Полногеномный поиск ассоциаций с показателями тушки у царскосельской породы кур



Цитировать

Полный текст

Аннотация

Актуальность. Эффективность современных селекционных программ в птицеводстве во многом зависит от генотипирования животных. На основании данных генотипирования можно проводить полногеномный поиск ассоциаций (GWAS) – анализ массива генотипов, который выявляет взаимосвязь между фенотипическими признаками и геномом. В отечественном птицеводстве актуальной задачей остается развитие локальной племенной базы для производства мяса птицы – важного источника белка в питании человека. Для достижения этой цели необходимо генотипировать имеющиеся генетические ресурсы и установить регионы в геноме, ответственные за проявление мясной продуктивности.

Цель – проведение полногеномного поиска ассоциаций с показателями тушки у царскосельской породы кур для установления генетических детерминант мясной продуктивности.

Материалы и методы. Материалом для исследования стала царскосельская порода кур (96 голов). Данные генотипирования получены при помощи чипа Illumina Chicken 60K SNP iSelectBeadChip (Illumina Inc., США), а GWAS – при помощи EMMAX с применением поправки Бонферрони. Общегеномная значимость оценена при помощи метода simple в R, расчет эффективного числа независимых тестов – с помощью программы Meff. Аннотирование генов проведено в геномном браузере ENSEMBL, сборка генома GRCg6a.

Результаты. Для 8 из 12 признаков получено 11 предположительно значимых SNP (2,31E-05) на хромосомах 1,3,11,12,15,22,23 и 27. Наибольшее число SNP обнаружено для показателя массы мышц бедра (МБ) – 3 SNP, а также для массы мышц груди (МГр) – 2 SNP. Для оставшихся показателей получено по 1 SNP. Всего идентифицировано 16 генов, ассоциированных с иммунитетом (SKAP1, DCAF1, ISCU, TRAFD1), метаболизмом (GPATCH1, CMKLR1, TBC1D15, RAB21), остеогенезом (GPM6B, RAB9A, TRAPPC2), синтезом белка (RPL6), биосинтезом серотонина и пищевым поведением (TPH2), миогенезом (AGO3), морфогенезом (UNC5D) и реакцией на повреждение ДНК (CLSPN).

Выводы. Полученные результаты могут быть использованы в селекции царскосельской породы и могут быть рекомендованы к апробации в других породах кур

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Анастасия Ивановна Азовцева

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных-филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный исследовательский центр животноводства — ВИЖ имени академика Л. К. Эрнста» (ВНИИГРЖ)

Автор, ответственный за переписку.
Email: ase4ica15@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-2963-378X
SPIN-код: 5784-2786

младший научный сотрудник,

лаборатория молекулярной генетики

Россия, г. Санкт-Петербург, пос. Тярлево, Московское шоссе, д. 55а

Анна Евгеньевна Рябова

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных-филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный исследовательский центр животноводства — ВИЖ имени академика Л. К. Эрнста» (ВНИИГРЖ)

Email: aniuta.riabova2016@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-2362-2892
SPIN-код: 4336-0310

младший научный сотрудник,

лаборатория молекулярной генетики

Россия, г. Санкт-Петербург, пос. Тярлево, Московское шоссе, д. 55а

Наталия Викторовна Дементьева

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных-филиал Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Федеральный исследовательский центр животноводства — ВИЖ имени академика Л. К. Эрнста» (ВНИИГРЖ)

Email: dementevan@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0210-9344
SPIN-код: 8768-8906

Заведующая лабораторией молекулярной генетики, ведущий научный сотрудник, кандидат биологических наук

