 соответственно; на рис. 1) [18, 45]; двунаправленный транспорт сахарозы в проводящие элементы флоэмы и обратно в клеточную стенку возможен посредством унипортера семейства SWEET ( на рис. 1) [19, 41]. После поступ ления в проводящие элементы флоэмы сахара (сахароза, глюкоза и фруктоза) доставляются к различным потребляющим органам (Sink на рис. 2) посредством тех же транспортеров: сахароза — SUT1, гексозы — MST (Monosaccharide Transporters) [17, 18]. От потребляющих органов в клетки-доноры сахаров (Source) поступают вода и минеральные вещества через проводящие ткани ксилемы (см. рис. 1, 2).

 

Рис. 2. Схема транспорта сахаров в клетках корней растения без АМ-симбиоза (по [17, 18, 20, 47, 50, 52–54], с изм. и доп.). Амило — амилопласт (Amyloplast), -1P — глюкозо-1-фосфат, ADP- — аденозиндифосфатглюкоза (Adenosine diphosphate Glucose), AGPase — aденозиндифосфатглюкопирофосфорилаза (ADP-Gluco pyrophosphorylase), PGM — фосфоглюкомутаза (Phosphoglucomutase), SS — крахмал-синтаза (Starch Synthase), SB — фермент ветвления крахмала (Starch Branching enzyme), SD — фермент, расщепляющий амилопектин (Starch Debranching enzyme), AMY — амилазы (Amylases), PGI — фосфоглюкозоизомераза (Phosphoglucose Isomerase), SPS — сахарозофосфатсинтаза (Sucrose-phosphate Synthase), SPP — сахарозофосфатфосфатаза (Sucrose-phosphate Phosphatase). Остальные сокращения см. в подписи к рис. 1

 

Можно заключить, что сахара, являясь первичными продуктами фотосинтеза, представляют собой транспорт ную форму углерода (сахароза и гексозы) и энергии, используются как субстраты для метаболизма углеводов, белков и липидов. Наряду с этим сахара рассматриваются в качестве регуляторных мессенджеров экспрессии генов в онтогенезе растения [17, 18, 46, 47]. Показано, что углеводный метаболизм растений при формировании АМ может существенно изменяться [48]. До 20 % фотоассимилированных растением метаболитов может поступать в АМ-гриб [48]. Тем не менее многие механизмы этого процесса до сих пор неизвестны. Возможно, это обусловлено отсутствием специфичных путей преобразования и транспорта ассимилятов при формировании АМ, но предполагает наличие регуляции активности генов, кодирующих транспортеры, а также белки-ферменты, которые участвуют в метаболизме сахаров [17, 49, 50]. Тем не менее это направление исследований еще недостаточно развито. Например, до сих пор слабо изучена динамика экспрессии генов, кодирующих такой белок, как Rubisco. Можно ожидать, что в ближайшее время наши представления в значительной степени расширятся в результате исследований, проводимых на транскрипционном и протеомном уровнях.

Транспорт сахаров в корни растений

После рассмотрения путей транспорта сахаров по флоэме от фотоассимилирующих клеток листа к клеткам, потребляющим эти метаболиты, следует обратиться к механизмам разгрузки в клетках корня. Разгрузка флоэмных окончаний осуществляется симпластическим путем либо преимущественно симпластически с промежуточной апопластической стадией после флоэмы [51]. К сожалению, механизмы разгрузки флоэмы изучены фрагментарно и отчасти основаны на косвенных результатах или моделировании [51]. На основании анализа последних данных можно представить следующую сводную схему (рис. 2).

Симпластический путь транспорта сахарозы в корнях включает ее поступление через плазмодесмы от Source-клеток (клеток-доноров) в Sink-клетки (клетки потребители сахаров) через проводящие элементы флоэмы и далее через клетки-спутницы и паренхиму флоэмы ( на рис. 2). Огромное значение отводится ферменту сахарозосинтазе SuS, катализирующему обратимую реакцию синтеза/распада сахарозы в клетках коры корня, потребляющих сахара ( на рис. 2) [17, 52]. Цитоплазматическая инвертаза CInv [17] принимает участие в расщеплении сахарозы до глюкозы и фруктозы в цитоплазме клеток коры корня ( на рис. 2); вакуолярная инвертаза VInv [17, 18] — в вакуоле ( на рис. 2), а инвертаза клеточной стенки CWInv [17, 18] — в пространстве клеточной стенки ( на рис. 2).

После расщепления сахарозы инвертазой в цитоплазме ( на рис. 2) полученная глюкоза может идти на синтез глюкозо-6-фосфата посредством гексокиназы HXK с преобразованием в глюкозо-1-фосфат в результате работы фосфоглюкомутазы PGM, а затем в аденозиндифосфатглюкозу посредством аденозиндифосфат-глюкопирофосфорилазы, которая далее может транспортироваться в амилопласты посредством белка BT1, который кодируется геном BT1 (Brittle1) у Zea mays ( на рис. 2) [55, 56]. Аденозиндифосфатглюкоза также может быть получена в амилопластах из глюкозо-1-фосфата посредством aденозиндифосфатглюкопирофосфорилазы ( на рис. 2) [47, 56]. Аденозиндифосфатглюкоза принимает участие в синтезе крахмала под действием ряда ферментов, таких как крахмал-синтаза SS (Starch Synthase), фермента ветвления крахмала SBE (Starch Branching Enzyme) и фермента, расщеп ляющего амилопектин, SDE (Starch Debranching Enzyme) [47]. При необходимости в амилопластах крахмал расщепляется амилазами AMY (Amylase) до гексоз, которые в свою очередь подвергаются фосфорилированию гексокиназой HXK с синтезом глюкозо-6-фосфата. В расщеплении крахмала может принимать участие целый ряд ферментов, например альфа-амилаза и бета-амилаза, предельная декстриназа и мальтаза [56]. Глюкозо-6-фосфат может быть обратимо превращен в глюкозо-1-фосфат посредством фосфоглюкомутазы PGM (Phosphoglucomutase) [47].

