Действие инсулина на экспрессию гена аполипопротеина a-i в макрофагах человека

Полный текст

Введение

Циркуляция липидов в плазме крови млекопитающих — важнейший процесс, обеспечивающий жизнедеятельность организма. Нарушения липидного обмена у человека (дислипопротеинемии) приводят к развитию ряда серьезных заболеваний, включая атеросклероз. При этом снижение уровня липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), принимающих участие в обратном транспорте холестерина из периферических тканей в печень, в плазме крови является одним из факторов риска развития атеросклероза [1]. Помимо участия в обратном транспорте холестерина, аполипопротеин A-I (ApoA-I) функционирует в качестве кофактора лецитинхолестеринацилтрансферазы [2], проявляет антиоксидантные свойства [3], а также способен ограничивать воспалительные реакции. В частности, показана способность ApoA-I блокировать активацию макрофагов T-лимфоцитами и ограничивать продукцию фактора некроза опухоли альфа (TNFα) и интерлейкина 1 бета [4, 5]. ApoA-I угнетает и другой провоспалительный фактор — C-реактивный белок [6]. С другой стороны, ApoA-I служит негативным показателем острой фазы воспалительного ответа — при развитии воспаления экспрессия гена apoA-I в печени и тонкой кишке резко снижается [7–9], а циркулирующий в плазме крови белок ApoA-I вытесняется из ЛПВП сывороточным амилоидом и разрушается сывороточными протеазами [4]. Установлено, что главными транспортерами холестерина к местам синтеза стероидных гормонов в стероидогенных тканях и органах млекопитающих (включая человека) являются ЛПВП, а белок, контролирующий этот процесс, — ApoA-I [10]. Основной белковый компонент ЛПВП млекопитающих — ApoA-I (более 70 % общего содержания белка ЛПВП у человека) [11]. У человека ApoA-I в основном синтезируется в печени и тонкой кишке [12]. В предыдущих исследованиях мы показали экспрессию гена apoA-I человека на уровне мРНК и белка в клетках моноцитарно-макрофагального ряда [13–15]. Дифференцировка моноцитов в макрофаги приводит к разделению единой по уровню ApoA-I популяции моноцитов на ApoA-I-бедные и ApoA-I-богатые макрофаги [13, 14]. Уровень эндогенного ApoA-I коррелирует с уровнем АТФ-связанного кассетного транспортера подсемейства А1 (ABCA1). Более того, эндогенный ApoA-I способен стабилизировать ABCA1 [13]. В отличие от гепатоцитов, в которых секреция ApoA-I приводит к формированию ЛПВП в плазме крови, в макрофагах секретируемый ApoA-I связан с внешней поверхностью цитоплазматической мембраны (поверхностный ApoA-I макрофагов). Это в значительной степени обусловлено взаимодействием ApoA-I с кассетным транспортером ABCA1 [13]. Подавление синтеза ApoA-I в макрофагах человека способствует усилению их провоспалительной активности, в частности, повышается базовая продукция провоспалительного цитокина TNFα, рецептора липополисахаридов (ЛПС) — толл-подобного рецептора 4 (TLR4) (может также взаимодействовать с модифицированными липопротеинами низкой плотности — ЛПНП), а также повышается уровень воспалительного ответа на ЛПС [13]. В свою очередь, уровень экспрессии apoA-I в моноцитах и макрофагах повышается (как на уровне мРНК, так и на уровне белка) при стимуляции макрофагов TNFα [14] или в условиях гипоксии [15]. Полученные данные позволяют рассматривать эндогенный ApoA-I как важный модулятор функционального состояния макрофагов.

Регуляция экспрессии гена apoA-I в макрофагах человека носит зеркальный характер относительно регуляции в основных местах синтеза данного белка — гепатоцитах и энтероцитах тонкой кишки. В частности, стимуляция клеток провоспалительным цитокином TNFα приводит к подавлению активности гена apoA-I в клетках HepG2 (модель гепатоцитов) и клетках Caco-2 (модель энтероцитов) [7–9], но активирует экспрессию гена apoA-I в моноцитах и макрофагах человека [13, 14]. Более того, факторы транскрипции LXRα и LXRβ, являющиеся лиганд-зависимыми репрессорами гена apoA-I в гепатоцитах [8, 16], в моноцитах и макрофагах активируют ген apoA-I [14]. Причинами подобной зеркальной регуляции могут быть белок-белковые взаимодействия между ядерными рецепторами LXRs и факторами транскрипции FOXO1 и FOXA2 (специфичен для гепатоцитов и энтероцитов, отсутствует в моноцитах и макрофагах) [17, 18].