Россия, г. Санкт-Петербург, пос. Тярлево, Московское шоссе, д. 55а

Список литературы

  1. 1. Lourenco D.A., Fragomeni B.O., Tsuruta S., et al. Accuracy of estimated breeding values with genomic information on males, females, or both: an example on broiler chicken // Genet Sel Evol. 2015. Vol. 47, N 1. ID 56. doi: 10.1186/s12711-015-0137-1
  2. 2. Misztal I., Lourenci D., Legarra A. Current status of genomic evaluation // J Anim Sci. 2020. – Vol. 98, N 4. ID skaa101. doi: 10.1093/jas/skaa101
  3. 3. Kang H., Lu Y. Zhang W., et al. Genome-wide association study identifies a novel candidate gene for egg production traits in chickens // Anim Genet. 2024. Vol. 55, N 3. P. 480-483. doi: 10.1111/age.13427
  4. 4. Xiao L., Qi L., Fu R., et al. A large-scale comparison of the meat quality characteristics of different chicken breeds in South China // Poult Sci. 2024. Vol. 103, N 6. ID 103740. doi: 10.1016/j.psj.2024.103740
  5. 5. Hua G., Chen J., Wang J., et al. Genetic basis of chicken plumage color in artificial population of complex epistasis // Anim Genet. 2021. Vol. 52, N 5. P. 656-666. doi: 10.1111/age.13094
  6. 6. Chen A., Zhao X., Wen J., et al. Genetic parameter estimation and molecular foundation of chicken beak shape // Poult Sci. 2024. Vol. 103, N 6. ID 103666. doi: 10.1016/j.psj.2024.103666
  7. 7. Chen A., Zhao X., Zhao X., et al. Genetic Foundation of Male Spur Length and Its Correlation with Female Egg Production in Chickens // Animals (Basel). 2024. Vol. 14, N 12. ID 1780. doi: 10.3390/ani14121780
  8. 8. Pan R., Qi L. Xu Z., et al. Weighted single-step GWAS identified candidate genes associated with carcass traits in a Chinese yellow-feathered chicken population // Poult Sci. 2024. Vol. 103, N 2. ID 103341. doi: 10.1016/j.psj.2023.103341
  9. 9. Huang S., He Y., Ye S., et al. Genome-wide association study on chicken carcass traits using sequence data imputed from SNP array // J Appl Genet. 2018. Vol. 59, N 3. P. 335-344. doi: 10.1007/s13353-018-0448-3
  10. 10. Zhao D., Liu R., Tan X., et al. Large-scale transcriptomic and genomic analyses reveal a novel functional gene SERPINB6 for chicken carcass traits // J Anim Sci Biotechnol. 2024.Vol. 15, N 1. ID 70. doi: 10.1186/s40104-024-01026-3
  11. 11. Kanlisi R.A., Amuzu-Aweh E.N., Naazie A., et al. Genetic architecture of body weight, carcass, and internal organs traits of Ghanaian local chickens // Front Genet. 2024. Vol. 15. ID 1297034. doi: 10.3389/fgene.2024.1297034
  12. 12. Zhang H., Shen L.Y., Xu Z.C., et al. Haplotype-based genome-wide association studies for carcass and growth traits in chicken // Poult Sci. 2020. Vol. 99, N 5. P. 2349-2361. doi: 10.1016/j.psj.2020.01.009
  13. 13. Zhang Z., Zhong H., Lin S., et al. Polymorphisms of AMY1A gene and their association with growth, carcass traits and feed intake efficiency in chickens // Genomics. 2021. Vol. 113, N 2. P. 583-594. doi: 10.1016/j.ygeno.2020.10.041
  14. 14. Tan X., Liu R., Zhao D., et al. Large-scale genomic and transcriptomic analyses elucidate the genetic basis of high meat yield in chickens // J Adv Res. 2024. Vol. 55. P. 1-16. doi: 10.1016/j.jare.2023.02.016
  15. 15. Miranda C., Batista S., Mateus T.L., et al. A Preliminary Investigation of Salmonella Populations in Indigenous Portuguese Layer Hen Breeds // Animals (Basel). 2023. Vol. 13, N. 21. ID 3389. doi: 10.3390/ani13213389