Глюкозо-6-фосфат пока неизвестным способом поступает в цитоплазму клеток, потребляющих сахара ( на рис. 2) [18]. Возможно, сахара выводятся из амилопластов в цитоплазму в форме глюкозо-6-фосфата посредством того же транспортера ( на рис. 2) [47], с помощью которого происходит и поступ ление глюкозо-6-фосфата из цитоплазмы в амилопласт ( на рис. 2) [47, 54]. Переносчик глюкозо-6-фосфата GPT (Glucose 6-Phosphate Transporter; кодируется, например, у Vitis vinifera геном VvGPT1) [54] семейства MST (Monosacharide Transporters) является фосфатзависимым антипортером [53, 56]. К сожалению, идентифицированный ранее переносчик, транспортирующий глюкозо-1-фосфат из цитозоля в амилопласт и обратно ( на рис. 2) [47], не описан в других работах [56]. Предполагают, что как в хлоропластах, так и в амилопластах могут быть обнаружены белки транспорта глюкозы и мальтозы — pGlcT и MEX соответственно [56], но доказательств пока не найдено. В цитоплазме глюкозо-6-фосфат под действием фосфоглюкозоизомеразы PGI (Phosphoglucose isomerase) может быть обратимо превращен в уридиндифосфатглюкозу, которая наряду с фруктозо-6-фосфатом принимает участие в синтезе сахарозы под действием фермента сахарозофосфатсинтазы SPS (Sucrose-phosphate synthase) с последующим отщеплением фосфата посредством сахарозофосфатфосфатазы SPP (Sucrose-phosphate Phosphatase) [47].

Сахароза из вакуоли в цитоплазму поступает посредством симпортера сахарозы 4-го типа SUT4 ( на рис. 2) [37–39]. Необходимый градиент протонов генерируется тонопластной Н⁺-транспортирующей АТФазой [19]. Экспорт глюкозы из вакуоли осуществляется посредством тонопластного моносахаридного транспортера ESL1 ( на рис. 2) [17, 27], а фруктозы — за счет белка семейства SWEET, локализованного в тонопласте ( на рис. 2) [19, 22]. Транспорт глюкозы и фруктозы в вакуоль опосредован тонопластным мембранным транспортером гексоз TMT1 или TMT2 ( на рис. 2) [17, 21], а одной глюкозы — также посредством вакуолярного моносахаридного транспортера VGT ( на рис. 2) [42].

Апопластический транспорт сахарозы происходит с помощью симпортера сахарозы 2-го типа SUT1 ( на рис. 2; локализованного на мембране клеток флоэмы — клеток-спутниц) [18, 57]. Двунаправленный транспорт сахарозы из проводящих элементов флоэмы, из паренхимы флоэмы и обратно в апопласт возможен благодаря специфическим транспортерам сахаров семейства SWEET ( на рис. 2) [19, 41], а также, вероятно, благодаря фасилитаторам (энергонезависимые двунаправленные транспортеры) сахарозы SUF1 ( на рис. 2) [19, 40]. Однако точная локализация этих белков установлена только в семенах [40]. Из клеточной стенки сахароза поступает в клетки коры корня, потребляющие сахара, посредством фасилитаторов семейства SWEET ( на рис. 2) [19, 22, 41], а также в результате работы H⁺-зависимого симпортера SUT1 ( на рис. 2) [17, 18]. Доставка гексоз в клетки коры корня может осуществляться посредством транспортеров семейства STP ( на рис. 2; например, симпортера гексоз — VvHT1, Vitis vinifera Hexose Transporter 1) [19, 58], а также транспортеров гексоз семейства SWEET ( на рис. 2) [19, 41].

Транспорт сахаров в симбиотических структурах клеток корней растений с грибом арбускулярной микоризы

Взаимодействие растений с АМ-грибами приводит к перераспределению питательных веществ в корнях, формированию новых симбиотических органов, таких как, например, арбускулы — впячивания плазмалеммы растения в растительную клетку в месте проникновения гифов АМ-гриба (плазмалемму в арбускуле называют периарбускулярной мембраной — ПАМ), и последующим множественным ветвлениям ствола арбускулы с формированием между ПАМ и арбускулярной мембраной (АрМ = ArM, Arbuscule Membrane) с клеточной стенкой арбускулы (КСА = ACW, Arbuscule Cell Wall) нового интерфейса взаимодействия партнеров АМ-симбиоза — периарбускулярного пространства (ПАП), образованного на месте клеточной стенки растения-хозяина (рис. 3). В ходе развития АМ-симбиоза происходит транспорт питательных веществ от растения к АМ-грибу, в частности органических кислот, липидов и сахаров. Передача продуктов фотосинтеза растений симбиотическому партнеру предполагает участие транспортеров сахаров ряда семейств, основными из которых являются SWEET, SUT и MST. В настоящее время известны функции и локализация не всех транспортеров и, согласно данным транскрипционных профилей, не все транспортеры обнаружены [50].

