EVALUATION OF THE MITOCHONDRIA RESPIROMETRIC FUNCTION IN THE CONDITIONS OF PATHOLOGIES OF VARIOUS GENESES

全文:

оригинальнАЯ статья ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 УДК 576.308 (343) ОЦЕНКА РЕСПИРОМЕТРИЧЕСКОЙ ФУНКЦИИ МИТОХОНДРИЙ В УСЛОВИЯХ ПАТОЛОГИЙ РАЗЛИЧНОГО ГЕНЕЗА А.В. Воронков1, Д.И. Поздняков1, С.А. Нигарян1, Е.И. Хури1, К.А. Мирошниченко1, А.В. Сосновская1, Е.А. Олохова2 Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России Россия, 357532, г. Пятигорск, пр. Калинина, 11 2 ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет им. профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Минздрава России Россия, 660005, г. Красноярск, ул. Партизана Железняка, д. 1 1 Поступила в редакцию:18.12.2018 Принята к печати:11.02.2019 Цель исследования – оценить изменение респирометрической функции митохондрий в условиях различных патологий. Материалы и методы. Исследование выполнено на крысах самцах линии Wistar. В качестве модельных патологий в работе использовали экспериментальную фокальную ишемию головного мозга, черепно-мозговую травму, коронаро-окклюзионный инфаркт миокарда и мышечную дисфункцию. Фокальную ишемию воспроизводили методом необратимой термокоагуляции средней мозговой артерии. Черепно-мозговую травму моделировали методом свободного падения груза. Экспериментальный инфаркт миокарда воспроизводили лигированием нисходящей ветви левой коронарной артерии. Мышечную дисфункцию моделировали методом «принудительного плавания с 20% отягощением». Дыхательную функцию митохондрий оценивали методом респирометрии по изменению потребления кислорода при внесении в среду разобщителей митохондриального дыхания: олигомицин, ротенон и FCCP. Дополнительно оценивали интенсивность процесса гликолиза и активность дыхательных комплексов I, II, IV и V. С целью комплексной оценки респирометрической функции проводили ИФА-исследование с определением концентрации АТФ, митохондриальной АТФ-синтетазы, цитохром-с-оксидазы и НАДФ-оксидазы 4. Результаты. В ходе проведения исследования установлено, что в условиях экспериментальной ишемии головного мозга, черепно-мозговой травмы, инфаркта миокарда и мышечной дисфункции отмечено ухудшение АТФ-генерирующей способности митохондрий, максимального уровня дыхания и респираторной емкости, при этом снижение общей респирометрической функции сопровождалось усилением процессов гликолиза, которое носило некомпенсированный характер, а также дисфункцией митохондриальных комплексов I, II, IV и V, подтверждаемой увеличением активности НАДФ-оксидазы 4 и снижением активности цитохром-с-оксидазы и АТФ-синтетазы. В итоге наблюдаемые изменения респирометрической функции митохондрий способствовали уменьшению концентрации АТФ в условиях церебральной ишемии – в 3,2 раза (p<0,05), черепно-мозговой травмы – в 2,6 раза (p<0,05), инфаркта миокарда – в 1,8 раза (p<0,05) и мышечной дисфункции – в 4 раза (p<0,05). Заключение. Основываясь на полученных данных, можно предположить, что в условиях ишемии головного мозга, черепно-мозговой травмы, инфаркта миокарда и мышечной дисфункции наблюдается ухудшение респирометрической функции митохондрий с угнетением синтеза АТФ и усилением процессов гликолиза. Ключевые слова: ишемия головного мозга, инфаркт миокарда, черепно-мозговая травма, мышечная дисфункция, респирометрия митохондрий Для цитирования: А.В. Воронков, Д.И. Поздняков, С.А. Нигарян, Е.И. Хури, К.А. Мирошниченко, А.В. Сосновская, Е.А. Олохова.. Оценка респирометрической функции митохондрий в условиях патологий различного генеза. Фармация и фармакология. 2019;7(1): 20-31. DOI:10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 © А.В. Воронков, Д.И. Поздняков, С.А. Нигарян, Е.И. Хури, К.А. Мирошниченко, А.В. Сосновская, Е.А. Олохова, 2019 For citation: A.V. Voronkov, D.I. Pozdnyakov, S.A. Nigaryan, E.I. Khouri, K.A. Miroshnichenko, A.V. Sosnovskaya, E.A. Olokhova. Evaluation of the mitochondria respirometric function in the conditions of pathologies of various geneses. Pharmacy & Pharmacology. 2019;7(1):20-31. DOI:10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 20 Том 7, Выпуск 1, 2019 Research Article DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 EVALUATION OF THE MITOCHONDRIA RESPIROMETRIC FUNCTION IN THE CONDITIONS OF PATHOLOGIES OF VARIOUS GENESES A.V. Voronkov1, D.I. Pozdnyakov1, S.A. Nigaryan1, E.I. Khouri1, K.A. Miroshnichenko1, A.V. Sosnovskaya1, E.A. Olokhova2 Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University 11, Kalinin Ave., Pyatigorsk, Russia, 357532 2 Krasnoyarsk State Medical University n. a V.F. Voyno-Yasenetsky 1, Partizan Zheleznyak Str., Krasnoyarsk, Russia, 660005 1 Received: 18.12.2018 Принята к печати:11.02.2019 The aim of the paper is to assess the change in the mitochondrial respirometric function under conditions of various pathologies. Materials and methods. The study was performed on male Wistar rats. Experimental focal cerebral ischemia, traumatic brain injury, coronary occlusive myocardial infarction and muscle dysfunction were used as pathological models. Focal ischemia was reproduced by the method of irreversible thermocoagulation of the middle cerebral artery. Traumatic brain injury was modeled by the method of free fall of the load. Experimental myocardial infarction was reproduced by ligating the descending branch of the left coronary artery. Muscle dysfunction was modeled by the method of «forced swimming with a 20% burden». The respiratory function of mitochondria was assessed by the method of respirometry by the change in oxygen consumption when introducing mitochondrial respiration into the medium: Oligomycin, Rotenone and FCCP. Additionally, we evaluated the intensity of the glycolysis process and the activity of respiratory complexes I, II, IV and V. In order to comprehensively assess the respiratory function, an ELISA study was conducted to determine the concentration of ATP, mitochondrial ATP synthetase, cytochrome C oxidase and NADP-Oxidase 4. Results. In the course of the study it was established that under conditions of experimental cerebral ischemia, traumatic brain injury, myocardial infarction and muscle dysfunction, the ATP-generating ability of mitochondria the maximum breathing and respiratory capacity deteriorated, herby the decrease in overall respiratory function was accompanied by an increase in glycolysis, which was uncompensated, as well as dysfunction of mitochondrial complexes I, II, IV and V, confirmed by an increase in NADPH oxidase 4 activity and a decrease in cytochrome C oxidases and ATP synthetase. As a result, the observed changes in mitochondrial respiration function contributed to a decrease in ATP concentration under conditions of cerebral ischemia - by 3.2 times (p <0.05), traumatic brain injury – by 2.6 times (p <0.05), myocardial infarction – by 1.8 times (p <0.05) and muscle dysfunction – by 4 times (p <0.05). Conclusion. basing on the data obtained, we can assume that in conditions of cerebral ischemia, traumatic brain injury, myocardial infarction and muscle dysfunction, there is deterioration of the mitochondrial respirometric function with inhibition of ATP synthesis and increased glycolysis. Keywords: cerebral ischemia, myocardial infarction, traumatic brain injury, muscle dysfunction, respirometry of mitochondria ВВЕДЕНИЕ Митохондрии – клеточные органеллы, являющиеся основными источниками энергии в клетке, играющие также значимую роль в регуляции процессов каспаза-зависимого и каспаза-независимого путей апоптоза, редокс-сигнализации клетки [1]. В соответствии с этим выделяют три ведущие митохондриальные функции: респирометрическая – обеспечение синтеза макроэргов в процессе окислительно-восстановительных реакций в электрон-транспортной митохондриальной дыхательной цепи [2]; апоптоз-регулирующая – регуляция инициации и прогрессирования апоптотического сигнала [3] и антиоксидантная – инактивация свободных радикалов [4]. При этом основной функцией митохондрий является респирометрическая, которая обеспечивает взаимосвязь между редокс-состоянием клетки и активацией проапоптотических молекул [5]. На сегодняшний день установлено, что к числу «митохондриальных болезней», патогенез которых ассоциирован с наруVolume VII, Issue 1, 2019 шением функциональной активности митохондрий, относятся ишемический инсульт, болезнь Альцгеймера, черепно-мозговая травма (ЧМТ), ишемическая болезнь сердца и инфаркт миокарда, мышечное утомление [6]. В литературных источниках приводятся данные о том, что в патогенезе данных заболеваний центральная роль отводится энергодефициту, возникающему при наличии митохондриальной дисфункции [7]. В то же время уменьшение образования макроэргических соединений неотрывно связано с нарушением транспорта электронов в дыхательной цепи митохондрий и разобщением реакций субкомплексов I, II, IV и V, ведет к активации гликолиза и существенному снижению синтеза АТФ [8]. Кроме того, дисфункция комплексов I и II способствует перераспределению потока кислорода в сторону образования прооксидантов, в частности супероксидного радикала [9], а уменьшение образования АТФ ведет к активации каспаза-зависимого пути апоптоза [10]. Одновременно интенсификация анаэробных процес21 оригинальнАЯ статья ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 сов окисления ведет к накоплению недооксиленных продуктов обмена, что сдвигает внутриклеточное значение рН в кислую сторону. В сложившихся условиях отмечается активация проапоптотических сигнальных молекул (белки семейства Bid/Bax), запускающих каспаза-независимый путь апоптоза, что усиливает клеточную деструкцию [11]. Таким образом, оценка изменения респирометрической функции митохондрий в условиях различных патологий может являться базисом для разработки новых стратегий терапии «митохондриальных болезней», позволяющих устранить энергодефицит и сопряженные с ним апоптоз и окислительную модификацию клеточных структур. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Биологическая модель Исследование выполнено на 50 крысах самцах линии Wistar массой 220-240 г, полученных из питомника лабораторных животных «Рапполово». Содержание и все проводимые с животными манипуляции соответствовали требованиям Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых для экспериментов и других научных целей (Страсбург, 1986 г.). Крысы размещались в макролоновых клетках, где в качестве подстилочного материала использовали гранулированную древесную фракцию при относительной влажности 60±5% и температуре воздуха 22±2°С. Корм и воду животные получали в свободном доступе. В ходе проведения исследования были сформированы следующие экспериментальные группы: интактные животные (n=10), крысы с воспроизведенной церебральной ишемией (n=10), ЧМТ (n=10), инфарктом миокарда (n=10) и мышечной дисфункцией (n=10). Модель фокальной ишемии головного мозга Фокальную ишемию головного мозга моделировали путем необратимой правосторонней термокоагуляции средней мозговой артерии под хлоралгидратным наркозом (350 мг/кг). Область ниже и правее глаза депилировали, делали надрез и раздвигали мягкие ткани, обнажая отросток скуловой кости, который удаляли. Далее буром проделывали трепанационное отверстие и термокоагулятором пережигали среднюю мозговую артерию под местом ее пересечения с обонятельным трактом. В дальнейшем, по возможности, восстанавливали топографию мягких тканей. Шов обрабатывали 5% спиртовым раствором йода [12]. Забор биоматериала осуществляли на 4-й день после воспроизведения фокальной ишемии. Модель экспериментальной ЧМТ черепно-мозговой травмы ЧМТ моделировали методом свободного падения груза массой 150 г с высоты 50 см. На теменную 22 область головного мозга крыс. Животных помещали в специальную установку, представляющую собой полый цилиндр с подложкой и фиксаторами, в которых закрепляли голову крыс, после чего производили сброс груза [13]. Забор биоматериала осуществляли на 4-й день с момента воспроизведения ЧМТ. Модель мышечной дисфункции Мышечную дисфункцию воспроизводили методом «принудительного плавания с 20% отягощением», при этом после определения исходного значения времени плавания, животных подвергали тренировочным тестам на протяжении 28 дней (продолжительность плавания составляла 20% от первоначального показателя). На 7, 14, 21 и 28 день крыс подвергали истощающему тесту – плаванию до полного отказа борьбы за жизнь, после чего животных извлекали из воды. Забор биоматериала производили на 28 день [14]. Модель острого инфаркта миокарда У животных в условиях хлоралгидратного наркоза (350 мг/кг) и искусственной вентиляции легких на предварительно депилированном участке рассекали кожу в области грудины и отпрепаровывали мышцы. Далее выделяли IV ребро, производили вскрытие грудной клетки. Миокард отделяли от эпикарда и выводили сердце в рану. В дальнейшем осуществляли лигирование нисходящей ветви левой коронарной артерии шелковой нитью. Рану послойно ушивали. Забор биоматериала осуществляли через 24 часа после операции [15]. Забор биоматериала и пробоподготовка В качестве биоматериала в работе использовали головной мозг, миокард и мышечную ткань (m.quadriceps femoris) крыс. Животных декапитировали под хлоралгидратным наркозом (350 мг/кг), производили забор органов, после чего биоматериал гомогенизировали в механическом гомогенизаторе Поттера в среде выделения (1 ммоль ЭДТА, 215 ммоль маннита, 75 ммоль сахарозы, 0,1% раствор БСА, 20 ммоль HEPES, с рН 7,2). Популяцию клеток получали дифференциальным центрифугированием, для чего полученный гомогенат биообразцов центрифугировали в режиме 1,400g →3 мин. при 4°С, после чего супернатант переносили в пробирки на 2 мл. Далее полученный супернатант центрифугировали в режиме 13000g →10 мин и надосадочную жидкость (культура содержит нативные митохондрии) удаляли для проведения анализа [16]. Респирометрический анализ Анализ состояния дыхательной функции митохондрий производили методом респирометрии с использованием системы лабораторного респирометра АКПМ1-01Л (Альфа Бассенс, РФ). В работе применялся протокол анализа SEAHORSE, согласно которому респирометрическую функцию митохондрий Том 7, Выпуск 1, 2019 Research Article DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 оценивают по изменению потребления кислорода в среде на фоне введения разобщителей митохондриального дыхания. В качестве последних в работе выступали: олигомицин 1 µг/мл; 4 – (трифлуорометокси)фенил)гидразоно)малононитрил (FCCP – 1 µM); ротенон – 1 µM; натрия азид – 20 ммоль. Субстратами окисления служили: глюкоза – 15 ммоль; пировиноградная кислота – 10 ммоль; малат – 1 ммоль; сукцинат – 10 ммоль; аскорбат – 2 ммоль; АДФ – 1 ммоль; N,N,N’,N’-тетраметил-1,4-фенилендиамин (TMPD – 0,5 ммоль). Общую оценку митохондриальной функции определяли по уровню потребления кислорода в среде после последовательного добавления в среду олигомицина, FCCP и ротенона, при этом определяли АТФ-генерирующую способность (по разнице потребления кислорода после добавления FCCP и олигомицина); максимальный уровень дыхания (по разнице потребления кислорода после добавления FCCP и ротенона) и респираторную емкость (по разнице потребления кислорода после добавления FCCP и базальным уровнем потребления кислорода). Активность процессов гликолиза оценивали при использовании в качестве субстрата окисления глюкозу в ходе регистрации потребления кислорода в условиях последовательного добавления в среду глюкозы, олигомицина и азида натрия. При этом определяли интенсивность гликолиза (по разнице потребления кислорода после добавления глюкозы и базальным уровнем потребления кислорода), гликолитическую емкость (по разнице потребления кислорода после добавления олигомицина и глюкозы) и гликолитический резерв (по разнице потребления кислорода после добавления глюкозы и азида натрия). Дополнительно оценивали активность комплексов I, II, IV и V митохондриальной дыхательной цепи. Активность комплекса I определяли по разнице потребления кислорода после внесения в среду смеси малат/пируват и ротенона. Активность комплекса II оценивали по разнице потребления кислорода после внесения в среду сукцината и олигомицина. Активность комплекса IV определяли по разнице потребления кислорода после внесения в среду смеси ротенон/ TMPD/аскорбат и азида натрия. Активность комплекса V оценивали по разнице потребления кислорода после внесения в среду ротенона и АДФ. В ходе анализа объем биообразца составлял 275 μл, вводимых анализаторов – 25 μл. Потребление кислорода определяли в ppm [17]. Volume VII, Issue 1, 2019 ИФА-исследование В ходе данного исследования методом ИФА в супернатантах тканей миокарда, головного мозга и мышц определяли концентрацию АТФ, митохондриальной АТФ-синтетазы (мАТФ), цитохром-с-оксидазы (CoX) и НАДФ-оксидазы 4 (NOX4). В работе использовали видоспецифичные наборы реактивов производства Cloud clone corp. (США). Пробоподготовка и ход анализа соответствовали инструкции, прилагаемой к набору. Методы статистического анализа Статистическую обработку полученных результатов производили с применением пакета стат-анализа «STATISTICA 6.0». Данные представляли в виде M±SEM. Сравнение групп средних производили методом «ANOVA» с пост-тестом Ньюмена-Кейсла при p<0,05. РЕЗУЛЬТАТЫ В ходе общей оценки респирометрической функции митохондрий в условиях различных патологий было установлено, что у крыс на фоне ЧМТ и церебральной ишемии (рис.1) в сравнении с интактными животными наблюдалось уменьшение АТФ-генерирующей способности митохондрий в 1,75 раза (p<0,05) и 4,6 раза (p<0,05) соответственно. Также у животных в условиях церебральной ишемии отмечено снижение максимального уровня дыхания и респираторной емкости относительно интактных крыс в 2,85 раза (p<0,05) и 2,13 раза (p<0,05) соответственно. На фоне экспериментальной ЧМТ у животных в сравнении с интактными крысами наблюдалось уменьшение максимального уровня дыхания в 1,77 раза (p<0,05) и респираторной емкости в 3,92 раза (p<0,05). В условиях инфаркта миокарда (рис.2) у крыс отмечено снижение АТФ-генерирующей активности, максимального уровня дыхания и респираторной емкости относительно группы интактных животных в 2,27 раза (p<0,05); 2,98 раза (p<0,05) и 2,78 раза (p<0,05) соответственно. У крыс на фоне мышечной дисфункции (рис. 3) в сравнении с интактными животными наблюдалось уменьшение максимального уровня дыхания, АТФ-генерирующей активности и респираторной емкости в 3,28 раза (p<0,05); 4,62 раза (p<0,05) и 2,13 раза (p<0,05) соответственно. 