  16. 16. Stefanetti V., Mancinelli A.C., Pascucci L., et al. Effect of rearing systems on immune status, stress parameters, intestinal morphology, and mortality in conventional and local chicken breeds // Poult Sci. 2023. Vol. 102, N 12. ID 103110. doi: 10.1016/j.psj.2023.103110
  17. 17. Вахрамеев А.Б., Дементьева Н.В., Федорова З.Л., и др. Оценка продуктивности породы кур царскосельская // Птицеводство. 2024. № 1. С. 5-11. doi: 10.33845/0033-3239-2024-73-1-5-11. EDN: WAHDEJ.
  18. 18. Vakhrameev A.B., Narushin, V.G., Larkina T.A., et al. Selection-driven chicken phenome and phenomenon of pectoral angle variation across different chicken phenotypes // Livestock Science. 2022. Vol. 264. ID 105067. doi.org/10.1016/j.livsci.2022.105067
  19. 19. Dadousis C., Somavilla A., Ilska J.J., et al. A genome-wide association analysis for body weight at 35 days measured on 137,343 broiler chickens // Genet Sel Evol. 2021. Vol. 53, N 1. ID 70. doi: 10.1186/s12711-021-00663-w
  20. 20. Рябова А.Е., Азовцева А.И., Дементьева Н.В. Влияние полиморфизма A503G в гене LCORL на живую массу петухов царскосельской породы // Аграрный вестник Северного Кавказа. 2023. № 3. C. 25-28. doi: 10.31279/2222-9345-2023-14-51-25-28. EDN: JKPUNL
  21. 21. Devatkal S.K., Naveena B.M., Kotaiah T. Quality, composition, and consumer evaluation of meat from slow-growing broilers relative to commercial broilers // Poult Sci. 2019. Vol. 98, N 11. P. 6177-6186. doi: 10.3382/ps/pez344
  22. 22. Petracci M., Mudalal S., Soglia F., Cavani C. Meat quality in fast-growing broiler chickens // World’s Poultry Science Journal. 2015. Vol. 71. P. 363-374. doi: 10.1017/S0043933915000367
  23. 23. Hampton J.O., Hyndman T.H., Allen B.L., Fischer B. Animal Harms and Food Production: Informing Ethical Choices // Animals (Basel). 2021. Vol. 11, N 5. ID 1225. doi: 10.3390/ani11051225
  24. 24. Lee S.B., Shewale J.G. DNA Extraction Methods in Forensic Analysis // Encyclopedia of Analytical Chemistry // New-Jersey, USA. John Wiley & Sons, Ltd. 2006. P. 1-18. Online ISBN: 9780470027318. doi: 10.1002/9780470027318
  25. 25. Chini C.C., Chen J. Human claspin is required for replication checkpoint control // J Biol Chem. 2003. Vol. 278, N 32. P. 30057-30062. doi: 10.1074/jbc.M301136200
  26. 26. Yuan J., Sun C., Dou T., et al. Identification of Promising Mutants Associated with Egg Production Traits Revealed by Genome-Wide Association Study // PLoS one. 2015. Vol. 10, N 10. ID e0140615. doi: 10.1371/journal.pone.0140615
  27. 27. Zhao X., Tang S., Lei Z., et al. circAGO3 facilitates NF-κB pathway-mediated inflammatory atrophy in chicken skeletal muscle via the miR-34b-5p/TRAF3 axis // Int J Biol Macromol. 2024. Vol. 283, Pt 3. ID 137614. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2024.137614
  28. 28. Rajasekharan S., Kennedy T.E. The netrin protein family // Genome Biol. 2009. Vol. 10, N 9. ID 239. doi: 10.1186/gb-2009-10-9-239
  29. 29. Takemoto M., Hattori Y., Zhao H., et al. Laminar and Areal Expression of Unc5d and Its Role in Cortical Cell Survival // Cereb Cortex. 2011. Vol. 21, N 8. P. 1925-1934. doi: 10.1093/cercor/bhq265
  30. 30. Habimana R., Ngeno K., Okeno T.O., et al. Genome-Wide Association Study of Growth Performance and Immune Response to Newcastle Disease Virus of Indigenous Chicken in Rwanda // Front Genet. 2021. Vol. 12. ID. 723980. doi: 10.3389/fgene.2021.723980
  31. 31. Liu C., Raab M., Gui Y., Rudd C.E. Multi-functional adaptor SKAP1: regulator of integrin activation, the stop-signal, and the proliferation of T cells // Front Immunol. 2023. Vol. 12. ID 1192838. doi: 10.3389/fimmu.2023.1192838