Специфичность транспортных процессов в условиях АМ анализируют в клетках с арбускулами и без них [60]. Показано, что основной транспорт сахаров у Solanum tuberosum от растения-хозяина к АМ-грибу Rhizophagus irregularis происходит за счет фасилитаторов сахарозы и глюкозы — StSWEET12а и StSWEET7a соответственно ( на рис. 3) [50, 61], работающих на ПАП и транспортирующих сахара из цитоплазмы в ПАП и обратно. Транспорт глюкозы через АрM из ПАП в арбускуле осуществляется посредством грибного транспортера моносахаров RiMST2 (R. irregularis Monosaccharide Transporter 2, на рис. 3) [50, 61–63] либо в результате работы GpMST1 (Geosiphon pyriformis Monosaccharide Transporter 1) [64]. Транспорт сахарозы через AрM, возможно, происходит посредством грибного транспортера сахарозы RiSUC1 (R. irregularis SUCrose transporter 1, информация о транскрипте доступна по ссылке: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/HQ848966; на рис. 3), однако RiSUC1 слабо изучен и только одной группой авторов [62]. Далее сахар транспортируется по внутрикорневому мицелию в виде гликогена во внекорневой мицелий АМ-гриба (рис. 3) [50, 52]. Содержание сахаров в цитоплазме клеток коры корня регулируется их переносом из вакуоли тонопластными переносчиками, к которым относятся сахарозный симпортер SUT4 и глюкозный фасилитатор StSWEET2c ( на рис. 3) [50]. Отток излишних сахаров из периарбускулярного пространства регулируется растением-хозяином посредством сахарозного симпортера SlSUT2 (Solanum lycopersicum Sucrose Transporter 2; на рис. 3) [49, 50, 63, 65] и гексозного симпортера STP ( на рис. 3) [18, 50].

 

Рис. 3. Схема транспорта сахаров в корни АМ-растения с арбускулами (по [18, 50, 52, 59], с изм. и доп.). ПМ + КС — плазмалемма и клеточная стенка клетки коры корня, ПAM — периарбускулярная мембрана, ПАП — периарбускулярное пространство, AрM + КСА — мембрана арбускулы и клеточная стенка арбускулы, ВнутрГ — межклеточная внутрикорневая гифа АМ-гриба, ВнекГ — внекорневая гифа АМ-гриба, СЖК — синтазная система жирных кислот, 2-MAG — 2-моноацилглицерол (2-Monoacylglycerol), ТАГ — триацилглицерол, Гли — гликоген, MС — моносахариды. Остальные сокращения см. в подписи к рис. 1

 

Следует отметить и иной путь поступления углеродсодержащих метаболитов в ткани АМ-гриба от растения-хозяина. К нему относится образование из гексоз ряда жирных кислот (с 16 атомами углерода), которые синтезируются через синтазную систему жирных кислот (FAS, Fatty Acid System) и высвобождаются из FAS с помощью тиоэстераз [52]. Пальмитиновая кислота (C16:0) превращается в 2-моноацилглицерол (2-MAG) посредством RAM2 (ген RAM2 кодирует глицерол-3-фосфатацилтрансферазу) [52]. Экспорт липидов в периарбускулярное пространство обеспечивается путем переноса 2-MAG через ПAM с помощью белков STR1 и STR2 (stunted arbuscule transporters) [52, 66] из семейства гетеродимерных ABC-транспортеров (ATP-Binding Cassette) [66], локализованных на периарбускулярной мембране ( на рис. 3) [52]. Далее липиды транспортируются неизвестными грибными переносчиками на AрM ( на рис. 3) [52], а во внутрикорневом мицелии 2-MAG может быть преобразован в триацилглицерол (TAГ), который, в свою очередь, транспортируется во внекорневой мицелий (см. рис. 3).

Апопластический путь транспорта сахаров осуществляется как до клеток с АМ, так и без АМ-гриба за счет транспортеров гексоз семейства SWEET ( на рис. 3) [19, 41]. Однако можно полагать, что существуют специфические фасилитаторы этого семейства для АМ-симбиоза. Кандидатами на специфический транспорт сахарозы и глюкозы у S. tuberosum через плазмалемму клеток коры корня, содержащих арбускулы, являются StSWEET12а и StSWEET7a соответственно ( на рис. 3) [50, 61]. При этом секретируемые AM-грибами эффекторы либо непосредственно активируют экспрессию генов SWEET, либо косвенно — через активацию факторов транскрипции [67]. Транспорт сахарозы в клетки с арбускулами может осуществляться и иначе: у Z. mays — посредством неспецифического симпортера ZmSUT1 ( на рис. 3) [17, 57], а у Lotus japonicus — с участием специфического фасилитатора LjSWEET3 ( на рис. 3) [50]. Транспорт гексоз в клетки с арбускулами реализуется симпортером STP ( на рис. 3) [18, 50].

