Genetic diversity of of rhizobial endophytes from nodules of Oxytropis czekanowskii Jurtz. growing in Norilsk.

Full Text

Генетическое разнообразие микросимбионтов дикорастущего бобового остролодочника Чекановского (Oxytropis czekanowskii Jurtz.), произрастающего в г. Норильске (Арктическая Россия)

ВВЕДЕНИЕ

Одним из основных лимитирующих факторов распространения и развития растений является недостаточная обеспеченность почвы азотом. Клубеньковые бактерии (ризобии) – особая группа почвенных микроорганизмов, способная усваивать атмосферный азот, находясь во взаимовыгодных симбиотических отношениях с бобовыми растениями [1]. Такая взаимовыгодная стратегия позволяет бобовым растениям широко распространятся вплоть до арктических широт и успешно адаптироваться к экстремальным условиям в этих регионах Земли.

Представители рода остролодочник (Оxytropis DC.) широко распространены в умеренном и арктическом поясе Северного полушария, занимая одно из ведущих мест по числу видов (свыше 400) среди многолетних растений семейства бобовых (Fabaceae). Виды Оxytropis произрастают на каменистых склонах, в горных тундрах, в степях и на лугах, особенно богата остролодочниками Средняя и Центральная Азия [2]. В арктической флоре бывшего СССР выявлены 32 вида [3].

Остролодочник Чекановского (Oxytropis czekanowskii Jurtz.) - редкий субэндемичный гипоарктический вид многолетнего растения сем. Fabaceae, произрастающий в западнойЯкутии и на юге Таймыра.  Это среднесибирский гипоарктический луговой вид, он произрастает на галечниках и валунниках горных рек, в прилегающих к долинам травяных лесах и кустарниках, иногда бывает обилен.  Близок к O. arctica и отчасти сходен с O. longirostra DC из Прибайкалья [2, 4].

В высокогорных районах и тундре многие представители семейства бобовых (Astragalus spp., Oxytropis spp., Hedysarum spp.) служат кормом для сельскохозяйственных млекопитающих и птиц [5, 6]. Так, различные виды Astragalus, Hedysarum и Oxytropis, кормовая ценность которых состоит в высоком содержании аскорбиновой кислоты и доступного протеина, входят в рацион питания овцебыков и северных оленей [7]. Ранее, в работе И.С. Хантимера была показана возможность создания продуктивных многолетних агрофитоценозов (сеяных лугов) на основе злаково-бобового разнотравья в окрестностях г. Воркуты с целью обеспечения устойчивого развития молочного животноводства в условиях Заполярья [8].

Город Норильск расположен значительно севернее Полярного круга, лежит в субарктическом поясе. Климат резко континентальный с продолжительной суровой зимой и коротким летом. Преобладают глеево-мерзлотные почвы, распространена многолетняя мерзлота, местами с таликами. Территория относится к северотаежной подзоне лесной зоны, растительность вокруг города представлена лесотундровыми редколесьями и горными тундрами, сильно нарушенными в результате антропогенного воздействия, где доминируют лиственница, мхи, лишайники, кустарники и низкие кустарнички [9, 10].

Известно, что основными микросимбионтами различных видов Oxytropis являются клубеньковые бактерии рода Rhizobium и Mesorhizobium, но также встречаются представители Sinorhizobium, Bradyrhizobium, Phyllobacterium, Bosea и Tardiphaga [11-14]. Однако, сведения по изучению разнообразия и симбиотической эффективности ризобий дикорастущих видов Oxytropis, произрастающих в Арктике, судя по литературным данным, ограничены. Таким образом, выделение и изучение таксономического положения ризобиальных штаммов O. czekanowskii позволит создать уникальную коллекцию холодоустойчивых клубеньковых бактерий, а также селектировать наиболее эффективные штаммы в отношении широкого спектра видов дикорастущих и кормовых бобовых культур в условиях микровегетационных и полевых опытов. 