  32. 32. Huang F., Yao W., Sun B., Fujinaga K. DCAF1 inhibits the NF-κB pathway by targeting p65 // Immunol Lett. 2022. Vol. 249. P. 33-42. doi: 10.1016/j.imlet.2022.08.005
  33. 33. Yang Q., Liu H., Xi Y., et al. Genome-wide association study for bone quality of ducks during the laying period // Poult Sci. 2024. Vol. 103, N 5. ID 103575. doi.org/10.1016/j.psj.2024.103575
  34. 34. Азовцева А.И., Дементьева Н.В. Факторы, влияющие на крепость костяка кур // Генетика и разведение животных. 2023. № 3. С.74-85. doi: 10.31043/2410-2733-2023-3-74-85. EDN: FFLJXL
  35. 35. Montealegre S., Lebigot E., Debruge H., et al. FDX2 and ISCU Gene Variations Lead to Rhabdomyolysis With Distinct Severity and Iron Regulation // Neurol Genet. 2022. Vol. 8, N 1. ID e648. doi: 10.1212/nxg.0000000000000648
  36. 36. Legati A., Reyes A., Ceccatelli Berti C., et al. A novel de novo dominant mutation in ISCU associated with mitochondrial myopathy // J Med Genet. 2017. Vol. 54, N 12. P.815-824. doi: 10.1136/jmedgenet-2017-104822
  37. 37. Saha P.P., Kumar S.K.P., Srivastava S., et al. The presence of multiple cellular defects associated with a novel G50E iron-sulfur cluster scaffold protein (ISCU) mutation leads to development of mitochondrial myopathy // J Biol Chem. 2014. Vol. 289, N 15. P. 10359-10377. doi: 10.1074/jbc.M113.526665
  38. 38. Zheng A., Zhang A., Chen Z., et al. Molecular mechanisms of growth depression in broiler chickens (Gallus Gallus domesticus) mediated by immune stress: a hepatic proteome study // J Anim Sci Biotechnol. 2021. Vol. 12, N 1. ID 90. doi: 10.1186/s40104-021-00591-1
  39. 39. Witwicka H., Jia H., Kutikov A., et al. TRAFD1 (FLN29) Interacts with Plekhm1 and Regulates Osteoclast Acidification and Resorption // PLoS one. 2015. Vol. 10, N 5. ID e0127537. doi: 10.1371/journal.pone.0127537
  40. 40. Hou X., Zhang R., Yang M., et al. Characteristics of Transcriptome and Metabolome Concerning Intramuscular Fat Content in Beijing Black Pigs // J Agric Food Chem. 2023. Vol. 71, N 42. P. 15874-15883. doi: 10.1021/acs.jafc.3c02669
  41. 41. Khatter H., Myasnikov A.G., Natchiar S.K., Klaholz B.P. Structure of the human 80S ribosome // Nature. 2015. Vol. 520, N 7549. P. 640-645. oi:10.1038/nature14427
  42. 42. Feng X., Cao X., Zhu R., Huang J. Selection and validation of reference genes for RT-qPCR in adipose and longissimus dorsi muscle tissues of buffalo // Anim Biotechnol. 2022. Vol. 33, N 3. P. 526-535. doi: 10.1080/10495398.2020.1811715
  43. 43. Uechi T., Nakajima Y., Nakao A., et al. Ribosomal protein gene knockdown causes developmental defects in zebrafish // PLoS one. 2006. Vol. 1, N 1. ID e37. doi: 10.1371/journal.pone.0000037
  44. 44. Estienne A., Bernardi O., Ramé C., et al. The influence of selection in wild pheasant (Phasianus colchicus) breeding on reproduction and the involvement of the chemerin system // Poult Sci. 2023. Vol. 102, N 1. ID 102248. doi: 10.1016/j.psj.2022.102248
  45. 45. Estienne A., Brossaud A., Ramé C., et al. Chemerin is secreted by the chicken oviduct, accumulates in egg albumen and could promote embryo development // Sci Rep. 2022. Vol. 12, N 1. ID 8989. doi: 10.1038/s41598-022-12961-4
  46. 46. Bernardi O., Ramé C., Reverchon M., Dupont J. Expression of chemerin and its receptors in extra-embryonic annexes and role of chemerin and its GPR1 receptor in embryo development in layer and broiler hens // Poult Sci. 2024. Vol. 103, N 2. ID 103339. doi: 10.1016/j.psj.2023.103339