Инсулин играет центральную роль в поддержании гомеостаза углеводов и липидов в организме [19]. Нарушения инсулинового сигналинга приводят к развитию сахарного диабета 2-го типа и вносят существенный вклад в развитие метаболического синдрома [20–22]. Роль инсулина в воспалительном процессе довольно противоречива. С одной стороны, известно, что инсулин блокирует ряд провоспалительных сигнальных путей и подавляет экспрессию провоспалительных генов [23–25]. С другой стороны, инсулин может проявлять провоспалительные свойства. Так, например, инсулин усиливает секрецию TNFα и IL-6 в макрофагах, дифференцированных из клеток THP-1 (острая моноцитарная лейкемия человека), индуцированных с помощью ЛПС [26]. Инсулин усиливает захват макрофагами модифицированных ЛПНП через индукцию экспрессии одного из скэвенджер-рецепторов (CD36) и ограничивает отток холестерина из макрофагов на ЛПВП, снижая уровень ABCA1 в макрофагах [27]. В гепатоцитах инсулин подавляет синтез ApoA-I через факторы транскрипции FOXO1 и LXRs [17]. Ничего не известно о возможной регуляции экспрессии гена apoA-I инсулином в макрофагах человека.

Цель данной работы заключалась в изучении действия инсулина на экспрессию гена apoA-I в макрофагах человека и выявлении основных сигнальных каскадов, принимающих участие в такой регуляции.

Материалы и методы

Реактивы для работы были получены от зарубежных (Sigma-Aldrich, ThermoFisher, R&D Systems) и российских производителей. Агонист LXRs (TO901317), ингибиторы сигнальных путей (ингибитор фосфатидилинозитол-3-киназы (PI3K) LY2940023, ингибитор NF-κB QNZ) и инсулин были получены от фирмы Sigma-Aldrich. Моноклональные мышиные антитела к ApoA-I человека приобретены у компании Bio-Rad (кат. номер 0650-0050). В качестве вторых антител использовали ослиные антитела против иммуноглобулинов мыши, меченные DyLight-649 (Abcam, кат. номер ab6669-1).

Клеточные культуры и макрофаги, дифференцированные из моноцитов периферической крови человека

В работе использовали линию клеток THP-1, полученную из банка клеточных культур Института цитологии РАН (Санкт-Петербург, Россия). Клетки THP-1 культивировали в среде RPMI-1640 c добавлением 10 % телячьей эмбриональной сыворотки (FCS) (HyClone), в атмосфере 5 % CO₂ при 37 °C. Дифференцировку моноцитов THP-1 в макрофаги проводили, инкубируя моноциты с форбол-12-миристат-13-ацетатом (англ. phorbol 12-myristate 13-acetate — PMA) (50 нг/мл) по протоколу, описанному ранее [28].

Консервированную донорскую кровь, непригодную для переливания, закупали на станции переливания крови (Московский пр., 104), перевозили в здание отдела биохимии Института экспериментальной медицины в охлажденном виде. Доноры подписывали информированное добровольное согласие. Для получения первичных макрофагов выделяли мононуклеары из крови человека с помощью центрифугирования в градиенте плотности фиколла, как описано в [29]. Для этого в 50-миллилитровые пробирки наливали 15 мл фиколла и сверху наслаивали 35 мл крови, центрифугировали 30 мин (2000 об/мин (1500 g), 18 °С). Затем отбирали слой, содержащий мононуклеарные клетки, и дважды отмывали раствором Хенкса. Осадок ресуспендировали в культуральной среде RPMI-1640, содержащей 10 % FCS, разливали по лункам планшетов и инкубировали при 37 °C в атмосфере 5 % CO₂ в течение 2 ч для адгезии моноцитов. После этого моноциты отмывали от не прикрепившихся к субстрату клеток (лимфоциты) в растворе Хенкса, к отмытым моноцитам добавляли свежую культуральную среду RPMI-1640, содержащую 10 % FCS, и дифференцировали моноциты в макрофаги при 37 °C в атмосфере 5 % CO₂ в течение 5 сут.