Несмотря на то что обзор нацелен на обобщение данных о транспорте углеводов между растением-хозяином и грибом АМ, затронем еще один вопрос. Возможно ли поступление сахаров во внекорневой мицелий АМ-гриба напрямую из почвы, куда они экскретируются растениями? За более чем 100-летнюю историю развития исследований физиологии АМ-грибов ученые не смогли дать точного ответа на этот вопрос. Полагают, что АМ-грибы являются облигатными симбионтами растений, так как они не способны к сапротрофному питанию и поглощению из почвы важных для их развития органических веществ, в частности сахаров [3]. Однако в конце 1990-х гг. было высказано предположение, что, поглощая углеродсодержащие соединения из почвы, гриб контролирует транспорт углеводов в растительно-микробной системе [68]. Однако эта гипотеза не нашла подтверждения в дальнейших исследованиях. Современная точка зрения заключается в том, что именно растение-хозяин контролирует поступ ление сахаров в АМ-гриб, регулируя работу сахарозного симпортера SlSUT2 [49, 50, 63, 65] и гексозного симпортера STP [18, 50]. Методом ядерно-магнитного резонанса было показано, что АМ-гриб получает сахара внутрикорневым мицелием в форме гексоз: главным образом в виде глюкозы, в меньшей степени — в виде фруктозы, но не было выявлено, что АМ-гриб способен получать сахарозу [69]. Это согласуется с гипотезой обязательной биотрофии — облигатным статусом АМ-грибов по отношению к растению-хозяину, а также необходимостью транспортировать сахар от растения через внутрикорневой мицелий во внекорневые гифы АМ-гриба. Предполагается, что местом получения АМ-грибами углерода являются как арбускулы, так и межклеточные гифы [3, 70, 71], а сопряженный транспорт фосфатов локализован главным образом в периарбускулярном пространстве [72]. Полагают, что межклеточные гифы также могут быть наиболее важным местом углеводного обмена [62].

Первый симпортер глюкозы грибной природы — GpMST1 (Geosiphon pyriformis Monosaccharide Transporter 1) был обнаружен в 2006 г. [64]. В 2011 г. у R. irregularis выявили и исследовали работу транспортеров RiMST2, RiMST3 и RiMST4 [62]. Оказалось, что внекорневой мицелий АМ-гриба способен активно поглощать не только глюкозу, но и ксилозу. Следовательно, моносахариды, полученные внекорневыми гифами, также могут быть источником углерода для АМ-грибов. Предполагаемый переносчик моносахаридов Glomus intraradicesGiMST2 (RiMST2, на основании того, что штамм DAOM № 181602 G. intraradices = Rhizophagus irregularis, по данным https://www.uniprot.org/taxonomy/747089) характеризуется интенсивной и специфической экспрессией в клетках с арбускулами, а RiMST4 — во внекорневом мицелии [62], хотя дальнейшие эксперименты не подтвердили преимущественную экспрессию RiMST4 во внекорневом мицелии [59]. Особого внимания заслуживает проведенный в 2016 г. анализ транспортеров RiMST2, RiMST3, RiMST4, RiMST5, RiMST6 на таких растениях, как Medicago truncatula, Sorgum bicolor и Populus trichocarpa [59]. Авторы впервые открыли транспортеры RiMST5 и RiMST6, которые способны принимать участие в транспорте сахаров из почвы во внекорневой мицелий АМ-гриба. RiMST5 является высокоаффинным переносчиком моносахаридов ( на рис. 3) [50, 59], а RiMST6 — специфичным для глюкозы высокоаффинным симпортером. Оба транспортера позволяют импортировать сахара АМ-грибам из почвы непосредственно внекорневым мицелием ( на рис. 3) [50, 59]. Выявление этой группы транспортеров позволит пересмотреть подходы к поддержанию аксеничной культуры АМ-грибов — возможности их роста без растения-хозяина. Необходим поиск новых рабочих гипотез для обоснования причин облигатного статуса АМ-грибов по отношению к растению.

Растительные транспортеры сахаров при развитии АМ-симбиоза

Следует отметить, что многие транспортеры детально изучены на таком модельном растении, как A. thaliana. Однако оно не относится к группе растений, образующих АМ-симбиоз в естественных условиях (только в некоторых искусственно созданных условий) [73], поэтому изучение углеводного метаболизма в АМ-симбиозе на данном растении не совсем корректно. В связи с этим мы будем анализировать транспортеры видов растений, образующих АМ, с учетом их гомологии с транспортерами A. thaliana. К видам-микоризообразователям относится такое распространенное модельное растение, как люцерна усеченная (Medicago truncatula); также новым объектом для исследований АМ может стать селектированная авторами обзора сильно микотрофная люцерна хмелевидная (Medicago lupulina) [74]. Анализ литературных данных дает возможность заключить, что многие растительные транспортеры сахаров не обладают специфичностью для АМ, кроме недавно открытых двунаправленных унипортеров семейства SWEET [22, 61]. Перспективные для изучения транспортеры растений у видов, образующих АМ, представлены в таблице.