  47. 47. Ophélie B., Christelle R., Maxime R., et al. Chemerin abundance in egg white and its expression with receptors in extra-embryonic annexes of Pekin ducks: implications for embryo development // Poult Sci. 2024. Vol. 103, N 9. ID 103997. doi: 10.1016/j.psj.2024.103997
  48. 48. Ernst M.C., Haidl I.D., Zúñiga L.A., et al. Disruption of the chemokine-like receptor-1 (CMKLR1) gene is associated with reduced adiposity and glucose intolerance // Endocrinology. 2012. Vol. 153, N 2. P. 672-682. doi: 10.1210/en.2011-1490
  49. 49. Xu J., Li Y., Lv Y., et al. Molecular Evolution of Tryptophan Hydroxylases in Vertebrates: A Comparative Genomic Survey // Genes (Basel). 2019. Vol. 10, N 3. ID 203. doi: 10.3390/genes10030203
  50. 50. Li S., Li X., Wang K., et al. Gut microbiota intervention attenuates thermogenesis in broilers exposed to high temperature through modulation of the hypothalamic 5-HT pathway //J Anim Sci Biotechnol. 2023. Vol. 14, N 1. ID 159. doi: 10.1186/s40104-023-00950-0
  51. 51. Jiang J., Qi L., Lv Z., et al. Dietary stevioside supplementation increases feed intake by altering the hypothalamic transcriptome profile and gut microbiota in broiler chickens // J Sci Food Agric. 2021. Vol. 101, N 5. P. 2156-2167. doi: 10.1002/jsfa.10838.
  52. 52. Peralta E.R., Martin B.C., Edinger A.L. Differential effects of TBC1D15 and mammalian Vps39 on Rab7 activation state, lysosomal morphology, and growth factor dependence // J Biol Chem. 2010. Vol. 285, N 22. P. 16814-16821. doi: 10.1074/jbc.M110.111633
  53. 53. Wu J., Cheng D., Liu L., et al. TBC1D15 affects glucose uptake by regulating GLUT4 translocation // Gene. 2019. Vol. 683. P. 210-215. doi: 10.1016/j.gene.2018.10.025
  54. 54. Turcot V., Lu Y., Highland H.M., et al. Protein-altering variants associated with body mass index implicate pathways that control energy intake and expenditure in obesity // Nat Genet. 2018. Vol. 50, N 1. P. 26-41. doi: 10.1038/s41588-017-0011-x
  55. 55. Anderson H.C. Matrix vesicles and calcification // Curr Rheumatol Rep. 2003. Vol. 5, N 3. P. 222-226. doi: 10.1007/s11926-003-0071-z
  56. 56. Drabek K., van de Peppel J., Eijken M., van Leeuwen J.P. GPM6B regulates osteoblast function and induction of mineralization by controlling cytoskeleton and matrix vesicle release // J Bone Miner Res. 2011. Vol. 26, N 9. P. 2045-2051. doi: 10.1002/jbmr.435
  57. 57. Thant L., Kakihara Y., Kaku M., et al. Involvement of Rab11 in osteoblastic differentiation: Its up-regulation during the differentiation and by tensile stress // Biochem Biophys Res Commun. 2022. Vol. 624. P. 16-22. doi: 10.1016/j.bbrc.2022.07.061
  58. 58. Fedorov V.B., Goropashnaya A.V., Tøien Ø., et al. Preservation of bone mass and structure in hibernating black bears (Ursus americanus) through elevated expression of anabolic genes // Funct Integr Genomics. 2012. Vol. 12, N 2. P. 357-365. doi: 10.1007/s10142-012-0266-3
  59. 59. Yunis J.J., Yunis L.K. The family reported to have X-linked Dyggve-Melchior-Clausen syndrome instead has X-linked SEDT caused by a novel TRAPPC2 frameshift variant // Clin Genet. 2023. Vol. 103, N 6. P. 720-722. doi: 10.1111/cge.14301
  60. 60. Lou G., Zhao Y., Zhao H., et al. Functional analysis of a novel nonsense variant c.91A>T of the TRAPPC2 gene in a Chinese family with X-linked recessive autosomal spondyloepiphyseal dysplasia tarda // Front Genet. 2023. Vol. 14. ID 1216592. doi: 10.3389/fgene.2023.1216592

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор,


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 89324 от 21.04.2025.