Цель работы состояла в со­здании коллекции микросимбионтов дикорастущего бобового растения O. czekanowskii, произрастающего в г. Норильске, а также определении таксономического положения штам­мов с помощью секвенирования и филогенетического анализа последовательностей 16S рДНК и ITS-региона.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Объектом исследования были 15 бактериаль­ных изолятов, выделенных из корневых клубеньков дикорастущего бобового растения остролодочника Чекановского (Oxytropis czekanowskii Jurtz.), собранного на искусственной террасе Комсомольского парка в городе Норильске (69,34623; 88,18864) Красноярского края, РФ (Рис. 1).

 

 

 

Рисунок 1. Остролодочник Чекановского (Oxytropis czekanowskii Jurtz.). Норильск (Красноярский Край, РФ). Фото «Автор»

Figure 1. Oxytropis czekanowskii Jurtz. Norilsk (Krasnoyarsk Krai, RF). Photo by “Author”

 

Штаммы микроорганизмов выделяли по стандартной методике с использованием маннито-дрожжевой питательной среды YMA после стерилизации клубеньков в течение 1 мин в 96 % этаноле [15]. Чистые культуры изолятов (после последовательного двойного клонирования) были помещены на длительное хранение на станцию низкотемпературного автоматизированного хранения биологических образцов при - 80 ºС («Liconic Instruments», Лихтенштейн). Информация о штаммах представлена в Интернет-базе данных Сетевой биоресурсной коллекции в области генетических технологий для сельского хозяйства (https://arriam.ru/kollekciya-kul-tur1/).

Геномную ДНК из чистых культур выделяли с помощью наборов DNeasy Blood&Tissue kit («QIAGEN N.V.», Германия) и Monarch® («New England Biolabs», США). Первичная идентификация штаммов была проведена методом ПЦР с последующим секвенированием последовательностей фрагмента маркерного гена 16S рРНК (rrs) (900-1400 п.н.). Для амплификации использовали пару праймеров fD1 5´-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3´ и rD1 5´-AAGGAGGTGATCCAGCC-3´ [16]. Условия ПЦР были следующими: 3 мин 30 с при 95 ºС (первичная денатурация); 1 мин 10 с при 94 ºС (денатурация), 40 с при 56 ºС (отжиг праймеров), 2 мин 10 с при 72 ºС (элонгация) (35 циклов); 6 мин 10 с при 72 ºС (финальная элонгация). Состав реакционной смеси для ПЦР: 38 мкл milli-Q H2O («Евроген», Россия), 5 мкл буфера (ООО «Компания Хеликон», Россия), 5 мкл набора dNTP (ЗАО «Евроген», Россия), по 0,5 мкл праймеров (ЗАО «Евроген», Россия), 0,5 мкл Taq-полимеразы (ООО «Компания Хеликон», Россия) и 1 мкл (50-100 нг) мДНК. Для уточнения таксономического положения изолятов использова­ли амплификацию и секвенирование ITS региона (800 п.н.), с применением праймеров FGPS 1490-72 (5'-TGCGGCTGGGGATCCCCTCCTT-3') и FGPL 132-38 (5'-CCGGGGTTTTCCCCATTCGG-3') [17]. Амплификацию проводили на приборе T100 Thermal Cycler («Bio-Rad», США). Количество ДНК оценивали визуально с помощью элек-трофореза в 1,0 % агарозном геле в 0,5½ TАE-буфере с использованием маркера молекулярной массы MassRuler («Fermentas», Литва).

Очищенную ДНК секвенировали на генетическом анализаторе ABI PRISM 3500xl («Life Technologies», США) на базе Центра коллективного пользования «Геномные технологии, протеомика и клеточная биология» Всероссийского НИИ сельскохозяйственной микробиологии (ЦКП ГТПиКБ ФГБНУ ВНИИСХМ). Полученные последовательности анализировали с помощью программы ChromasLite 2.6.4 (https://technelysium.com.au/wp/chromas/). Для множественного выравнивания и сравнения нуклеотидных последовательностей использовали программу ClustalOmega (https://www.ebi.ac.uk/To-ols/msa/clustalo/).