 

Таблица 1. Некоторые гены-транспортеры сахаров у растений, образующих арбускулярную микоризу

Ген интереса	Гомологи гена	Семейство*	Растение	Источник
MtSUT1-1	AtSUT1 (включая AtSUC2)	Симпортер сахарозы семейства SUT	Medicago truncatula	[49]
MtSUT1-2
MtSUT1-3
GmSUT1			Glycine max	[75]
PsSUT1			Pisum sativum	[40]
VfSUT1			Vicia faba	[76]
MtSUT2			M. truncatula	[49]
OsSUT3	ZmSUT3, нет гомологии с генами A. thaliana		Oryza sativa	[38, 49, 77]
MtSUT4-1	AtSUT4 (=AtSUC4)		M. truncatula	[49]
MtSUT4-2			M. truncatula	[49]
ZmSUT5	OsSUT5, нет гомологии с генами A. thaliana		Zea mays	[38, 49, 77]
PsSUF1	AtSUT1	Двунаправленный унипортер (фасилитатор) сахарозы семейства SUF	Pisum sativum	[40, 49]
PsSUF4	AtSUT4		Pisum sativum	[40, 49]
MEX-гены пока не изучены у АМ-видов	AtMEX1	Унипортер мальтозы MEX	Arabidopsis thaliana	[19, 28]
MtSWEET1a = Medtr1g029380	AtSWEET1	Двунаправленный унипортер сахаров семейства SWEET	M. truncatula	[78]
MtSWEET1b = Medtr3g089125
MtSWEET2a = Medtr8g042490	AtSWEET2
MtSWEET2b = Medtr2g073190
MtSWEET2с = Medtr6g034600
MtSWEET3a = Medtr3g090940	AtSWEET3
MtSWEET3b = Medtr3g090950
MtSWEET3c = Medtr1g028460
MtSWEET4 = Medtr4g106990	AtSWEET4
MtSWEET5a = Medtr6g007610	AtSWEET5
MtSWEET5b = Medtr6g007637
MtSWEET5c = Medtr6g007623
MtSWEET5d = Medtr6g007633
MtSWEET6 = Medtr3g080990	AtSWEET6
MtSWEET7 = Medtr8g099730	AtSWEET7
MtSWEET9a = Medtr5g092600	AtSWEET9
MtSWEET9b = Medtr7g007490
MtSWEET11 = Medtr3g098930	AtSWEET10
MtSWEET12 = Medtr8g096320
MtSWEET13 = Medtr3g098910	AtSWEET13
MtSWEET14 = Medtr8g096310	AtSWEET14
MtSWEET15a = Medtr2g007890	AtSWEET15
MtSWEET15b = Medtr5g067530
MtSWEET15c = Medtr7g405730
MtSWEET15d = Medtr7g405710
MtSWEET16 = Medtr2g436310	AtSWEET16
Mtst1	AtSTP1	Симпортер моносахаридов подсемейс тва STP семейства MST	M. truncatula	[17]
Medtr4g091370
Medtr4g090600
Medtr3g008160	AtSTP3
Medtr3g008170
Medtr1g038630	AtSTP4
Medtr5g082540
Medtr3g093010
Medtr3g007910
Medtr3g023480
Medtr5g041550
Medtr3g093060
CAD31121	AtSTP5
Medtr5g094760	AtSTP7
Medtr4g116770
Medtr4g116800
Medtr5g006070	AtSTP13
MtHext1
Medtr1g104750
Medtr1g104770
Medtr8g103010	AtSTP14
Medtr6g087040
Medtr8g102860
Medtr3g118530	TMT2 у A. thaliana	Антипортер моносахаридов подсемейства TMT семейства MST	M. truncatula	[17]
Medtr3g116060
Medtr5g024740	TMT3 у A. thaliana
Medtr5g044910
Medtr8g073100
Medtr2g013310	AtPMT4	Симпортер моносахаридов и полиолов подсемейства PMT семейства MST	M. truncatula	[17]
Medtr6g007340
Medtr4g071950	AtPMT5
Medtr4g072030
Medtr3g116240
MtC00740
Medtr6g088450	AtPMT3
Medtr8g103500
Medtr8g077890	AtPMT6
Medtr5g075300
Medtr5g019870
Medtr4g077770	VGT2 у A. thaliana	Антипортер моносахаридов подсемейства VGT семейства MST	M. truncatula	[17]
Medtr4g064820	VGT1 у A. thaliana
Medtr1g116830	INT1 у A. thaliana	Симпортер инозитола подсемейства INT семейства MST	M. truncatula	[17]
Medtr1g116660
Medtr1g116650
Medtr3g084110
Medtr7g005910
Medtr2g048720	INT2 у A. thaliana
Medtr5g077580
Medtr2g049020
Medtr2g026140	INT3 у A. thaliana
Medtr2g026160
Medtr7g082270	pGlcT у A. thaliana	Унипортер глюкозы подсемейства pGlct/SGB1 семейства MST	M. truncatula	[17, 27]
Medtr6g087910	At1g67300
Medtr3g080240	At1g05030
Medtr8g077310	At1g19450	Унипортер глюкозы подсемейства ESL семейства MST	M. truncatula	[17]
Medtr5g020270
Medtr8g077300
MtC20248
Medtr7g113960	At1g54730
Medtr7g113970
Medtr4g118610	At5g18840
Medtr2g020710
Примечание. Семейство* — указаны следующие сокращения семейств и подсемейств транспортеров: активные сахароза/H+-симпортеры семейства SUT — Sucrose Transporters (синоним — SUC, SUСrose transporters); двунаправленные энергонезависимые унипортеры сахарозы семейства SUF (Sucrose Facilitators, фасилитаторы 1-го и 4-го типов), открытые у растений образующих АМ — Pisum sativum и Phaseolus vulgaris; хлоропластные унипортеры мальтозы семейства MEX (chloroplast Maltose Exporters); семейство моносахаридных транспортеров MST (Monosaccharide Transporters) [27], включающее семь подсемейств: ° H+-симпортеры моносахаридов подсемейства STP (Sugar Transport Proteins), ° тонопластные H+-антипортеры моносахаридов подсемейства TMT (Tonoplast Membrane Transporters), ° вакуолярные H+-симпортеры моносахаридов и полиолов подсемейства PMT (Polyol/Monosaccharide Transporters), ° вакуолярные H+-антипортеры моносахаридов подсемейства VGT (Vacuolar Glucose Transporters), ° H+-симпортеры инозитола подсемейства INT (Inositol Transporter), ° энергонезависимые унипортеры глюкозы подсемейства pGlct/SGB1 (plastidic Glucose transporter / Suppressor of G protein Beta 1) [27], ° тонопластный унипортер глюкозы подсемейства ESL (Early-responsive to dehydration Six-Like) ERD6-подобных моносахаридных транспортеров; двунаправленные энергонезависимые унипортеры семейства SWEET — Sugars Will Eventually be Exported Transporters.