23 оригинальнАЯ статья ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 Рисунок 1. Общая оценка респирометрической функции митохондрий в условиях церебральной ишемии и черепно-мозговой травмы Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) Рисунок 2. Общая оценка респирометрической функции митохондрий в условиях экспериментального инфаркта миокарда Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) 24 Том 7, Выпуск 1, 2019 Research Article DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 Рисунок 3. Общая оценка респирометрической функции митохондрий в условиях мышечной дисфункции Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) При оценке гликолитических процессов в условиях различных патологий установлено, что у животных на фоне ЧМТ и церебральной ишемии (рис.4) отмечено повышение интенсивности гликолиза в сравнении с группой интактных животных в 18,04 раза (p<0,05) и 23,89 раза (p<0,05) соответственно. В тоже время у крыс с экспериментально воспроизведенной ишемией головного мозга на- блюдалось уменьшение гликолитической емкости относительно группы интактных животных в 4 раза (p<0,05), а уровень гликолитического резерва принимал отрицательное значение (рис. 4). На фоне ЧМТ у крыс в сравнении с интактной группой животных гликолитическая емкость и гликолитический резерв снизились в 22,6 раза (p<0,05) и 6 раз (p<0,05) соответственно. Рисунок 4. Оценка изменения процесса гликолиза в условиях экспериментальной церебральной ишемии и черепно-мозговой травмы Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) Volume VII, Issue 1, 2019 25 оригинальнАЯ статья ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 В условиях инфаркта миокарда (рис. 5) у экспериментальных животных интенсивность процессов гликолиза превосходила аналогичный показатель интактной группы животных в 17,3 (p<0,05) раза, на фоне снижения гликолитической емкости и гликолитического резерва в 9,25 раза (p<0,05) и 37,28 раза (p<0,05) соответственно. Рисунок 5. Оценка изменения процесса гликолиза в условиях экспериментального инфаркта миокарда Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) Рисунок 6. Оценка изменения процесса гликолиза в условиях мышечной дисфункции Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) 26 Том 7, Выпуск 1, 2019 Research Article DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 У крыс на фоне мышечной дисфункции (рис. 6) в сравнении с интактными животными наблюдалось повышение интенсивности гликолиза, а также уменьшение гликолитической емкости в 3,55 раза (p<0,05) и 2,35 раза (p<0,05), при этом величина гликолитического резерва принимала отрицательное значение. Оценивая изменение активности комплексов митохондриальной дыхательной цепи установлено, что у крыс в условиях ишемии головного мозга (рис. 7) наблюдалось снижение активности митохондриальных комплексов I, II, IV и V в сравнении с интактной группой крыс в 4,8 (p<0,05) раза; 4,6 раза (p<0,05); 13,4 раза (p<0,05) и 9,33 раза (p<0,05) соответственно. На фоне экспериментально смоделированной ЧМТ (рис.7) у животных относительно интактной группы крыс наблюдалось уменьшение активности комплекса I – в 2,17 раза (p<0,05), комплекса II – в 4,8 раза (p<0,05), комплекса IV – в 11,1 раза (p<0,05) и комплекса V – в 8,1 раза (p<0,05). Рисунок 7. Оценка изменения активности комплексов митохондриальной дыхательной цепи в условиях экспериментальной ишемии головного мозга и черепно-мозговой травмы Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) В условиях инфаркта миокарда (рис. 8) у животных отмечено уменьшение активности митохондриальных комплексов I, II, IV и V в сравнении с ин- тактными животными в 3,3 раза (p<0,05); 3,4 раза (p<0,05); 11,1 раза (p<0,05) и 7,5 раза (p<0,05) соответственно. Рисунок 8. Оценка изменения активности комплексов митохондриальной дыхательной цепи в условиях экспериментального инфаркта миокарда Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) Volume VII, Issue 1, 2019 27 оригинальнАЯ статья ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 Рисунок 9. Оценка изменения активности комплексов митохондриальной дыхательной цепи в условиях экспериментальной мышечной дисфункции Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла, p<0,05) У животных с воспроизведенной мышечной дисфункцией (рис. 9) активность дыхательных комплексов I, II, IV и V была ниже в сравнении с интактными крысами в 4 раза (p<0,05); 3,6 раза (p<0,05); 4,3 раза (p<0,05) и 2,1 раза (p<0,05) соответственно. Оценивая изменение концентрации ферментативных комплексов, характеризующих митохондриальную функцию (табл. 1), было установлено, что содержание NOX4 увеличивается в группах животных с модельными патологиями: ишемия головного мозга, ЧМТ, инфаркт миокарда и мышечная дисфункция в сравнении с группой интактных крыс в 15,8 раза (p<0,05); 10,2 раза (p<0,05); 9,2 раза (p<0,05) и 6,1 раза (p<0,05) соответственно. Также у животных с экспериментально воспроизведенной церебральной ишемией наблюдалось уменьшение концентрации CoX и мАТФ относительно группы интактных крыс в 2,9 раза (p<0,05) и 3,4 раза (p<0,05) соответственно. Таблица 1. Изменение концентрации маркеров митохондриальной функции в условиях патологии различного генеза (ИФА-исследование) Группа Интактные животные (головной мозг) ЧМТ Церебральная ишемия Интактные животные (миокард) Инфаркт миокарда Интактные животные (мышечная ткань) Мышечная дисфункция NOX4, нг/мл CoX, нг/мл мАТФ, нг/мл АТФ, нг/мл 1,2±0,014 46,97±0,695 98,62±2,631 1172,34±10,291 12,23±0,237* 26,4±0,896* 36,3±1,917* 453,1±8,614* 18,1±0,331* 16,35±0,417* 29,1±1,118* 364,61±7,924* 1,6±0,028 43,94±0,792 101,2±2,939 1233,1±9,144 14,75±0,542* 28,6±0,991* 43,2±1,249* 662,4±5,271* 2,65±0,634 48,91±0,541 109,24±1,712 1536,2±8,176 16,2±0,524±0,743* 27,5±0,335* 18,6±2,364* 379,65±6,928* Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (критерий Ньюмена-Кейсла; p<0,05) В то же время у животных с ЧМТ содержание CoX и мАТФ в сравнении с интактными крысами снизилась в 1,8 раза (p<0,05) и 2,7 раза (p<0,05) соответственно. В условиях инфаркта миокарда (табл.1) у крыс наблюдалось снижение концентрации CoX и мАТФ относительно интактной группы животных в 1,5 раза (p<0,05) и 2,3 раза (p<0,05) соответственно, 28 кроме того, содержание данных ферментов на фоне экспериментальной мышечной дисфункции (табл. 1), также уменьшилась (в сравнении с интактной группой крыс: CoX – в 1,8 раза (p<0,05); мАТФ – в 5,9 раза (p<0,05)). Немало важно, что наблюдаемые негативные изменения митохондриальной функции в условиях церебральной ишемии, ЧМТ, инфаркта Том 7, Выпуск 1, 2019 Research Article DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 миокарда и мышечной дисфункции сопровождались уменьшением концентрации АТФ относительно интактных крыс в 3,2 раза (p<0,05); 2,6 раза (p<0,05); 1,8 раза (p<0,05) и 4 раза (p<0,05) соответственно. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ На сегодняшний день установлено, что значительное число патологий сопряжено с развитием митохондриальной дисфункции [18]. Нарушение деятельности митохондрий является неотъемлемой частью этиопатогенеза различного рода заболеваний, однако, наибольшее значение митохондриальная дисфункция играет в развитии и прогрессировании патологий головного мозга, сердца и скелетной мускулатуры, т.е. наиболее энергозатратных органов, для функционирования которых необходим постоянный пул макроэргов [19, 20, 21]. Настоящее исследование было сосредоточено на оценке респирометрической функции митохондрий в условиях патологий ишемического генеза, при которых наблюдается существенный энергодефицит, прямо характеризующий деятельность митохондрий – фокальной ишемии, ЧМТ, инфаркте миокарда и мышечной дисфункции [22]. В ходе исследования было установлено, что в условиях модельных патологий отмечается существенное ухудшение АТФ-синтетической способности митохондрий, что отражает снижение максимального уровня дыхания, респираторной емкости и АТФ-генерирующей способности митохондрий в сравнении с интактными животными [23]. При этом немало важно, что уменьшение АТФ-синтезирующей функции митохондрий сопровождалось интенсификацией процессов гликолиза, которая носила не компенсированный и предельно допустимый характер, о чем можно судить по значительному снижению гликолитической емкости, гликолитического резерва и концентрации АТФ у животных с модельными патологиями относительно интактных крыс [24]. Кроме того, у животных на фоне патологического процесса головного мозга, миокарда и мышц наблюдалась БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК 1. Lerner C.A., Sundar I.K., Rahman I. Mitochondrial redox system, dynamics, and dysfunction in lung inflammaging and COPD // Int J Biochem Cell Biol. – 2016. – Vol. 81 (Pt В). – P. 294–306. DOI: 10.1016/j.biocel.2016.07.026. 2. Zielonka J., Joseph J., Sikora A., et al.MitochondriaTargeted Triphenylphosphonium-Based Compounds: Syntheses, Mechanisms of Action, and Therapeutic and Diagnostic Applications // Chem Rev. – 2017. – Vol. 117, №15. – P. 10043–10120. DOI: 10.1021/ acs.chemrev.7b00042. 3. Menges S., Minakaki G., Schaefer P.M., et al. Alpha-synuclein prevents the formation of spherical mitochondria and apoptosis under oxidative stress // Volume VII, Issue 1, 2019 дисфункция митохондриальных комплексов I, II, IV и V, что, в конечном счете, негативно отражалось на процессе переноса электронов в митохондриальной дыхательной цепи [25]. Так, повышение активности (носящее компенсаторный характер) NOX4 свидетельствует о значительном снижении электронтранспортного потенциала комплексов I и II, с возрастающим прооксидантным потенциалом клетки [26]. Известно, что при невозможности прямого транспорта кислорода в митохондриальной дыхательной цепи, окислитель метаболизируется в альтернативном пути с активацией НАДФ-оксидаз и в частности NOX4, в результате чего отмечается существенное увеличение внутриклеточной концентрации супероксидного радикала, запускающего окислительный стресс [27]. В дальнейшем терминирование переноса электронов в комплексах IV и V (подтверждаемое снижением активности CoX и мАТФ) препятствует конвертации АДФ в АТФ, и как результат, уменьшается общий пул макроэргических соединений, требующий усиления процессов гликолиза, что также установлено в ходе данного исследования и согласуется с литературными данными [28]. ЗАКЛЮЧЕНИЕ На основании полученных данных можно предполагать существенное ухудшение респирометрической функции митохондрий в условиях ишемических патологий головного мозга, миокарда и скелетной мускулатуры, сопровождаемое разобщением переноса электронов в митохондриальной дыхательной цепи (дисфункцией комплексов I, II, IV и V), снижением АТФ-синтезирующей способности митохондрий и усилением процессов гликолиза, носящего предельный характер. При этом, вероятно, коррекция дыхательной функции митохондрий может являться новой стратегией терапии ишемических состояний, позволяющей направленным терапевтическим воздействием нивелировать энергодефицит и сопряженные с ним механизмы клеточного повреждения в условиях ишемии. Sci Rep. – 2017. – Vol. 7. – P. 42942. DOI:10.1038/ srep42942. 