Поиск гомологичных последова­тельностей проводили с помощью базы данных NCBI GenBank (https://www.ncbi.nlm.nih.gov) и программы BLAST (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi). Для конструирования филогенетических деревьев использо­вали программу MEGA11 и метод Maximum Likelihood [18]. Нуклеотидные последовательности депонированы в базе данных GenBank под номера­ми: PV018831, PV052853, PV052854, PV052866, PV052892, PV052893, PV052906, PV052921, PV052922, PV052924, PV052925, PV052967, PV052968, PV053244, PV053246 и PV053297.

 

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Из клубеньков популяции Oxytropis czekanowskii, произрастающей в г. Норильске, было выделе­но 15 бактериальных изолятов, сформирова­вших колонии на 3-и - 5-е сутки. Анализ последовательностей гена 16S рРНК (rrs) позволил отнести полученные изоляты к шести родам порядка Hyphomicrobiales: Mesorhizobium (сем. Phyllobacteriaceae), Neorhizobium, Pararhizobium, Agrobacterium (сем. Rhizobiaceae), Bosea (сем. Boseaceae) и Tardiphaga (сем. Bradyrhizobiaceae). Из каждого клубенька было выделено не менее двух изолятов, имеющих разную таксономическую принадлежность, тогда как в одном случае из клубенька удалось изолировать штаммы, принадлежащие к родам Mesorhizobium, Neorhizobium, Bosea и Tardiphaga.  

На филогенетическом rrs и ITS дереве изоляты P10/1-1, P10/5-1, P10/3-2, P10/4-1 и P10/5-2 разделились на два кластера (Рис. 2 и 3). Rrs-кластер I сформировали изоляты P10/3-2, P10/4-1 и P10/5-2, а также типовые штаммы Neorhizobium vignae CCBAU 05176 и N. galegae HAMBI 540 при достаточно высоком уровне поддержки в 76 %, тогда как на ITS-дереве эти изоляты группировались при высоком уровне поддержки (86 %) с типовыми штаммами N. vignae CCBAU 05176, N. galegae HAMBI 540 и N. huautlense LMG 18254. Сходство изолятов P10/3-2, P10/4-1 и P10/5-2 по гену rrs со штаммами N. vignae CCBAU 05176^Т и N. galegae HAMBI 540^Т составило 99,92 и 99,71 %, соответственно, тогда как по ITS-гену изоляты показали различный уровень сходства с ближайшими типовыми штаммами (Табл. 1). Так, изоляты P10/4-1 и P10/5-2 показали 87.93 и 85.71 % сходства с N. vignae CCBAU 05176^Т, соответственно, тогда как изолят P10/3-2 был близок на уровне 92.47 % сходства с N. galegae HAMBI 540^Т. Таким образом, изоляты P10/4-1 и P10/5-2 были отнесены к виду N. vignae, тогда как изолят P10/3-2 был идентифицирован как Neorhizobium sp. Штамм N. vignae CCBAU 05176^Т был выделен из клубенька Astragalus dahuricus (Pall.) DC., произрастающего на территории Китая [19]. Анализ генома штамма показал присутствие в нем некоторых генов нодуляции (nodT) и азотфиксации (fixG) [20].