 

Растительные транспортеры сахаров относятся к трем ключевым семействам — SUT (SUC), MST (включая подсемейства STP, TMT, PMT, VGT, pGlct/SGB1, ESL, INT) и SWEET, а также ряду других, например, SUF и MEX (см. табл., рис. 1–3).

У M. truncatula выявлено шесть SUT-генов [49], образующих три клады SUT (клады I, II и IV) [49], аналогично у A. thaliana 9 генов (AtSUT1 — AtSUC2, AtSUC1, AtSUC5, AtSUC6, AtSUC7, AtSUC8, AtSUC9; AtSUT2 = AtSUC3; AtSUT4 = AtSUC4) также образуют три клады SUT[49, 77]. Следует отметить, что существуют негомологичные им SUT-гены третьей клады у растений других видов, например, OsSUT3 — у Oryza sativa и ZmSUT3 — у Z. mays. В то же время количество генов SUT у некоторых видов может быть существенно больше, например, имеется ген OsSUT5 у O. sativa, гены ZmSUT5, ZmSUT6 — у Z. mays [49]. У M. truncatula наибольший интерес вызывает ген MtSUT4-1, который кодирует белок транспортера сахара SUT4, активно накапливающийся в клетках с арбускулами и в клетках листьев, локализованный в тонопласте и принимающий участие в переносе сахарозы из вакуоли в цитоплазму [79]. С другой стороны, MtSUT1-3, MtSUT2, MtSUT4-1 и MtSUT4-2 экспрессируются на сходном уровне в листьях и корнях, MtSUT1-1 характеризуется 20-кратным увеличением накопления транскрипта в листьях по сравнению с корнями [49]. Это указывает на существенную роль MtSUT1-1 в транспорте сахарозы в надземных частях растений люцерны, в то же время MtSUT4-1 работает в основном в корнях. Исходя из анализа уровня экспрессии, наиболее важными в развитии АМ с точки зрения транспорта сахаров можно считать следующие гены:

1) ген тонопластного сахарозного симпортера MtSUT4-1 у M. truncatula в АМ-корнях [49];

2) ген сахарозного симпортера MtSUT1-1 у M. trun catula в листьях, белок работает на плазматической мембране клетки мезофилла [49];

3) ген сахарозного симпортера SlSUT2 у S. lycopersicum ( на рис. 3) [49, 50, 63, 65], регулирует отток излишних сахаров из ПАП;

4) ген сахарозного симпортера ZmSUT1 у Z. mays ( на рис. 3) [17, 57], белок работает на ПM.

К протонзависимым симпортерам относят SUT, STP (из MST), PMT (из MST), INT (из MST), к протонзависимым антипортерам — TMT (из MST) и VGT (из MST). Унипортерами являются MEX, pGlct/SGB1 (из MST), ESL (из MST), а двунаправленными унипортерами (фасилитаторами) — SUF и SWEET (к семейству MST не принадлежат). Семейство генов SUF (фасилитаторы) включает гомологи генов семейства SUT (симпортеры), но, как видно, функционально значительно отличается от SUT. В то же время белки SUF — это аналоги SWEET-белков: имеют сходство по функциональным характеристикам, но различаются по происхождению. Гены PsSUF1, PsSUF4 и PvSUF1, PvSUF4 обнаружены пока только у двух видов — P. sativum и P. vulgaris соответственно [17, 40]. Для выявления их значимости в углеводном метаболизме растений требуется дальнейший поиск генов данной группы у других видов растений.

У M. truncatula имеется 62 MST-гена, включая 23 STP, 5 TMT, 11 PMT, 2 VGT, 3 pGlct/SGB1, 8 ESL, 10 INT [17]. Как видно, наиболее распространенными являются STP-белки, функционирующие как симпортеры H⁺/гексозы, локализованные на плазматической мембране, многие из которых имеют низкую специфичность по отношению к субстрату с наибольшим сродством к глюкозе [80–82]. Гомология MST-генов M. truncatula с генами A. thaliana представлена в таблице. Количество генов MST-семейства у разных видов растений также варьирует (например, 53 MST-гена у A. thaliana, 59 — у Vitis vinifera, 68 — у O. sativa) [17]. Объединение этих генов в семейство MST условно, так как функцио нально данное семейство включает как симпортеры, антипортеры, так и унипортеры. Анализ литературы показал, что все известные гены SUT, MST, MEX не специфичны для АМ-симбиоза. В развитии АМ с точки зрения транспорта сахаров и высокого уровня экспрессии генов-транспортеров семейства MST следует выделить ген гексозного симпортера STP, регулирующий отток излишних сахаров из ПАП — белок работает на ПAM ( на рис. 3) [50] и ПM ( на рис. 3) [50].