4. Zorov D.B., Juhaszova M., Sollott S.J. Mitochondrial reactive oxygen species (ROS) and ROS-induced ROS release // Physiol Rev. – 2014. – Vol. 94, №3. – P. 909–950. DOI: 10.1152/ physrev.00026.2013. 5. Bergman O., Ben-Shachar D. Mitochondrial Oxidative Phosphorylation System (OXPHOS) Deficits in Schizophrenia: Possible Interactions with Cellular Processes // Can J Psychiatry. – 2016. – Vol. 61, №8. – P. 457–469. DOI: 10.1177/0706743716648290. 6. Alston C.L., Rocha M.C., Lax N.Z., Turnbull D.M., Taylor R.W. The genetics and pathology of 29 оригинальнАЯ статья ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 mitochondrial disease // J Pathol. – 2017. – Vol. 241, №2. – P. 236–250. DOI: 10.1002/path.4809 7. Chinnery P.F. Mitochondrial disease in adults: what’s old and what’s new? // EMBO Mol Med. – 2015. – Vol. 7, №12. – P. 1503–1512. DOI: 10.15252/ emmm.201505079. 8. O-Uchi J., Ryu S.Y., Jhun B.S., Hurst S., Sheu S.S. Mitochondrial ion channels/transporters as sensors and regulators of cellular redox signaling // Antioxid Redox Signal. – 2014. – Vol. 21, №6. – P. 987–1006. DOI: 10.1089/ars.2013.5681. 9. Di Meo S., Reed T.T., Venditti P., Victor V.M. Role of ROS and RNS Sources in Physiological and Pathological Conditions // Oxid Med Cell Longev. – 2016. – Vol. 2016. – P. 1245049. DOI: 10.1155/2016/1245049. 10. Ferrari D., Stepczynska A., Los M., Wesselborg S., Schulze-Osthoff K. Differential regulation and ATP requirement for caspase-8 and caspase-3 activation during CD95- and anticancer drug-induced apoptosis // J Exp Med. – 1998. – Vol. 188, №5. – P. 979–984. 11. Khacho M., Tarabay M., Patten D. Acidosis overrides oxygen deprivation to maintain mitochondrial function and cell survival // Nat Commun. – 2014. – Т. 5. DOI:10.1038/ncomms4550. 12. Bederson J.B., Pitts L.H., Tsuji M., Nishimura M.C., Davis R.L., Bartkowski H. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination // Stroke. – 1986. – Vol. 17, №3. – P. 472–476. 13. Воронков А.В., Калашникова С.А., Хури Е.И., Поздняков Д.И. Моделирование черепно-мозговой травмы в условиях эксперимента у крыс // Современные проблемы науки и образования. – 2016. – № 1. URL: http://www.science-education. ru/ru/article/view?id=25242. 14. Воронков А.В., Поздняков Д.И., Воронкова М.П. Комплексная валидационная оценка нового методического подхода к изучению физического и психоэмоционального перенапряжения в эксперименте // Фундаментальные исследования. – 2015. – №1–5. – С. 915–919. 15. Сисакян А.С., Оганян В.А., Семерджян A.Б., Петросян М.В., Сисакян С.А., Гуревич М.А. Влияние фактора ангиогенеза на морфофункциональное состояние миокарда у крыс при экспериментальном инфаркте миокарда // Российский кардиологический журнал. – 2008. – Т. 13, № 2. – С. 63–66. 16. Patel S.P., Sullivan P.G., Pandya J.D et al. N-acetylcysteine amide preserves mitochondrial bioenergetics and improves functional recovery following spinal trauma // Exp Neurol. – 2014. – Vol. 257. – P. 95–105. DOI: 10.1016/j. expneurol.2014.04.026. 17. Redmann M., Benavides G.A., Wani W.Y. et al. Methods for assessing mitochondrial quality control mechanisms and cellular consequences in cell culture 30 // Redox Biol. – 2018. – Vol. 17. – P. 59–69. DOI: https://doi.org/10.1016/j.redox.2018.04.005. 18. Picard M., Wallace D.C., Burelle Y. The rise of mitochondria in medicine // Mitochondrion. – 2016. – Vol. 30. – P. 105–116. DOI: 10.1016/j. mito.2016.07.003. 19. Lesnefsky E.J., Chen Q., Hoppel C.L. Mitochondrial Metabolism in Aging Heart // Circ Res. – 2016. – Vol. 118, №10. – P. 1593–1611. DOI: 10.1161/ CIRCRESAHA.116.307505. 20. Cai Q., Tammineni P. Mitochondrial Aspects of Synaptic Dysfunction in Alzheimer’s Disease // J Alzheimers Dis. – 2017. – Vol. 57, №4. – P. 1087– 1103. DOI: 10.3233/JAD-160726. 21. Boengler K., Kosiol M., Mayr M., Schulz R., Rohrbach S. Mitochondria and ageing: role in heart, skeletal muscle and adipose tissue // J Cachexia Sarcopenia Muscle. – 2017. – Vol. 8, №3. – P. 349– 369. DOI: 10.1002/jcsm.12178. 22. Choudhury A.R., Singh K.K. Mitochondrial determinants of cancer health disparities // Semin Cancer Biol. – 2017. – Vol. 47. – P. 125–146. DOI: 10.1016/j.semcancer.2017.05.001. 23. Szeto H.H., Birk A.V. Serendipity and the discovery of novel compounds that restore mitochondrial plasticity // Clin PharmacolTher. – 2014. – Vol. 96, №6. – P. 672–683. DOI: 10.1038/clpt.2014.174. 24. Dranka B.P., Benavides G.A., Diers A.R., Giordano S., Zelickson B.R., Reily C., Zou L., Chatham J.C., Hill B.G., Zhang J., Landar A., Darley-Usmar VM. Assessing bioenergetic function in response to oxidative stress by metabolic profiling // Free Radic Biol Med. – 2011. – Vol. 51. – P. 1621–1635. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2011.08.005. 25. Salabei J.K., Gibb A.A., Hill B.G. Comprehensive measurement of respiratory activity in permeabilized cells using extracellular flux analysis // Nat Protoc. – 2014. – Vol. 9, №2. – P. 421–438. DOI: 10.1038/ nprot.2014.018 26. Kim Y.M, Kim S.J, Tatsunami R., Yamamura H., Fukai T., Ushio-Fukai M. ROS-induced ROS release orchestrated by Nox4, Nox2, and mitochondria in VEGF signaling and angiogenesis // Am J Physiol Cell Physiol. – 2017. – Vol. 312, №6. – P. C749– C764. DOI: 10.1152/ajpcell.00346.2016. 27. Shanmugasundaram K., Nayak B.K., Friedrichs W.E., Kaushik D., Rodriguez R., Block K. NOX4 functions as a mitochondrial energetic sensor coupling cancer metabolic reprogramming to drug resistance // Nat Commun. – 2017. – Vol. 8, №1. – P. 997. DOI:10.1038/s41467-017-01106-1. 28. Smith M.R., Vayalil P.K., Zhou F., et al. Mitochondrial thiol modification by a targeted electrophile inhibits metabolism in breast adenocarcinoma cells by inhibiting enzyme activity and protein levels // Redox Biol. – 2016. – Vol. 8. – P. 136–148. DOI: 10.1016/j.redox.2016.01.002. Том 7, Выпуск 1, 2019 Research Article DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 Конфликт интересов Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. Авторы Воронков Андрей Владиславович – доктор медицинских наук, доцент, заведующий кафедрой фармакологии с курсом клинической фармакологии, Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России. ORCID ID:0000-0001-6638-6223. Е-mail: prohor77@mail.ru. Поздняков Дмитрий Игоревич – кандидат фармацевтических наук, старший преподаватель, кафедра фармакологии с курсом клинической фармакологии, Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России. ORCID ID:0000-0003-0889-7855. E-mail: pozdniackow.dmitry@yandex.ru Нигарян Сирануш Артуровна – аспирант, кафедра фармакологии с курсом клинической фармакологии, Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России. ORCID ID: 0000-0001-9898-0518. E-mail: 79682650210@yandex.ru. Volume VII, Issue 1, 2019 Хури Елена Игоревна – аспирант, кафедра фармакологии с курсом клинической фармакологии, Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России. E-mail: elena.belova@hotmail.ru Мирошниченко Кирилл Александрович – студент 5 курса фармацевтического факультета, Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России. E-mail: K220436@yandex.ru Сосновская Анастасия Викторовна – студентка 4 курса фармацевтического факультета, Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России. E-mail: 88misi88@yandex.ru Олохова Елена Александровна – ассистент, кафедра фармакологии и фармацевтического консультирования с курсом ПО, ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет им. профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Минздрава России. E-mail: tabletka@yandex.ru 31 Research Article ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 EVALUATION OF THE MITOCHONDRIA RESPIROMETRIC FUNCTION IN THE CONDITIONS OF PATHOLOGIES OF VARIOUS GENESES A.V. Voronkov1, D.I. Pozdnyakov1, S.A. Nigaryan1, E.I. Khouri1, K.A. Miroshnichenko1, A.V. Sosnovskaya1, E.A. Olokhova2 Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University 11, Kalinin Ave., Pyatigorsk, Russia, 357532 2 Krasnoyarsk State Medical University n. a V.F. Voyno-Yasenetsky 1, Partizan Zheleznyak Str., Krasnoyarsk, Russia, 660005 1 Received: 18.12.2018 Принята к печати:11.02.2019 The aim of the paper is to assess the change in the mitochondrial respirometric function under conditions of various pathologies. Materials and methods. The study was performed on male Wistar rats. Experimental focal cerebral ischemia, traumatic brain injury, coronary occlusive myocardial infarction and muscle dysfunction were used as pathological