Rrs-кластер II был сформирован изолятами P10/1-1 и P10/5-1, а также типовыми штаммами Pararhizobium polonicum F5.1 и P. herbae DSM 26427 при высоком (87 %) уровне поддержки, тогда как на ITS-дереве эти изоляты группировались со 100 % уровнем поддержки с P. herbae DSM 26427^Т (Рис. 1 и 2). Сходство изолятов P10/1-1 и P10/5-1 со штаммами P. polonicum F5.1^Т и P. herbae DSM 26427^Т по гену rrs составило 99,61 и 99,34 %, соответственно, тогда как по гену ITS сходство изолятов с типовыми штаммами составило 82.12 - 83.19 и 97.92 - 98.82 %, соответственно (Табл. 1). Таким образом, изоляты P10/1-1 и P10/5-1 были отнесены к виду P. herbae. Штамм P. herbae DSM 26427^Т (= CCBAU 83011^T) был выделен из клубенька A. membranaceus (Fisch.) Bunge, произрастающего в Китае [21]. Показана способность штамма формировать азотфиксирующие и не эффективные клубеньки на растении-хозяине и Albizia julibrissin, соответственно, тогда как на культурных бобовых Phaseolus vulgaris, Medicago sativa, Pisum sativum и Trifolium pratense наличие клубеньков отмечено не было. Стоит отметить, что Neorhizobium и Pararhizobium недавно были выделены из многочисленного рода Rhizobium, многие представители которого способны вступать в симбиотические отношения с широким спектром дикорастущих и культурных видов бобовых растений [22, 23]. В исследовании пятидесяти ризобиальных изолятов, выделенных из дикорастущих видов Lathyrus и Oxytropis, собранных в северных районах Китая, была показана принадлежность большей части штаммов, соответственно, к представителям Rhizobium и Sinorhizobium [24].

Таблица 1. Сходство (%) последовательностей гена 16S рРНК и ITS-региона штаммов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, и типовых штаммов рода Neorhizobium и Pararhizobium

Table 1. Similarity (%) of the 16S rRNA gene sequences and the ITS region of strains isolated from O. сzekanowskii nodules and type strains of the genera Neorhizobium and Pararhizobium

Ближайший типовой штамм	Локус	Уровень сходства (%)
		Кластер I			Кластер II
		P10/3-2	P10/4-1	P10/5-2	P10/1-1	P10/5-1
N. galegae HAMBI 540	16S rRNA	99.71	99.71	99.71	95.40	95.39
	ITS	92.47	82.43	84.72	98.78	98.78
N. vignae CCBAU 05176	16S rRNA	99.92	99.92	99.92	95.42	95.42
	ITS	87.65	87.93	85.71	80.17	79.91
N. huautlense LMG 18254	16S rRNA	99.64	99.64	99.64	95.76	95.75
	ITS	79.48	78.91	78.53	66.04	65.85
P. herbae DSM 26427	16S rRNA	95.67	95.71	95.69	99.34	99.34
	ITS	66.67	70.27	66.07	98.82	97.92
P. giardinii USDA 2914	16S rRNA	95.74	95.78	95.76	99.21	99.21
	ITS	67.48	70.17	70.22	81.34	80.38
P. polonicum F5.1	16S rRNA	94.97	94.97	94.97	99.61	99.61
	ITS	68.76	69.78	68.37	83.19	82.12

 

 

Рисунок 2. Филогенетическое дерево построено на основании нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК изолятов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, а также пред­ставителей родственных видов Neorhizobium, Pararhizobium, Rhizobium и Ensifer. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Кластеры I и II сформированы с участием изолятов, полученных в работе. Указаны уровни поддержки более 50 %

Figure 2. Phylogenetic tree constructed based on nucleotide sequences of 16S rRNA genes of isolates obtained from O. сzekanowskii nodules, as well as representatives of related species Neorhizobium, Pararhizobium, Rhizobium and Ensifer. The obtained isolates are shown in bold. Type strains are marked with the letter T. Clusters I and II were formed with the participation of isolates obtained in the work. Support levels of more than 50 % are indicated

 

Рисунок 3. Филогенетическое дерево построено на основании нуклеотидных последовательностей ITS-региона изолятов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, а также пред­ставителей родственных видов Neorhizobium, Pararhizobium, Rhizobium и Ensifer. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Кластеры I и II сформированы с участием изолятов, полученных в работе. Указаны уровни поддержки более 50 %

Figure 3. The phylogenetic tree is constructed based on the nucleotide sequences of the ITS region of isolates obtained from O. сzekanowskii nodules, as well as representatives of related species Neorhizobium, Pararhizobium, Rhizobium and Ensifer. The isolates obtained are shown in bold. Type strains are marked with the letter T. Clusters I and II are formed with the participation of isolates obtained in the work. Support levels of more than 50 % are indicated