Выделение РНК, реакции обратной транскрипции и полимеразная цепная реакция в реальном времени

Выделение РНК, постановка реакций обратной транскрипции и полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени (англ. RealTime PCR) описаны ранее [8]. Тотальную РНК из культивируемых клеток выделяли с использованием реагента RNA STAT-60 (Tel-Test) в соответствии с инструкциями изготовителя. Остатки геномной ДНК удаляли обработкой ДНКазой I, свободной от РНКаз (Roche Applied Science) в течение 30 мин при 37 °C. Реакцию останавливали добавлением натриевой соли этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА) до конечной концентрации 2 мМ с последующей инактивацией ДНКазы I прогреванием при 70 °C в течение 15 мин. Концентрацию и чистоту РНК определяли с помощью планшетного спектрофотометра Synergy 2 (BioTek). Отношение оптических плотностей при длинах волн 260 и 280 нм было выше 2, и отношение оптических плотностей при 260 и 230 нм было выше 1,7. Отсутствие деградации РНК проверяли электрофорезом в 1 % агарозном геле по сохранению целостности рибосомных РНК. Для проведения реакции обратной транскрипции брали равное количество РНК для всех точек. Реакцию обратной транскрипции (c 1 мкг тотальной РНК) проводили с помощью праймеров oligo-dT и специфических 3′-праймеров к гену apoA-I и реактивов компании Promega.

Полимеразную цепную реакцию в реальном времени осуществляли по технологии Taqman или по интеркаляции SYBRGreen с применением амплификатора CFX-96 производства компании Bio-Rad. Компоненты реакционной смеси были приобретены у компании Синтол (Москва, Россия). Праймеры и флуоресцентные пробы для apoA-I и референсных генов, кодирующих 60S кислый рибосомальный белок P0 (RPLP0), циклофилин A и β-актин, были описаны ранее [8, 13, 17, 30]. Относительный уровень мРНК гена apoA-I оценивали совместно с детекцией референсных генов в той же реакции (мультиплексная ПЦР). Нормализацию результатов выполняли по геометрическому среднему из трех референсных генов, как описано ранее [31]. Число циклов ПЦР для каждого гена, при котором уровень флуоресценции превышал в 10 раз значения стандартного отклонения флуктуаций в фоновой флуоресценции, определяли с помощью CFX-96 RealTime PCR System and automated software (Bio-Rad). Относительные значения уровня мРНК apoA-I (в процентах относительно контрольного образца) вычисляли по формуле

2 ^{(Ct (control) – Ct (опыт))} · 100.

Проточная цитофлуорометрия

Макрофаги фиксировали в 4 % формальдегиде в течение 10 мин при 22 °C, отмывали 3 раза в натрий-фосфатном буфере (PBS) с 0,1 M глицина и инкубировали 40 мин при 22 °C с блокирующим буфером (PBS, 1 % бычий сывороточный альбумин (BSA), 3 % FCS, неспецифические человеческие иммуноглобулины G (1 мкг/мл) и 0,02 % Tween-20). Клетки THP-1 обрабатывали мышиными моноклональными антителами против человеческого ApoA-I (Bio-Rad, кат. номер 0650-0050), разведение 1/250 (PBS, 1 % BSA и 0,02 % Tween-20), в течение 2 ч при 22 °C, отмывали 3 раза в PBS и инкубировали со вторыми ослиными поликлональными антителами против мышиных белков иммуноглобулинов G, конъюгированных с красителем DyLight 649 (Abcam, кат. номер ab6669-1), разведение 1/1000 (PBS, 1 % BSA и 0,02 % Tween-20), в течение часа при 22 °C. Затем клетки отмывали 3 раза в PBS и фиксировали в PBS с 1 % формальдегидом для проточной цитофлуорометрии. Клетки THP-1, обработанные вторичными антителами, но не инкубированные с антителами против ApoA-I, использовали в качестве контроля специфичности иммуноокраски (изотип-контроль). Проточная цитофлуорометрия и клеточный сортинг были проведены с применением Epics Altra flow cytofluorimeter (Beckman Coulter, США) и программы FCSalyzer (https://sourceforge.net/projects/fcsalyzer/).

Статистический анализ

Результаты представляли как среднее арифметическое ± стандартная ошибка среднего. Статистический анализ различий между сравниваемыми группами выполняли путем проверки по критерию Стьюдента (non-paired t-test) и Даннета. Различия считали статистически значимыми при p < 0,05. Все статистические анализы выполняли в программе Statistica 5.0 (StatSoft, Inc., США).