models. Focal ischemia was reproduced by the method of irreversible thermocoagulation of the middle cerebral artery. Traumatic brain injury was modeled by the method of free fall of the load. Experimental myocardial infarction was reproduced by ligating the descending branch of the left coronary artery. Muscle dysfunction was modeled by the method of «forced swimming with a 20% burden». The respiratory function of mitochondria was assessed by the method of respirometry by the change in oxygen consumption when introducing mitochondrial respiration into the medium: Oligomycin, Rotenone and FCCP. Additionally, we evaluated the intensity of the glycolysis process and the activity of respiratory complexes I, II, IV and V. In order to comprehensively assess the respiratory function, an ELISA study was conducted to determine the concentration of ATP, mitochondrial ATP synthetase, cytochrome C oxidase and NADP-Oxidase 4. Results. In the course of the study it was established that under conditions of experimental cerebral ischemia, traumatic brain injury, myocardial infarction and muscle dysfunction, the ATP-generating ability of mitochondria the maximum breathing and respiratory capacity deteriorated, herby the decrease in overall respiratory function was accompanied by an increase in glycolysis, which was uncompensated, as well as dysfunction of mitochondrial complexes I, II, IV and V, confirmed by an increase in NADPH oxidase 4 activity and a decrease in cytochrome C oxidases and ATP synthetase. As a result, the observed changes in mitochondrial respiration function contributed to a decrease in ATP concentration under conditions of cerebral ischemia - by 3.2 times (p <0.05), traumatic brain injury – by 2.6 times (p <0.05), myocardial infarction – by 1.8 times (p <0.05) and muscle dysfunction – by 4 times (p <0.05). Conclusion. basing on the data obtained, we can assume that in conditions of cerebral ischemia, traumatic brain injury, myocardial infarction and muscle dysfunction, there is deterioration of the mitochondrial respirometric function with inhibition of ATP synthesis and increased glycolysis. Keywords: cerebral ischemia, myocardial infarction, traumatic brain injury, muscle dysfunction, respirometry For citation: A.V. Voronkov, D.I. Pozdnyakov, S.A. Nigaryan, E.I. Khouri, K.A. Miroshnichenko, A.V. Sosnovskaya, E.A. Olokhova. Evaluation of the mitochondria respirometric function in the conditions of pathologies of various geneses. Pharmacy & Pharmacology. 2019;7(1):20-31. DOI:10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 © А.В. Воронков, Д.И. Поздняков, С.А. Нигарян, Е.И. Хури, К.А. Мирошниченко, А.В. Сосновская, Е.А. Олохова, 2019 Для цитирования: А.В. Воронков, Д.И. Поздняков, С.А. Нигарян, Е.И. Хури, К.А. Мирошниченко, А.В. Сосновская, Е.А. Олохова.. Оценка респирометрической функции митохондрий в условиях патологий различного генеза. Фармация и фармакология. 2019;7(1): 20-31. DOI:10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 20 Volume VII, Issue 1, 2019 оригинальная статья DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 УДК 576.308 (343) ОЦЕНКА РЕСПИРОМЕТРИЧЕСКОЙ ФУНКЦИИ МИТОХОНДРИЙ В УСЛОВИЯХ ПАТОЛОГИЙ РАЗЛИЧНОГО ГЕНЕЗА А.В. Воронков1, Д.И. Поздняков1, С.А. Нигарян1, Е.И. Хури1, К.А. Мирошниченко1, А.В. Сосновская1, Е.А. Олохова2 Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» Минздрава России Россия, 357532, г. Пятигорск, пр. Калинина, 11 2 ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет им. профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Минздрава России Россия, 660005, г. Красноярск, ул. Партизана Железняка, д. 1 1 Поступила в редакцию:18.12.2018 Принята к печати:11.02.2019 Цель исследования – оценить изменение респирометрической функции митохондрий в условиях различных патологий. Материалы и методы. Исследование выполнено на крысах самцах линии Wistar. В качестве модельных патологий в работе использовали экспериментальную фокальную ишемию головного мозга, черепно-мозговую травму, коронароокклюзионный инфаркт миокарда и мышечную дисфункцию. Фокальную ишемию воспроизводили методом необратимой термокоагуляции средней мозговой артерии. Черепно-мозговую травму моделировали методом свободного падения груза. Экспериментальный инфаркт миокарда воспроизводили лигированием нисходящей ветви левой коронарной артерии. Мышечную дисфункцию моделировали методом «принудительного плавания с 20% отягощением». Дыхательную функцию митохондрий оценивали методом респирометрии по изменению потребления кислорода при внесении в среду разобщителей митохондриального дыхания: олигомицин, ротенон и FCCP. Дополнительно оценивали интенсивность процесса гликолиза и активность дыхательных комплексов I, II, IV и V. С целью комплексной оценки респирометрической функции проводили ИФА-исследование с определением концентрации АТФ, митохондриальной АТФ-синтетазы, цитохром-с-оксидазы и НАДФ-оксидазы 4. Результаты. В ходе проведения исследования установлено, что в условиях экспериментальной ишемии головного мозга, черепно-мозговой травмы, инфаркта миокарда и мышечной дисфункции отмечено ухудшение АТФ-генерирующей способности митохондрий, максимального уровня дыхания и респираторной емкости, при этом снижение общей респирометрической функции сопровождалось усилением процессов гликолиза, которое носило некомпенсированный характер, а также дисфункцией митохондриальных комплексов I, II, IV и V, подтверждаемой увеличением активности НАДФ-оксидазы 4 и снижением активности цитохром-с-оксидазы и АТФ-синтетазы. В итоге наблюдаемые изменения респирометрической функции митохондрий способствовали уменьшению концентрации АТФ в условиях церебральной ишемии – в 3,2 раза (p<0,05), черепно-мозговой травмы – в 2,6 раза (p<0,05), инфаркта миокарда – в 1,8 раза (p<0,05) и мышечной дисфункции – в 4 раза (p<0,05). Заключение. Основываясь на полученных данных можно предположить, что в условиях ишемии головного мозга, черепно-мозговой травмы, инфаркта миокарда и мышечной дисфункции наблюдается ухудшение респирометрической функции митохондрий с угнетением синтеза АТФ и усилением процессов гликолиза. Ключевые слова: ишемия головного мозга, инфаркт миокарда, черепно-мозговая травма, мышечная дисфункция, респирометрия митохондрий INTRODUCTION Mitochondria are cellular organelles, the main sources of energy in the cell, which also play a significant role in regulating the processes of caspase-dependent and caspase-independent pathways of apoptosis and redox signaling of the cell [1]. In accordance with this, three leading mitochondrial functions are distinguished: respirometric, i.e. ensuring the synthesis of macroergs in the process of redox reactions in the electron-transport mitochondrial respiratory chain [2]; apoptosis-regulating, i.e. regulation of the initiation and progression of the apototic signal [3] and antioxidant, i.e. inactivation of free radicals [4]. At the same time, the main funcТом 7, Выпуск 1, 2019 tion of mitochondria is respirometric, which provides the relationship between the redox state of the cell and the activation of proapoptotic molecules [5]. Currently, it has been established that the number of “mitochondrial diseases”, the pathogenesis of which is associated with impaired functional activity of mitochondria, comprises ischemic stroke, Alzheimer’s disease, traumatic brain injury, ischemic heart disease and myocardial infarction, muscle fatigue [6]. In the scientific literature it is reported that in the pathogenesis of these diseases, one of the central roles is assigned to the energy deficit that occurs when there is mitochondrial dysfunction [7]. At the same time, the reduction in the formation of 21 Research Article ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 macroergic compounds is inseparably linked with the disruption of electron transport in the respiratory chain of mitochondria and the dissociation of the reactions of subcomplexes I, II, IV and V, which leads to the activation of glycolysis and a significant decrease in ATP synthesis [8]. In addition, dysfunction of complexes I and II contributes to the redistribution of oxygen flow towards the formation of prooxidants, in particular the superoxide radical [9] and a decrease in the formation of ATP leads to the activation of the caspase-dependent pathway of apoptosis [10]. At the same time, the intensification of anaerobic oxidation processes leads to the accumulation of non-oxidized products of metabolism. That shifts the intracellular pH value in the acidic direction. Under current conditions, activation of pro-apoptotic signaling molecules (proteins of the Bid / Bax family) is noted, triggering a caspase-independent pathway of apoptosis, which enhances cellular destruction [11]. Thus, the assessment of the change in mitochondrial respiration function under conditions of various pathologies may be the basis for the development of mitochondrial disease treatment strategies, which can eliminate energy deficit and associated apoptosis and oxidative modification of cellular structures. Materials and methods Biological model The study was performed on 50 male Wistar rats weighing 220–240 grams, obtained from the nursery of laboratory animals “Rappolovo”. The contents and all animal manipulations complied with the requirements of the European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for experiments and other scientific purposes (Strasbourg, 1986). The rats were housed in macrolon cages, where granulated wood faraction was used as litter at the relative humidity of 60 ± 5% and the air temperature of 22 ± 20°C. The feed and water were received by the animals in the free access. During the study, the following experimental groups were formed: intact animals (n = 10), the rats with reproduced cerebral ischemia (n = 10), TBI (n = 10), myocardial infarction (n = 10) and muscle dysfunction (n = 10). Model of focal cerebral ischemia Focal cerebral ischemia was modeled by irreversible right-sided thermocoagulation of the middle cerebral artery under chloral hydrate anesthesia (350 mg / kg). The area below and to the right of the eye was depilated, an incision was made. The soft tissues were moved apart, exposing the process of the zygomatic bone, which was removed. Then a trephine opening was burred and the middle cerebral artery was burned through by a thermocoagulator under its intersection with the olfactory tract. Later on , the topography of soft tissues was restored as far as possible. The suture was treated with a 5% iodine solution [12]. The biomaterial was sampled on the 4th day after the reproduction of focal ischemia. 