На филогенетическом rrs-дереве изолят P10/3-1 кластеризовался с типовыми штаммами Mesorhizobium qingshengii CCBAU 33460, M. shangrilense CCBAU 65327 и M. australicum WSM2073 при достаточно высоком (76 %) уровне поддержки, тогда как на ITS- дереве этот изолят группировался при высоком (92 %) уровне поддержки со штаммами M. qingshengii CCBAU 33460^Т и M. shangrilense CCBAU 65327^Т (Рис. 4 и 5). Сходство изолята со штаммами M. qingshengii CCBAU 33460^Т, M. shangrilense CCBAU 65327^Т и M. australicum WSM2073^Т по гену rrs составило 100, 99,78 и 99,57 %, соответственно, тогда как по гену ITS сходство изолятов с этими типовыми штаммами составило 96.05, 89.71 и 87.02 %, соответственно (Табл. 2). Отметим, что при высоком уровне rrs-сходства (99,86 %) изолята P10/3-1 и типового штамма M. loti LMG6125, общего кластера они не образовывали, а уровень сходства между ними по гену ITS был самым низким по сравнению с остальными вариантами. Таким образом, изолят P10/3-1 был идентифицирован как вид M. qingshengii. Штамм M. qingshengii CCBAU 33460^Т выделен из клубенька A. sinicus Linn., произрастающего на юго-востоке Китая, и был способен формировать эффективный симбиоз с растением-хозяином и A. adsurgens Pall., тогда как на культурных бобовых Cicer arietinum, Lotus corniculatus, Arachis hypogaea, Glycine max, Trifolium repens, Pisum sativum и Medicago sativa клубеньков образовано не было [25]. В настоящее время род Mesorhizobium включает 68 достоверно описанных видов из разных местообитаний, из них 53 вида выделены из корневых клубеньков различных видов бобовых растений [26]. Недавно, из клубеньков узкоэндемичных видов бобовых O. erecta, O. anadyrensis, O. kamtschatica и O. pumilio, произрастающих на полуострове Камчатка, было выделено значительное таксономическое разнообразие изолятов, принадлежащих к порядку Hyphomicrobiales: род Rhizobium (сем. Rhizobiaceae), Mesorhizobium и Phyllobacterium (сем. Phyllobacteriaceae), Bosea (сем. Boseaceae) и Tardiphaga (сем. Bradyrhizobiaceae), однако только штаммы Mesorhizobium были способны образовывать азотфиксирующие клубеньки на растениях-хозяевах [13].

 

Таблица 2. Сходство (%) последовательностей гена 16S рРНК и ITS-региона штамма P10/3-1, выделенного из клубенька O. сzekanowskii, и ближайших типовых штаммов, принадлежащих к роду Mesorhizobium

Table 2. Similarity (%) of the 16S rRNA gene sequences and the ITS region of the P10/3-1 strain isolated from the O. сzekanowskii nodule and the closest type strains belonging to the genus Mesorhizobium

Ближайший типовой штамм	Локус	Уровень сходства (%)
M. qingshengii CCBAU 33460	16S rRNA	100
	ITS	96.05
M. shangrilense CCBAU 65327	16S rRNA	99.78
	ITS	89.71
M. australicum WSM2073	16S rRNA	99.57
	ITS	87.02
M. loti LMG6125	16S rRNA	99.86
	ITS	86.50

 

Рисунок 4. Филогенетическое дерево построено на основании нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК изолятов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, а также пред­ставителей родственных видов Mesorhizobium. Полученный изолят обозначен жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Указаны уровни поддержки более 50 %

Figure 4. Phylogenetic tree constructed based on nucleotide sequences of 16S rRNA genes of isolates obtained from O. сzekanowskii nodules and representatives of related Mesorhizobium species. The obtained isolate is shown in bold. Type strains are marked with the letter T. Support levels greater than 50 % are indicated

 

Рисунок 5. Филогенетическое дерево построено на основании нуклеотидных последовательностей генов ITS-региона изолятов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, а также пред­ставителей родственных видов Mesorhizobium. Полученный изолят обозначен жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Указаны уровни поддержки более 50 %

Figure 5. Phylogenetic tree constructed based on the nucleotide sequences of the ITS region genes of isolates obtained from O. сzekanowskii nodules, as well as representatives of related Mesorhizobium species. The obtained isolate is shown in bold. Type strains are marked with the letter T. Support levels greater than 50% are indicated.