Результаты и обсуждение

В предыдущих исследованиях мы показали дозозависимое действие инсулина на активность гена apoA-I в гепатоцитах [17]. При концентрации 0,7 нМ экспрессия apoA-I усиливалась через 24 ч, через 48 ч эффект исчезал. Добавление к гепатоцитам инсулина в концентрации 100 нМ не оказывало эффекта на уровень мРНК apoA-I через 24 ч инкубации, но приводило к подавлению экспрессии гена через 48 ч инкубации. Возможное влияние инсулина на синтез apoA-I в макрофагах человека оценивали методом ПЦР в реальном времени, используя две концентрации инсулина — 0,7 и 100 нМ. Первая концентрация соответствует физиологическому уровню инсулина в крови после приема пищи. Инсулин в концентрации 100 нМ применяют в экспериментах in vitro стандартно. В качестве положительного контроля использовали TNFα (20 нг/мл), который стимулирует экспрессию гена apoA-I в макрофагах человека [14]. Во всех точках время инкубации клеток (либо макрофагов, дифференцированных из моноцитов периферической крови человека в течение 5 суток, либо макрофагов THP-1) с инсулином составляло 24 ч. Усредненные результаты четырех экспериментов представлены на рис. 1.

 

Рис. 1. Повышение уровня матричной РНК aроA-I в макрофагах под действием инсулина. Макрофаги, дифференцированные из моноцитов периферической крови человека в течение 5 сут (a), макрофаги THP-1 (b). Указан относительный уровень экспрессии мРНК aроА-I, где за 100 % принят уровень мРНК в нестимулированных макрофагах. На диаграммах представлены средние значения ± ошибка среднего. ^# p < 0,01 (t-критерий)

Fig. 1. The elevation of ApoA-I mRNA level in human macrophages after insulin treatment. The macrophages differentiated for 5 days from human monocytes isolated from peripheral blood (a), THP-1 macrophages (b). The diagrams show the relative apoA-I gene expression level (100% in the unstimulated macrophages). The diagrams show the mean values ± the standard error of mean. ^# p < 0.01 (t-test)

 

Обе концентрации инсулина приводили к существенной стимуляции экспрессии гена apoA-I как в макрофагах, дифференцированных из клеток THP-1, так и в макрофагах, дифференцированных из моноцитов периферической крови человека. Уровень стимуляции оказался сопоставим с уровнем стимуляции при действии TNFα. Синтез белка ApoA-I контролируется не только через транскрипцию, но и на посттранскрипционном уровне. Кроме того, для этого гена характерна разнонаправленная регуляция на уровне мРНК и белка. Так, например, стимуляция клеток гепатомы человека HepG2 грамоксоном (индуктор оксидативного стресса) приводила к одновременной индукции транскрипции гена apoA-I и ускорению деградации мРНК apoA-I [32]. В наших исследованиях было установлено, что инкубация клеток HepG2 с инсулином (100 нМ) в течение 24 ч не вызывает заметных изменений в уровне мРНК ароА-1, но существенно повышает количество внутриклеточного белка АроА-1 [17]. В отличие от гепатоцитов и энтероцитов, где подавляющая часть всего ApoA-I секретируется в составе насцентных ЛПВП, в макрофагах в норме полноценной секреции не происходит. Вместо этого ApoA-I остается в мембраносвязанном состоянии, образуя комплекс с ABCA1 и/или с рафтами цитоплазматической мембраны [13]. Более того, предварительные результаты позволяют утверждать, что функциональное значение в макрофагах имеет именно мембраносвязанная форма ApoA-I, так как существуют сильные корреляции между количеством мембраносвязанного ApoA-I и функциональной активностью макрофагов (воспалительная активность, захват модифицированных ЛПНП, миграционная активность) (Некрасова и др., неопубликованные данные). Действие инсулина на уровень поверхностного белка ApoA-I проверяли методом проточной цитофлуорометрии. Макрофаги, дифференцированные из моноцитов периферической крови человека в течение 5 сут, инкубировали с инсулином в концентрации 100 нМ в течение 24 ч, затем окрашивали антителами к АроА-I (см. «Материалы и методы»). Результаты представлены на рис. 2. Установлено, что обработка первичных макрофагов инсулином (100 нМ, 24 ч) приводит к снижению содержания поверхностного ApoA-I, несмотря на то что в тех же условиях эксперимента наблюдается повышение уровня мРНК этого гена. Полученные результаты еще раз подтверждают сложный и многоуровневый характер регуляции экспрессии гена apoA-I, не исчерпывающийся регуляцией инициации транскрипции. Для детального анализа этих механизмов регуляции необходимы дополнительные исследования.