22 Model of experimental traumatic brain injury Traumatic brain injury was modeled by the method of a free fall of load of 150 g from a height of 50 cm to the parietal region of the brain of rats. The animals were placed in a special installation, which is a hollow cylinder with backing and retainers, in which the head of rats was fixed. After hat the load was released [13]. The biomaterial was sampled on the 4th day after the reproduction of the TBI. Muscle Dysfunction Model Muscle dysfunction was reproduced by the method of “forced swimming with 20% weight” after determining the initial value of the swimming time, the animals were subjected to training tests for 28 days (the swimming time was 20% of the initial index). On days 7, 14, 21, and 28, the rats were subjected to the exhausting test — swimming until they completely abandoned the struggle for life, after which the animals were taken out of from the water. The biomaterial was taken on day 28 [14]. Model of acute myocardial infarction In animals under conditions of chloral hydrate anesthesia (350 mg / kg) and artificial ventilation of the lungs, the skin on the previously depilated area was cut in the sternum area and the muscles were dissected. Next, the IV rib was isolated, and the chest was opened. The myocardium was separated from the epicardium and the heart was led into the wound. Subsequently, the ligation of the descending branch of the left coronary artery with silk thread was carried out. The wound was sutured in layers. The biomaterial was taken 24 hours after the operation [15]. Biomaterial sampling and sample preparation Brain, myocardium and muscle tissue (m.quadriceps femoris) of the rats were used as biomaterial. The animals were decapitated under chloral hydrate anesthesia (350 mg/kg), their organs were harvested. After that the biomaterial was homogenized in a mechanical homogenizer in a selection medium (1 mmol EDTA, 215 mmol mannitol, 75 mmol sucrose, a 0.1% BSA solution, 20 mmol HEPES, with a pH of 7.2). The cell population was obtained by differential centrifugation, for which the obtained biogenic homogenate was centrifuged in the mode of 1.400 g → 3 min. at 40°C. After that the supernatant was transferred into 2 ml tubes. Next, the resulting supernatant was centrifuged at 13000 g → 10 min and the supernatant (the culture contains native mitochondria) was removed for analysis [16]. Respirometric analysis The analysis of the state of the mitochondrial respiratory function was carried out by the method of respirometry using the AKPM1-01L laboratory respirometer system (Alfa Bassens, Russia). The mitochondrial respiVolume VII, Issue 1, 2019 оригинальная статья DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 ratory function was assessed by the change in the oxygen consumption in the medium against the introduction of mitochondrial respiratory uncouplers. The latest in the experiment were: Oligomycin 1 µg / ml; 4 – (trifluoromethoxy) phenyl) hydrazono) malononitrile (FCCP-1 µM); rotenone – 1 µM; sodium azide – 20 mmol. The oxidation substrates were: glucose – 15 mmol; pyruvic acid – 10 mmol; malate – 1 mmol; succinate – 10 mmol; ascorbate – 2 mmol; ADP – 1 mmol; N, N, N ‘, N’-tetramethyl-1,4-phenylenediamine (TMPD- 0.5 mmol). The overall assessment of mitochondrial function was determined by the level of oxygen consumption in the medium after sequential addition of oligomycin, FCCP and rotenone to the medium, and the ATP-generating ability was determined (by the difference in oxygen consumption after the addition of FCCP and oligomycin); the maximum level of respiration (according to the difference in oxygen consumption after the addition of FCCP and rotenone) and the respiratory capacity (according to the difference in oxygen consumption after the addition of FCCP and the basal level of oxygen consumption). The activity of glycolysis processes was evaluated when glucose was used as an oxidation substrate during the registration of oxygen consumption under the conditions of sequential addition of glucose, oligomycin and sodium azide to the medium. The intensity of glycolysis was determined according to the difference in oxygen consumption after adding glucose and the basal level of oxygen consumption; the intensity of glycolytic capacity was determined according to the difference in oxygen consumption after adding oligomycin and glucose; and the intensity of glycolytic reserve was determined according to the difference in oxygen consumption after adding glucose and sodium azide. Additionally, the activity of complexes I, II, IV, and V of the mitochondrial respiratory chain was evaluated. The activity of complex I was determined by the difference in oxygen consumption after adding the malate / pyruvate and rotenone mixture to the medium. The activity of complex II was evaluated by the difference in oxygen consumption after adding succinate and oligomycin to the medium. The activity of complex IV was determined by the difference in oxygen consumption after adding the mixture of rotenone / TMPD / ascorbate and sodium azide to the medium. The activity of complex V was evaluated by the difference in oxygen consumption after adding rotenone and ADP to the medium. During the analysis, the biosample volume was 275 μl, Том 7, Выпуск 1, 2019 and 25 μl of injected analyzers. The oxygen consumption was determined in ppm [19]. ELISA – study In this study, the concentration of ATP, mitochondrial ATP synthetase-(mATP), cytochrome C oxidase (CoX), and NADP oxidase 4 (NOX4) were determined by ELISA in the supernatants of the myocardial, brain and muscle tissues. We used species-specific sets of reagents produced by Cloud clone corp. (USA). The sample preparation and the course of the analysis corresponded to the instructions attached to the enlistment. Statistical analysis methods Statistical analisys of the obtained results was performed using the stat-analysis package STATISTICA 6.0. The data were presented as M ± SEM. The comparison of medium groups was performed using the ANOVA method with the post-test of Newman-Keuls at p <0.05. RESULTS During the overall assessment of the mitochondrial respiratory function under conditions of various pathologies, it was found out that in rats with TBI and cerebral ischemia (Fig. 1), compared with the intact animals, there was a decrease in ATP-generating ability of mitochondria by 1.75 times (p <0, 05) and by 4.6 times (p <0.05), respectively. A decrease in the maximum level of respiration and respiratory capacity relative to intact rats was also noted in animals with cerebral ischemia by 2.85 times (p <0.05) and by 2.13 times (p <0.05), respectively. Against the background of the experimental traumatic brain injury, the animals compared to intact rats, showed a decrease in the maximum level of respiration by 1.77 times (p <0.05) and respiratory capacity by 3.92 times (p <0.05). Under conditions of myocardial infarction (Fig. 2) in rats, there was a decrease in ATP-generating activity, the maximum level of respiration and respiratory capacity relative to the group of intact animals by 2.27 times (p <0.05); by 2.98 times (p <0.05) and by 2.78 times (p <0.05), respectively. In rats, against the background of muscle dysfunction (Fig. 3) compared with intact animals, a decrease in the maximum level of respiration, ATP-generating activity and respiratory capacity was observed by 3.28 times (p <0.05); by 4.62 times (p <0.05) and by 2.13 times (p <0.05), respectively. 