Филогенетический анализ изолятов P10/4-3, P10/3-3, P10/5-4, P10/3-5, P10/2-3, P10/1-3 и P10/4-4 на rrs-дереве показал их разделение на четыре кластера (Рис. 6). Кластер I сформировали изоляты P10/4-3 и P10/3-3 совместно с типовыми штаммами Bosea psychrotolerans 1131 и B. vaviloviae Vaf-18 при высоком (86 %) уровне поддержки. Сходство изолятов P10/4-3 и P10/3-3 с обоими типовыми штаммами по rrs-гену составило 99,93 % (Табл. 3). Кластер II образовал изолят P10/5-4, не группировавшийся ни с одним типовым штаммом. Уровень сходства изолята по rrs-гену с ближайшими типовыми штаммами B. psychrotolerans 1131 и B. lathyri R-46060 составил 99,42 %. В кластер III входил только изолят P10/3-5, показавший ближайшее родство на уровне 99,21 % с типовым штаммом B. lathyri R-46060. Кластер Ⅳ формировали изоляты P10/2-3, P10/1-3 и P10/4-4 при высокой (87 %) поддержке, показавшие низкий (<98,80 %) уровень сходства с ближайшим типовым штаммом B. massiliensis 63287. Таким образом, изоляты P10/2-3, P10/1-3 и P10/4-4, предположительно, могут относится к новому виду микроорганизмов, для описания которого необходимо в том числе проведение полногеномного секвенирования с последующим филогенетическим анализом. Известно, что для представителей рода Bosea и Tardiphaga, способность к самостоятельному формированию клубеньков до сих пор не показана, несмотря на их частое выделение из клубеньков дикорастущих бобовых [27-29]. Однако, в геномных последовательностях представителей этих родов было показано присутствие некоторых симбиотических (sym) генов, ответственных за формирование клубеньков и фиксацию азота, что может косвенно свидетельствовать в пользу опосредованного влияния штаммов Bosea и Tardiphaga на эффективность бобово-ризобиального симбиоза [13, 30].

Таблица 3. Сходство (%) последовательностей гена 16S рРНК штаммов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, и типовых штаммов рода Bosea

Table 3. Similarity (%) of the 16S rRNA gene sequences of strains isolated from O. сzekanowskii nodules and type strains of the genus Bosea

Ближайший типовой штамм	Уровень сходства (%)
	Кластер I		Кластер II	Кластер III	Кластер Ⅳ
	P10/4-3	P10/3-3	P10/5-4	P10/3-5	P10/2-3	P10/1-3	P10/4-4
B. psychrotolerans 1131	99.93	99.93	99.42	99.06	98.71	98.63	98.63
B. vaviloviae Vaf-18	99.86	99.86	99.35	98.99	98.63	98.71	98.71
B. lathyri R-46060	99.21	99.21	99.42	99.21	98.78	98.64	98.64
B. massiliensis 63287	98.20	98.20	98.13	98.78	98.78	98.78	98.78

 

 

 

Рисунок 6.  Филогенетическое дерево построено на основании нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК изолятов, выделенных из клубеньков O. сzekanowskii, а также пред­ставителей родственных видов Bosea. Полученные изоляты обозначены жирным шрифтом. Типовые штаммы отмечены литерой Т. Кластеры I - IV сформированы с участием изолятов, полученных в работе. Указаны уровни поддержки более 50 %

Figure 6. Phylogenetic tree constructed based on nucleotide sequences of 16S rRNA genes of isolates obtained from O. сzekanowskii nodules, as well as representatives of related Bosea species. The obtained isolates are shown in bold. Type strains are marked with the letter T. Clusters I - IV were formed with the participation of isolates obtained in the work. Support levels of more than 50% are indicated.