 

Рис. 2. Уменьшение уровня поверхностного белка АроА-I в макрофагах под действием инсулина. K — контрольные, не обработанные инсулином макрофаги; + insulin — макрофаги, инкубированные с инсулином; X-Med — медиана интенсивности флуоресценции

Fig. 2. The ApoA-I surface level on human macrophages decreases by insulin treatment. K — control macrophages without treatment with insulin; + insulin — macrophages, treated by insulin; X-Med — median fluorescence intensity

 

Инсулин, взаимодействуя со своим мембранным тирозинкиназным рецептором, инициирует ряд сигнальных каскадов (рис. 3). Для выяснения возможного участия данных каскадов в инсулин-зависимой активации гена apoA-I в макрофагах человека мы применили ингибиторный анализ. Макрофаги, дифференцированные из моноцитов периферической крови человека в течение 5 сут, обрабатывали ингибитором NF-κB QNZ с концентрацией 10 нМ, агонистом LXR TO901317 с концентрацией 5 мкМ, ингибитором PI3K LY2940023 с концентрацией 10 мкМ в течение часа. Затем к клеткам добавляли инсулин 100 нМ, инкубировали 24 ч. Потом из клеток выделяли РНК и измеряли уровень экспрессии apoA-I, используя метод ПЦР в реальном времени. Усредненные результаты четырех экспериментов представлены на рис. 4.

 

Рис. 3. Схема сигнальных каскадов, инициируемых инсулином: QNZ — ингибитор NF-κB; LY294002 — ингибитор PI3K; ТО901317 — агонист LXRs

Fig. 3. The scheme of signal cascades initiated by insulin: QNZ — the inhibitor of NF-κB; LY294002 — the inhibitor of PI3K; TO901317 — the agonist of nuclear receptors LXRα and LXRβ

 

Рис. 4. Влияние инсулина на уровень мРНК apоА-I: роль ядерных рецепторов LXRs, PI3K и фактора транскрипции NF-κB. Указан относительный уровень экспрессии мРНК apoА-I, где за 100 % принят уровень мРНК в нестимулированных макрофагах. На диаграмме представлены средние значения уровня мРНК apoA-I ± ошибка среднего. Критерий Стьюдента — * p < 0,05. Критерий Даннета — # p < 0,01. Столбцы белого цвета отображают интенсивность транскрипции в контрольных клетках, столбцы черного цвета — интенсивность транскрипции в клетках, обработанных инсулином

Fig. 4. The influence of insulin on ApoA-I mRNA level: the role of nuclear receptors LXRs, PI3K and transcription factor NF-κB. The diagram shows the relative apoA-I gene expression level (100% in the unstimulated macrophages).The diagram shows the mean values ± the standard error of mean. * p < 0.05 (t-test); # p < 0.01 (Dunnet’s test). White columns correspond to the unstimulated cells; black columns correspond to the cells treated by insulin

 