23 Research Article ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 Figure 1. General assessment of mitochondrial respiration function under conditions of cerebral ischemia and traumatic brain injury Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman-Keuls test, p <0.05) Figure 2. General assessment of the mitochondrial respiration function in experimental myocardial infarction Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman-Keuls test, p <0.05) 24 Volume VII, Issue 1, 2019 оригинальная статья DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 Figure 3. General assessment of mitochondrial respiration function under conditions of muscle dysfunction Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) When assessing glycolytic processes under conditions of various pathologies it was found out that in animals with TBI and cerebral ischemia (Fig. 4) there was an increase in glycolysis intensity compared to the group of intact animals by 18.04 times (p <0.05) and by 23.89 times (p <0.05), respectively. At the same time, in rats with experimentally reproduced cerebral ischemia, a decrease in glycolytic capacity relative to the group of intact animals was observed by 4 times (p<0.05), and the level of glycolytic reserve got a negative value (Fig. 2). Against the background of TBI in rats, in comparison with the intact group of animals, the glycolytic capacity and glycolytic reserve decreased by 22.6 times (p <0.05) and by 6 times (p <0.05), respectively. Figure 4. Assessment of changes of the glycolysis process in experimental cerebral ischemia and traumatic brain injury conditions Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) Том 7, Выпуск 1, 2019 25 Research Article ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 Under conditions of myocardial infarction in experimental animals (Fig. 5), the intensity of glycolysis processes exceeded that of the intact group of animals by 17.3 (p <0.05) times, against the background of a decrease in glycolytic capacity and glycolytic reserve by 9.25 times (p < 0.05) and by 37.28 times (p <0.05), respectively. Figure 5. Assessment of changes in the glycolysis process in myocardial infarction conditions Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) Figure 6. Assessment of changes in the glycolysis process in muscle dysfunction conditions Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) 26 Volume VII, Issue 1, 2019 оригинальная статья DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 In rats, against the background of muscle dysfunction (Fig. 6), in comparison with intact animals, an increase in glycolysis intensity was observed, as well as a decrease in glycolytic capacity by 3.55 times (p <0.05) and by 2.35 times (p <0.05) , while the value of the glycolytic reserve took a negative value. Evaluating the change in the activity of the mitochondrial respiratory chain complexes, it was found out that in rats under conditions of cerebral ischemia (Fig. 7) a decrease in the activity of mitochondrial complex- es I, II, IV and V was observed in comparison with the intact group of rats by 4.8 (p <0.05 a) times; by 4.6 times (p <0.05); by 13.4 times (p <0.05) and by 9.33 times (p <0.05, respectively. Against the background of experimentally modeled TBI (Fig. 7), in animals relative to the intact group of rats, a decrease in the activity of complex I by 2.17 times (p <0.05), complex II – by 4.8 times (p <0.05), complex IV – by 11.1 times (p <0.05) and complex V – 8.1 by times ( p <0.05) was observed. Figure 7. Evaluation of changes in the activity of the mitochondrial respiratory chain complexes under conditions of experimental cerebral ischemia and traumatic brain injury Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) Under conditions of myocardial infarction (Fig. 8), the animals showed a decrease in the activity of mitochondrial complexes I, II, IV and V in comparison with intact animals by 3.3 times (p <0.05); by 3.4 times (p <0.05); by 11.1 times (p <0.05) and by 7.5 times (p <0.05), respectively. Figure 8. Evaluation of changes in the activity of the mitochondrial respiratory chain complexes under conditions of experimental myocardial infarction Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) Том 7, Выпуск 1, 2019 27 Research Article ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 Figure 9. Evaluation of changes in the activity of the mitochondrial respiratory chain complexes under conditions of experimental muscle dysfunction Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman- Keuls test, p <0.05) In animals with muscle dysfunction (Fig. 9), the activity of the respiratory complexes I, II, IV and V was 4 times lower in comparison with the intact rats (p <0.05); 3.6 times (p <0.05); 4.3 times (p <0.05) and 2.1 times (p <0.05), respectively. Assessing the change in the concentration of enzyme complexes characterizing mitochondrial function (Table 1), it was found out that NOX4 activity increases in groups of animals with model patholo- gies: cerebral ischemia, TBI, myocardial infarction and muscle dysfunction compared to the group of the intact rats by 15.8 times (p <0.05); by 10.2 times (p <0.05); by 9.2 times (p <0.05) and by 6.1 times (p <0.05), respectively. In animals with experimentally reproduced cerebral ischemia, a decrease in CoX and mATP activity was also observed relative to the group of the intact rats by 2.9 times (p <0.05) and by 3.4 times (p <0.05), respectively. Table 1. Change in the concentration of mitochondrial function markers under conditions of various pathologies (ELISA study) Group NOX4, ng/ml CoX, ng/ml mATP, ng/ml ATP ng/ml 1.2±0.014 46.97±0.695 98.62±2.631 1172.34±10.291 TBI 12.23±0.237* 26.4±0.896* 36.3±1.917* 453.1±8.614* Cerebral ischemia 18.1±0.331* 16.35±0.417* 29.1±1.118* 364.61±7.924* 1,6±0.028 43.94±0.792 101.2±2.939 1233.1±9.144 14.75±0.542* 28.6±0.991* 43.2±1.249* 662.4±5.271* 2.65±0.634 48.91±0.541 109.24±1.712 1536.2±8.176 16.2±0.524±0.743* 27.5±0.335* 18.6±2.364* 379.65±6.928* Intact animals (Brain) Intact animals (Myocardium) Myocardial infarction Intact animals (Muscle tissue) Muscle dysfunction Note: * – statistically significant relative to the group of intact animals (Newman-Keuls test, p <0.05) At the same time, in animals with TBI, the content of Cox and mATP, in comparison with intact rats decreased by 1.8 times (p <0.05) and 2.7 times (p <0.05), , respectively. Under the conditions of myocardial infarc28 tion (Table 1), the rats showed a decrease in CoX and mATP activity relative to the intact group of animals by 1.5 times (p <0.05) and by 2.3 times (p <0.05), respectively. Besides, against the background of experimental Volume VII, Issue 1, 2019 оригинальная статья DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 muscle dysfunction (Table 1), the content of these enzymes also decreased (compared to the intact group of rats: CoX – by 1.8 times (p <0.05); mATP – by 5.9 times (p <0 , 05)). It is quite important that the observed negative changes in mitochondrial function under conditions of cerebral ischemia, TBI, myocardial infarction and muscle dysfunction were accompanied by a decrease in ATP concentration relative to intact rats by 3.2 times (p <0.05); by 2.6 times (p <0.05); by 1.8 times (p <0.05) and by 4 times (p <0.05), respectively. DISCUSSION Сurrently, it has been established that a significant number of pathologies are associated with the development of mitochondrial dysfunction [18]. Mitochondrial dysfunction is an integral part of the etiopathogeneses of various diseases, however, mitochondrial dysfunction plays the most important role in the development and progression of pathologies of the brain, heart and skeletal muscles – most energy-intensive organs, functioning of which requires a constant sum of macroergs [19–21]. The present study focused on the evaluationt of mitochondrial respiration function under conditions of ischemic genesis pathologies, in which there is a significant energy deficit that directly characterizes the activity of mitochondria – focal ischemia, brain injury, myocardial infarction and muscle dysfunction [22]. The study has shown that under conditions of model pathologies, there is a significant deterioration in the ATP-synthetic ability of mitochondria, which reflects a decrease in the maximum level of respiration, respiratory capacity and ATP-generating ability of mitochondria in comparison with intact animals [23]. At the same time, it is important that the decrease in the ATP-synthesizing function of mitochondria was accompanied by the intensification of glycolysis processes which was not compensated, and had a maximum permissible nature. It can be judged by a significant decrease in glycolytic capacity, glycolytic reserve and ATP concentration in the aniREFERENCES 1. Lerner CA, Sundar IK, Rahman I. Mitochondrial redox system, dynamics, and dysfunction in lung inflammaging and COPD. Int J Biochem Cell Biol. 2016 Dec;81(Pt B):294-306. DOI: 10.1016/j.biocel.2016.07.026. 2. Zielonka J, Joseph J, Sikora A, Hardy M, Ouari O, Vasquez-Vivar J, Cheng G, Lopez M, Kalyanaraman B. Mitochondria-Targeted Triphenylphosphonium-Based Compounds: Syntheses, Mechanisms of Action, and Therapeutic and Diagnostic Applications. Chem Rev. 2017 Aug 19;117(15):1004310120. DOI: 10.1021/acs.chemrev.7b00042. 