 

Таким образом, из клубеньков дикорастущего бобового O. czekanowskii, собранного в окрестностях г. Норильска, было выделено большое таксономическое разнообразие бактерий, относящихся к шести родам и четырем семействам порядка Hyphomicrobiales: Mesorhizobium (сем. Phyllobacteriaceae), Neorhizobium, Pararhizobium, Agrobacterium (сем. Rhizobiaceae), Bosea (сем. Boseaceae) и Tardiphaga (сем. Bradyrhizobiaceae). Причем в каждом клубеньке удалось выявить представителей не менее двух ризобиальных родов. Наибольшее число изолятов относилось к Bosea, для представителей которых способность к формированию симбиоз с бобовыми, судя по литературным данным, не показана. На основе филогенетического анализа генов rrs и ITS изоляты P10/4-1 и P10/5-2 были отнесены к виду N. vignae, изоляты P10/1-1 и P10/5-1 - к виду P. herbae, тогда как изолят P10/3-1 был идентифицирован как M. qingshengii. При этом изоляты Bosea sp. P10/2-3, P10/1-3 и P10/4-4, показавшие низкий уровень сходства с ближайшим типовым штаммом, потенциально могут быть отнесены к новому виду микроорганизмов. У выявленных представителей основных симбиотических групп Mesorhizobium, Neorhizobium и Pararhizobium будет изучена способность формировать азотфиксирующий симбиоз с дикорастущими и культурными бобовыми в условиях микровегетационных опытов, тогда как полногеномное секвенирование штаммов позволит изучить разнообразие целевых практически-ценных генов. Дикорастущие бобовые Арктики являются уникальным источником ценных генетических ресурсов холодоустойчивых клубеньковых бактерий. Изучение их симбиотических взаимоотношений позволит создавать высокоадаптированные и устойчивые бобово-ризобиальные системы перспективные при создании высокопродуктивных многолетних пастбищных и сенокосных фитоценозов в экстремальных почвенно-климатических условиях Крайнего Севера.

About the authors

Edgar A. Sekste

1All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: sekste_edgar@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-9753-8303
SPIN-code: 3761-0525
Russian Federation

Anna Sazanova

Federal State Budget Scientific Institution All Russia Research Institute for Agricultural Microbiology (FSBSI ARRIAM)

Author for correspondence.
Email: al.sazanova@arriam.ru
ORCID iD: 0000-0002-4808-320X
Russian Federation

Irina G. Kuznetsova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: ig.kuznetsova@arriam.ru
ORCID iD: 0000-0003-0260-7677
SPIN-code: 8243-4870
Russian Federation

Polina V. Guro

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: guro.pv@arriam.ru
ORCID iD: 0000-0001-5754-6926
SPIN-code: 3927-5889
Russian Federation

Nina Yu Tikhomirova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: ny.tikhomirova@arriam.ru
ORCID iD: 0000-0001-8530-6698
Russian Federation

Igor N Pospelov

A.N. Severtsov Institute of Ecology and Evolution

Email: pleuropogon@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-9564-5589
SPIN-code: 7455-4750
Russian Federation

Irina A. Alekhina

Arctic and Antarctic Research Institute

Email: alekhina@aari.ru
ORCID iD: 0000-0001-9820-8675
SPIN-code: 5000-0501
Russian Federation

Andrey A. Belimov

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: belimov@rambler.ru
ORCID iD: 0000-0002-9936-8678
SPIN-code: 5630-5537

DrSci, Head of Laboratory of Rhizosphere Microflora

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

Vera I. Safronova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: v.safronova@rambler.ru
ORCID iD: 0000-0003-4510-1772

PhD, Head, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

Denis S. Karlov

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Email: makondo07@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-9030-8820
SPIN-code: 8355-8091
ResearcherId: E-2552-2014

PhD, Junior Researcher, Russian Collection of Agricultural Microorganisms

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

References

Supplementary files