Единственным известным сейчас семейством транс портеров, в котором согласно современным представлениям могут быть выявлены гены, специфичные для развития АМ-симбиоза, является семейство SWEET, которое было впервые обнаружено Л.К. Ченем и др. [22]. Локализация белков, кодируемых SWEET-генами, в клетках с АМ представлена на рис. 3. Следует отметить высокую вариабельность функций белков SWEET: часть из них работают как двусторонние энергонезависимые унипортеры для моносахаридов, а часть — для сахарозы (см. рис. 1–3). Функциональность всех SWEET-транспортеров зависит от доменной структуры кодирующих их генов [83]. SWEET-переносчики филогенетически можно разделить на четыре клады: белки I и II клад преимущественно транспортируют гексозы, в то время как белки III и IV клад — сахарозу и фруктозу соответственно [22, 83, 84]. SWEET-белки играют важную роль в ряде процессов: в развитии АМ, созревании пыльцы и процессах старения растений [22, 61], а также в отклике на биотические и абиотические стресс-факторы [22, 83, 85].

На основании уровня экспрессии при развитии АМ наиболее важными с точки зрения транспорта сахаров следует признать следующие гены-транспортеры семейства SWEET:

1) гены фасилитаторов сахарозы и глюкозы — StSWEET12а и StSWEET7a у S. tuberosum соответственно [50, 61], белок работает на ПAM ( на рис. 3) и на ПM ( на рис. 3);

2) ген вакуолярного глюкозного фасилитатора StSWEET2c у S. tuberosum ( на рис. 3) [50, 61], белок работает в тонопласте;

3) ген фасилитатора LjSWEET3 у L. japonicus ( на рис. 3) [50], белок работает на ПM.

SWEET-семейство включает 17 генов у A. thalia na [86]. Показано, что одноклеточные и зеленые водоросли имеют только 1–3 копии генов SWEET, однодольные — 18–23 гена, двудольные — 15–68 генов [83]. Следует отметить, что у растений обнаружено SWEET-генов больше, чем у животных и прокариот [87]. Все гены, выявленные у других видов растений, в настоящее время представляют собой гомологи генов A. thaliana (нумерация в названии генов совпадает). Однако у разных видов растений имеется значительное количество изоформ белков SWEET. Число обнаруженных генов SWEET увеличивается с каждым годом. В 2005 г. у M. trauncatula было идентифицировано 18 [88] или 24 [67] гена SWEET, в дальнейшем их число возросло до 26 [78] и 35 [61]. Число генов SWEET варьирует у разных видов растений: 52 гена Glycine max [88], 35 — в Solanum tuberosum и 29 — в S. lycopersicum [61].

Таким образом, есть основания считать, что пока идентифицированы не все гены семейства SWEET. Все это свидетельствует в пользу того, что целый ряд SWEET-генов еще будут обнаружены в ближайшие годы, а следовательно, будут расширены и представления о функциях этих транспортеров.

Заключение

В данном обзоре обобщены известные в настоящее время сведения о многообразии путей транспорта сахаров в растениях — как внутри клетки, так и между различными органами. Особое внимание уделено рассмотрению механизмов снабжения сахарами гриба-симбионта при развитии арбускулярной микоризы. Современные методические подходы позволили идентифицировать не только белки-транспортеры, локализованные на мембранах симбиотических структур, но и кодирующие их гены.

Критический анализ литературы показывает, что специфические гены транспорта сахаров в AM, наиболее вероятно, относятся к группе транспортеров семейства SWEET. Большинство других генов, связанных с транспортом сахаров, по всей видимости, не специфичны по отношению к АМ. Тем не менее, важными для развития АМ-симбиоза являются:

1) ген тонопластного сахарозного симпортера MtSUT4-1 в АМ-корнях и MtSUT1-1 в листьях, белки локализованы на плазматической мембране клетки мезофилла;

2) ген сахарозного симпортера SlSUT2, белок локализован на периарбускулярной мембране;

3) ген сахарозного симпортера ZmSUT1, белок, вероятно, локализован на плазмалемме клеток коры корня;

4) ген гексозного симпортера STP, белок локализован на периарбускулярной мембране и плазмалемме клеток коры корня;

5) АМ-специфичные гены фасилитаторов сахарозы и глюкозы — StSWEET12а и StSWEET7a, белки локализованы на периарбускулярной мембране и плазмалемме клеток коры корня;

6) АМ-специфичный ген вакуолярного глюкозного фасилитатора StSWEET2c, белок локализован в тонопласте клеток коры корня с АМ;

7) ген фасилитатора LjSWEET3, белок локализован на плазмалемме.

Грибными генами-кандидатами, принимающими участие в углеводном обмене при развитии АМ-симбиоза, являются следующие:

1) гены грибных транспортеров моносахаров RiMST2 и GpMST1, белки локализованы на арбускулярной мембране;

2) ген грибного транспортера сахарозы RiSUC1, белок, вероятно, локализован на арбускулярной мембране;

3) гены грибных транспортеров RiMST2, RiMST3 и RiMST4 (данные по функции и локализации белков пока фрагментарны и противоречивы);

4) ген грибного высокоаффинного унипортера моносахаридов RiMST5 и грибного симпортера глюкозы RiMST6, белки, вероятно, локализованы на плазмалемме внекорневого мицелия АМ-гриба.