3. Menges S, Minakaki G, Schaefer PM, et al. Alpha-synuclein prevents the formation of spherical mitochondria and apoptosis under oxidative stress. Sci Rep. 2017 Feb 22;7:42942. DOI:10.1038/srep42942 Том 7, Выпуск 1, 2019 mals with model pathologies relative to the intact rats [24]. In addition, dysfunction of mitochondrial complexes I, II, IV and V was observed in animals against the background of the pathological processes of the brain, myocardium and muscles, which, ultimately, had a negative effect on the process of electron transfer in the mitochondrial respiratory chain [25]. NOX4 indicates a significant decrease in the electron transport potential of complexes I and II, with an increasing prooxidant potential of the cell [26]. It is known that when it is impossible to directly transport oxygen in the mitochondrial respiratory chain, the oxidizer is metabolized in an alternative way with activation of NADPH oxidase and in particular NOX4, resulting in a significant increase in the intracellular concentration of the superoxide radical that triggers oxidative stress [27]. Subsequently, the termination of electron transfer in complexes IV and V (confirmed by a decrease in CoX and mATP activity) hinders the conversion of ADP to ATP, and as a result, the total pool of high-energy compounds decreases, requiring an increase in glycolysis processes, which has been also established by this study and is consistent with the literature data [28]. CONCLUSION Based on the data obtained, a significant deterioration of the mitochondrial respirometric function under conditions of ischemic brain, myocardial and skeletal musculature, accompanied by dissociation of electron transfer in the mitochondrial respiratory chain (dysfunction of complexes I, II, IV and V), decrease in ATP-synthesizing ability of mitochondria and the reinforcement of the glycolysis processes of a limiting nature can be supposed. In this case, probably, the correction of the mitochondrial respiratory function may be a new strategy for the treatment of ischemic conditions, which allows the targeted therapeutic effect to level the energy deficit and the mechanisms of cellular damage associated with it under ischemia. 4. Zorov DB, Juhaszova M, Sollott SJ. Mitochondrial reactive oxygen species (ROS) and ROS-induced ROS release. Physiol Rev. 2014 Jul;94(3):909-50. DOI: 10.1152/physrev.00026.2013. 5. Bergman O, Ben-Shachar D. Mitochondrial Oxidative Phosphorylation System (OXPHOS) Deficits in Schizophrenia: Possible Interactions with Cellular Processes.Can J Psychiatry. 2016 Aug;61(8):457-69. DOI: 10.1177/0706743716648290. 6. Alston CL, Rocha MC, Lax NZ, Turnbull DM, Taylor RW. The genetics and pathology of mitochondrial disease. J Pathol. 2017 Jan;241(2):236-50. DOI: 10.1002/path.4809 7. Chinnery PF. Mitochondrial disease in adults: what’s old and what’s new? EMBO Mol Med. 2015 Dec;7(12):1503-12. DOI: 10.15252/ emmm.201505079 29 Research Article ISSN 2307-9266 e-ISSN 2413-2241 8. O-Uchi J, Ryu SY, Jhun BS, Hurst S, Sheu SS. Mitochondrial ion channels/transporters as sensors and regulators of cellular redox signaling. Antioxid Redox Signal. 2014 Aug 20;21(6):987-1006. DOI: 10.1089/ars.2013.5681. 9. Di Meo S, Reed TT, Venditti P, Victor VM. Role of ROS and RNS Sources in Physiological and Pathological Conditions. Oxid Med Cell Longev. 2016;2016:1245049. DOI: 10.1155/2016/1245049 10. Ferrari D, Stepczynska A, Los M, Wesselborg S, Schulze-Osthoff K. Differential regulation and ATP requirement for caspase-8 and caspase-3 activation during CD95- and anticancer drug-induced apoptosis. J Exp Med. 1998;188(5):979-84. 11. Khacho M, Tarabay M, Patten D, et al. Acidosis overrides oxygen deprivation to maintain mitochondrial function and cell survival. Nat Commun. 2014 Apr 1;5: article number 3550. DOI:10.1038/ncomms4550 12. Bederson JB, Pitts LH, Tsuji M, Nishimura MC, Davis RL, Bartkowski H. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke.1986;17(3):472-76. 13. Voronkov AV, Kalashnikova SA, Khuri, EI, Pozdnyakov DI. Modelirovanie cherepno-mozgovoj travmy v usloviyah ehksperimenta u krys [Simulation of craniocerebral trauma in the conditions of experiment in rats]. Modern problems of science and education. 2016;5. Available on: http://www.science-education.ru/ru/article/view?id=25242. Russian. 14. Voronkov AV, Pozdnyakov DI, Voronkova MP. Kompleksnaya validacionnaya ocenka novogo metodicheskogo podhoda k izucheniyu fizicheskogo i psihoehmocionalnogo perenapryazheniya v ehksperimente [Comprehensive validation assessment of a new methodological approach to the study of physical and mental strain in the experiment]. Fundamental research. 2015;1-5:915-919; Available on: http://www.fundamental-research.ru/ru/article/ view?id=37486. 15. Sisakyan A.S., Oganyan V.A., Semerdzhyan A.B., Petrosyan M.V., Sisakyan S.A., Gurevich M.A. Vliyanie faktora angiogeneza na morfofunkcionalnoe sostoyanie miokarda u-krys pri ehksperimentalnom infarkte miokarda [Angiogenesis factor influence on myocardial morphology and function in rats with experimental myocardial infarction]. Russian cardiology journal. 2008;13(2):63-7. Russian. 16. Patel SP, Sullivan PG, Pandya JD, et al. N-acetylcysteine amide preserves mitochondrial bioenergetics and improves functional recovery following spinal trauma. Exp Neurol. 2014;257:95-105. DOI: 10.1016/j.expneurol.2014.04.026. 17. Redmann M, Benavides GA, Wani WY, et al. Methods for assessing mitochondrial quality control 30 mechanisms and cellular consequences in cell culture. Redox Biol. 2018;17:59-69. DOI: https://doi. org/10.1016/j.redox.2018.04.005. 18. Picard M, Wallace DC, Burelle Y. The rise of mitochondria in medicine. Mitochondrion. 2016 Sep;30:105-16. DOI: 10.1016/j. mito.2016.07.003 19. Lesnefsky EJ, Chen Q, Hoppel CL. Mitochondrial Metabolism in Aging Heart. Circ Res. 2016 May 13;118(10):1593-611. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.116.307505. 20. Cai Q, Tammineni P. Mitochondrial Aspects of Synaptic Dysfunction in Alzheimer’s Disease. J Alzheimers Dis. 2017;57(4):1087-103. DOI: 10.3233/JAD160726. 21. Boengler K, Kosiol M, Mayr M, Schulz R, Rohrbach S. Mitochondria and ageing: role in heart, skeletal muscle and adipose tissue. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 2017 Jun;8(3):349-69. DOI: 10.1002/ jcsm.12178. 22. Choudhury AR, Singh KK. Mitochondrial determinants of cancer health disparities. Semin Cancer Biol. 2017 Dec;47:125-46. DOI: 10.1016/j.semcancer.2017.05.001. 23. Szeto HH, Birk AV. Serendipity and the discovery of novel compounds that restore mitochondrial plasticity. Clin Pharmacol Ther. 2014 Dec;96(6):672-83. DOI: 10.1038/clpt.2014.174. 24. Dranka BP, Benavides GA, Diers AR, et al. Assessing bioenergetic function in response to oxidative stress by metabolic profiling. Free Radic. Biol. Med. 2011 Nov;51:1621–35. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2011.08.005 25. Salabei JK, Gibb AA, Hill BG. Comprehensive measurement of respiratory activity in permeabilized cells using extracellular flux analysis. Nat Protoc. 2014 Feb;9(2):421–38. DOI: 10.1038/nprot.2014.018 26. Kim YM, Kim SJ, Tatsunami R, Yamamura H, Fukai T, Ushio-Fukai M. ROS-induced ROS release orchestrated by Nox4, Nox2, and mitochondria in VEGF signaling and angiogenesis. Am J Physiol Cell Physiol. 2017 Jun 1;312(6):C749-C764. DOI: 10.1152/ajpcell.00346.2016 27. Shanmugasundaram K, Nayak BK, Friedrichs WE, Kaushik D, Rodriguez R, Block K. NOX4 functions as a mitochondrial energetic sensor coupling cancer metabolic reprogramming to drug resistance. Nat Commun. 2017 Oct 19;8(1):997. DOI:10.1038/ s41467-017-01106-1. 28. Smith MR, Vayalil PK, Zhou F, et al. Mitochondrial thiol modification by a targeted electrophile inhibits metabolism in breast adenocarcinoma cells by inhibiting enzyme activity and protein levels. Redox Biol. 2016 Aug;8:136-48. DOI: 10.1016/j.redox.2016.01.002 Volume VII, Issue 1, 2019 оригинальная статья DOI: 10.19163/2307-9266-2019-7-1-20-31 Conflict of interest The authors declare no conflict of interest. Authors Andrey V. Voronkov – Doctor of Science (Medicine), Associate Professor, Department of Pharmacology with a Course of Clinical Pharmacology, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute. ORCID ID:0000-00016638-6223. E-mail: prohor77@mail.ru Dmitry I. Pozdnyakov – Candidate of Sciences (Pharmacy), Senior Lecturer, Department of Pharmacology with a Course of Clinical Pharmacology, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute. ORCID ID:0000-00030889-7855. Е-mail: pozdniackow.dmitry@yandex.ru Siranush A. Nigaryan – post-graduate student of the Department of Pharmacology with a Course of Clinical Pharmacology, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute. ORCID ID: 0000-0001-9898-0518. Е-mail: 79682650210@yandex.ru Том 7, Выпуск 1, 2019 Elena I. Khouri – post-graduate student of the Department of Pharmacology with a Course of Clinical Pharmacology, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute. Е-mail: elena.belova@hotmail.ru Kirill A. Miroshnichenko – 5th-year student of the Pharmaceutical Department, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute. Е-mail: K220436@ yandex.ru Anastasia V. Sosnovskaya – 4th-year student of the Pharmaceutical Department, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute. Е-mail: 88misi88@yandex.ru Elena A. Olohova – Assistant of the Department of Pharmacology and Pharmaceutical Consulting with a course in software, Krasnoyarsk State Medical University n. a. V.F. Voyno-Yasenetsky. Е-mail: tabletka@ yandex.ru 31

作者简介

A. Voronkov

Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University

Email: prohor77@mail.ru

D. Pozdnyakov

Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University

Email: pozdniackow.dmitry@yandex.ru

S. Nigaryan

Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University

Email: 79682650210@yandex.ru

E. Khouri

Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University

Email: elena.belova@hotmail.ru

K. Miroshnichenko

Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University

Email: K220436@yandex.ru

A. Sosnovskaya

Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute – branch of Volgograd State Medical University

Email: 88misi88@yandex.ru

E. Olokhova

Krasnoyarsk State Medical University n. a V.F. Voyno-Yasenetsky

Email: tabletka@yandex.ru

参考

补充文件