Микрофлюидные устройства, адаптированные для культивирования стволовых клеток (обзор)
- Авторы: Тепляшина Е.А1, Кутяков В.А1, Шадрина Л.Б1, Салмина А.Б2
-
Учреждения:
- ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ
- ФГБНУ «научный центр неврологии» Министерства науки и высшего образования РФ
- Выпуск: Том 24, № 11 (2021)
- Страницы: 3-8
- Раздел: Статьи
- URL: https://journals.eco-vector.com/1560-9596/article/view/112893
- DOI: https://doi.org/10.29296/25877313-2021-11-01
- ID: 112893
Цитировать
Полный текст
Открытый доступ
Доступ предоставлен
Доступ платный или только для подписчиков
Аннотация
В настоящее время важное значение для исследований в области молекулярной биологии, нейробиологии и клинической медицины занимают микрофлюидные устройства различной природы и наполнения. Созданные на основе специализированных функциональных элементов модифицированные микрофлюидные аналитические системы обладают уникальными свойствами, направленными на изучение клеточных структур и протекающих в них биохимических процессов. К функциональным преимуществам микрофлюидных устройств относят прежде всего: создание постоянного градиента концентрации реагирующих компонентов, небольшие размеры данных компонентов, минимальный расход реагентов, возможность постановки высокоточных экспериментов. Также микрофлюидные системы позволяют контролировать состояние клеточной микросреды посредством имитирования физиологических условий. Проанализированы наиболее перспективные векторы развития микрофлюидных технологий относительно культивирования клеточных культур различного происхождения. Рассмотрены параметры создания 3D-клеточных структур. Изучены возможности применения различных микрофлюидных систем относительно клеточных линий различного происхождения с целью исследования их функционирования и выявления определенных закономерностей развития. Обобщены методы культивирования клеточных культур другого происхождения с использованием микрофлюидных технологий, а именно: эксперименты, связанные с моделированием тканей печени, почек, клеток пульпы зуба, мышечной или хрящевой ткани.
Ключевые слова
Полный текст
Об авторах
Е. А Тепляшина
ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ
Email: elenateplyashina@mail.ru
к.б.н., доцент, кафедра биологической химии с курсом медицинской, фармацевтической и токсикологической химии г. Красноярск, Россия
В. А Кутяков
ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ
Email: victor-koutjakov@yandex.ru
к.б.н., доцент, кафедра биологической химии с курсом медицинской, фармацевтической и токсикологической химии г. Красноярск, Россия
Л. Б Шадрина
ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ
Email: shaliu@mail.ru
ассистент, кафедра биологической химии с курсом медицинской, фармацевтической и токсикологической химии г. Красноярск, Россия
А. Б Салмина
ФГБНУ «научный центр неврологии» Министерства науки и высшего образования РФ
Email: allasalmina@mail.ru
Отдел исследований мозга, д.м.н., профессор
Список литературы
- Bragheri F., Martinez Vazquez R., Osellame R. ThreeDimensional Microfabrication Using Two-Photon Polymerization. Microfluidics. 2020; 493-526. doi: 10.1016/b978-0-12-817827-0.00057-6.
- Спиров А.В. Подходы микрофлюидики в современной биологии развития. Онтогенез. 2018; 49(3): 165-180
- Gale B.K., A.R. Jafek, Lambert C.J., Goenner B.L., Moghimifam H., Nze U.C. Kamarapu S.K. A Review of Current Methods in Microfluidic Device Fabrication and Future Commercialization Prospects. Inventions. 2018; 3(60).
- Hansen C.L., Skordalakes E., Berger J.M., Quake S.R. A robust and scalable microfluidic metering method that allows protein crystal growth by free interface diffusion. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.2002; 99: 16531-16536.
- Takayama S., Ostuni E., LeDuc P., Naruse K., Ingber D.E., Whitesides G.M. Subcellular positioning of small molecules. Nature. 2001; 411: 1016.
- Son J., Samuel R., Gale B.K., Carrell D.T., Hotaling J.M. Separation of sperm cells from samples containing high concentrations of white blood cells using a spiral channel. Bio-microfluidics. 2017; 11; 054106.
- Jafek A.R., Harbertson, S., Brady H.; Samuel R., Gale B.K. Instrumentation for xPCR Incorporating qPCR and HRMA. Anal. Chem. 2018; 90: 7190-7196.
- Xia Y., Whitesides G.M. Soft Lithography. Annu. Rev. Mater. Sci. 1998; 28: 153-184.
- Pfohl T., Mugele F., Seemann R., Herminghaus S. Trends in Microfluidics with Complex Fluids. Chem Phys Chem. 2003; 4(12): 1291-1298. doi: 10.1002/cphc.200300847.
- Halldorsson S., Gomez-Sjoberg R., Lucumi E., Fleming R. Advantages and challenges of microfluidic cell culture in polydimethylsiloxane devices. Biosens. Bioelectron. 2015; 63: 218-231.
- Глушкова Е.Г., Максимова Е.С., Иванова Ю.А., Глушков В.С. Моделирование гемодинамических процессов в микроциркуляторном русле с помощью микрофлюидных устройств. Медицинская наука и образование Урала. 2020; 1: 140-144
- Bain G., Kitchens D., Yao M., Huettner J.E., Gottlieb D.I. Embryonic stem cells express neuronal properties in vitro. Dev Biol. 1995; 168: 342-357.
- Vina-Almunia J., Mas-Bargues C., Borras C. et al. Influence of Partial O(2) Pressure on the Adhesion, Proliferation, and Osteogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on beta-Tricalcium Phosphate Scaffold. Int. J. Oral Maxillo-fac. Implant. 2017; 32: 1251-1256.
- Chen C., Tang Q., Zhan Y., Yu M., Jing W., Tian W. Physiox-ia: A more effective approach for culturing human adipose-derived stem cells for cell transplantation. Stem Cell Res. Ther. 2018; 9: 148.
- Levi M., Hunt B.J. A critical appraisal of point-of-care coagulation testing in critically ill patients. J. Thromb. Haemost. 2015; 13: 1960-1967.
- Zhang C., Neelamegham S. Application of microfluidic devices in studies of thrombosis and hemostasis. Platelets. 2017; 28: 434-440.
- Cosson S., Lutolf M.P. Hydrogel microfluidics for the patterning of pluripotent stem cells. Sciecitific Report. 2014; 4(1): 4462.
- Li L., Tan D., Liu S., Jiao R., Yang X., Li F., Wu H., Huang W. Optimization of Factor Combinations for Stem Cell Differentiations on a Design-of-Experiment Microfluidic Chip. Anal. Chem. 2020; 92 (20): 14228-14235.
- Hidalgo L., Stephens P., Song B., Barrow D. Microfluidic Encapsulation Supports Stem Cell Viability, Proliferation, and Neuronal Differentiation. Tissue Engineering Part C: Methods. 2018; 24(3): doi: 10.1089/ten.TEC.2017.0368.
- Patel B.B., Sharifi F., Stroud D.P., Montazami R., Hashemi N.N., Sakaguchi D.S. 3D Microfibrous Scaffolds Selectively Promotes Proliferation and Glial Differentiation of Adult Neural Stem Cells: A Platform to Tune Cellular Behavior in Neural Tissue Engineering. Macromol Biosci. 2019; 19(2): e1800236. doi: 10.1002/mabi.201800236. Epub 2018 Nov 27.
Дополнительные файлы