Следует также отметить, что рассматриваемые данные о функциях и локализации различных транспортеров в целом ряде случаев еще достаточно дискуссионны. Так, в работе Дж. Дойди и др. транспортеры TMT1 и TMT2 указаны как антипортеры переноса сахарозы, но они обеспечивают транспорт гексоз — фруктозы и глюкозы [17]. Вносит некоторую неясность наличие групп транспортеров — TMT [21] и TST [23]. Локализация транспортеров на мембране амилопласта для импорта и экспорта глюкозо-1-фосфата подтверждена только одним исследованием [47].

Некоторые неточности можно выявить в анализе интенсивности экспрессии генов StSWEET2b, StSWEET10a и StSWEET10b — несоответствие данных на рисунке филогенетического древа SWEET-генов данным экспрессии на гистограммах, хотя это не умаляет общей ценности проведенного исследования SWEET-генов у Solanum tuberosum [61].

Неокончательна, по-видимому, классификация транспортеров семейств SUT и SUC у разных видов растений. Так, насчитывают три клады для A. thaliana и M. truncatula для SUT-семейства транспортеров, но для O. sativa и Z. mays их больше [49].

Неясной остается локализация фасилитаторов (энергонезависимых двунаправленных транспортеров) сахарозы PsSUF1, PsSUF4, PvSUF1, PvSUF1, которые отмечены на мембране клеток флоэмы [19], или в плазмалемме и тонопласте [17]. По результатам трансмиссионной электронной микроскопии семян растений сделан вывод о том, что PvSUF1 и PvSUT1 локализованы в клетках проводящих элементов и паренхиме, а PsSUT1, PsSUF1 и PsSUF4 — во всех тканях (паренхима, камбий и пр.), кроме палисадной ткани и гиподермы [40]. Таким образом, необходимо продолжать исследования в данном направлении, чтобы сделать окончательный вывод. В ряде случаев сами исследователи указывают, что заключения о механизмах транспорта сахаров в растениях в значительной степени основаны на косвенных данных либо на результатах моделирования [51], а следовательно, остаются, по сути, предположениями.

Работа поддержана грантами РФФИ-а № 18-016-00220 (разделы «Транспорт сахаров из надземных частей растений» и «Транспорт сахаров в корни растений»), РНФ № 16-16-00118 (раздел «Транспорт сахаров в симбиотических структурах клеток корней растений с грибом арбускулярной микоризы»). Часть работы выполнена в рамках государственного задания № 0664-2019-0026 (раздел «Растительные транспортеры сахаров при развитии АМ-симбиоза»).

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Об авторах

Андрей Павлович Юрков

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Автор, ответственный за переписку.
Email: yurkovandrey@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-2231-6466
SPIN-код: 9909-4280
Scopus Author ID: 56835374200
ResearcherId: A-8513-2014
https://vk.com/andreyyurkov

канд. биол. наук, доцент, ведущий научный сотрудник, лаборатория № 4 экологии симбиотических и ассоциативных ризобактерий

Россия, 196608, г. Санкт-Петербург, Пушкин 8, ш. Подбельского, д.3

Алексей Анатольевич Крюков

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Email: rainniar@rambler.ru
SPIN-код: 4685-2723
Scopus Author ID: 57104771700

канд. биол. наук, научный сотрудник, лаборатория № 4 экологии симбио тических и ассоциативных ризобактерий

Россия, 196608, г. Санкт-Петербург, Пушкин 8, ш. Подбельского, д.3

Анастасия Олеговна Горбунова

ФГБОУ «Санкт-Петербургский государственный университет»

Email: gorbunova.anastasia93@mail.ru
SPIN-код: 3515-6450

аспирант, кафедра геоботаники и экологии растений, биологический факультет

Россия, 199034, г. Санкт-Петербург, Университетская наб., д.7/9

Алексей Михайлович Афонин

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Email: aafonin@arriam.ru
SPIN-код: 9321-2462

аспирант, лаборатория № 9

Россия, 196608, г. Санкт-Петербург, Пушкин 8, ш. Подбельского, д.3

Анастасия Алексеевна Кирпичникова

ФГБОУ «Санкт-Петербургский государственный университет»

Email: nastin1972@mail.ru
SPIN-код: 9960-9527

младший научный сотрудник, кафедра физиологии и биохимии растений, биологический факультет

Россия, 199034, г. Санкт-Петербург, Университетская наб., д.7/9

Ксения Сергеевна Добрякова

Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук

Email: kdobryakova@mail.ru
SPIN-код: 4197-0725
Scopus Author ID: 57200207883

канд. биол. наук, младший научный сотрудник, лаборатория молекулярной и экологической физиологии

Россия, 197376, г. Санкт-Петербург, ул. Профессора Попова, 2

Эдуард Модрисович Мачс

Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук

Email: emachs@binran.ru
SPIN-код: 9496-0538
Scopus Author ID: 8619012500

канд. биол. наук, старший научный сотрудник, лаборатория биосистематики и цитологии

Россия, 197376, г. Санкт-Петербург, ул. Профессора Попова, 2

Мария Федоровна Шишова

ФГБОУ «Санкт-Петербургский государственный университет»

Email: mshishova@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3657-2986
SPIN-код: 7842-7611
Scopus Author ID: 6602992714

доктор биологических наук, профессор, кафедра физиологии и биохимии растений

Россия, 199034, г. Санкт-Петербург, Университетская наб., д.7/9

Список литературы

Дополнительные файлы