Установлено, что блокирование любого из протестированных сигнальных путей — фактора транскрипции NF-κB, PI3K или активация факторов транскрипции LXRs — приводит к отмене стимулирующего эффекта инсулина на уровень мРНК apoA-I. Следовательно, индукция транскрипции apoA-I в присутствии инсулина зависит от совместного действия минимум двух сигнальных каскадов, завершающихся на факторах транскрипции NF-κB и LXRs. Кроме того, нельзя исключать возможное участие в этом процессе фактора транскрипции FOXO1, который способен образовывать комплекс с LXRβ. Более того, инсулин-индуцированное удаление такого комплекса с промотора гена apoA-I в гепатоцитах объясняет репрессорное действие инсулина (100 нМ) на активность данного гена [17]. Роль FOXO1 в инсулин-опосредованной стимуляции экспрессии гена аpoA-I в макрофагах человека еще предстоит изучить. Исходя из результатов наших предыдущих работ и литературных данных, в гепатоцитах инсулин может регулировать экспрессию apoA-I через фосфатидилинозитол-3-киназу, протеинкиназы B и C и фактор транскрипции Sp1 [17, 33]. Вместе с тем протеинкиназа B в макрофагах фосфорилирует IκB-киназу и активирует фактор транскрипции NF-κB. Обработка макрофагов ингибитором NF-κB не только отменяет эффект инсулина, но и снимает стимулирующее действие TNFα [14]. Более того, в гепатоцитах фактор транскрипции NF-κB играет ключевую роль в подавлении активности гена apoA-I под действием ЛПС [34] или TNFα [8]. Интересно, что промотор гена apoA-I не содержит сайтов связывания для фактора транскрипции NF-κB [34]. По-видимому, основным механизмом действия NF-κB является трансрепрессия со стороны ядерных рецепторов, вовлеченных в регуляцию активности гена apoA-I. Фактор транскрипции NF-κB способен образовывать комплексы с такими ядерными рецепторами, как HNF4α, PPARα, причем образование таких комплексов ведет к взаимной инактивации обоих факторов транскрипции [34, 35]. Зеркальный характер регуляции гена apoA-I в гепатоцитах и макрофагах обусловливает обратный характер действия NF-κB в макрофагах по сравнению с гепатоцитами: если в гепатоцитах NF-κB принимает участие в передаче репрессивных сигналов на промотор apoA-I (от ЛПС [34], TNFα [8, 9]), то в макрофагах те же воздействия (ЛПС, TNFα) ведут к активации экспрессии apoA-I. При этом ядерный рецептор PPARα, через который действует NF-κB при передаче сигнала от ЛПС и TNFα, в гепатоцитах выступает в качестве активатора apoA-I [8, 9, 34], тогда как в макрофагах — в качестве репрессора apoA-I [14].

Остается открытым вопрос о функциональной роли инсулина в регуляции гена apoA-I. Можно ли считать незначимой индукцию транскрипции гена apoA-I в макрофагах, если параллельно уровень поверхностного ApoA-I не растет, а снижается? Мы отвечаем на данный вопрос отрицательно. В предыдущих исследованиях при анализе уровня мРНК аpoA-I в ApoA-I-бедных и в ApoA-I-богатых макрофагах было установлено, что количество мРНК аpoA-I больше в ApoA-I-бедных макрофагах [13]. Более того, именно ApoA-I-бедные макрофаги сохраняли способность синтезировать ApoA-I в ответ на такие воспалительные стимулы, как TNFα, тогда как ApoA-I-богатые макрофаги утрачивали эту способность [13]. Следовательно, можно предположить, что действие инсулина усиливает будущий антивоспалительный ответ макрофагов, заключающийся в резком повышении уровня поверхностного ApoA-I в качестве реакции на провоспалительные стимулы. Дальнейшие исследования, как ожидается, позволят окончательно прояснить данный вопрос.

Таким образом, в данной работе впервые показана регуляция гена apoA-I инсулином в макрофагах человека. Установлено, что в индукции транскрипции гена apoA-I под действием инсулина ключевую роль играет сигнальный каскад PI3K – AKT и факторы транскрипции NF-κB и LXRs. Повышение уровня мРНК аpoA-I в присутствии инсулина сопровождается снижением уровня поверхностного ApoA-I.

Выводы

1. Инсулин индуцирует транскрипцию гена ApoA-I в макрофагах человека.
2. Несмотря на повышение количества мРНК apoA-I в стимулированных инсулином макрофагах, уровень поверхностного ApoA-I в таких клетках снижен.
3. Активация транскрипции гена apoA-I под действием инсулина зависит от сигнального каскада PI3K – AKT и от факторов транскрипции NF-κB и LXRs.

Дополнительная информация

Соблюдение этических норм. Все международные, национальные и/или институциональные принципы работы с донорской кровью были соблюдены.

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Список сокращений

ЛПВП — липопротеины высокой плотности; ЛПНП — липопротеины низкой плотности; ЛПС — липополисахариды; ПЦР — полимеразная цепная реакция; ПЦР в реальном времени (англ. RealTime PCR) — полимеразная цепная реакция в режиме реального времени; ABCA1 — АТФ-связанный кассетный транспортер подсемейства А1; apoA-I — аполипопротеин А-I; BSA — бычий сывороточный альбумин; FCS — телячья эмбриональная сыворотка; PBS — натрий-фосфатный буфер; PI3K — фосфатидилинозитол-3-киназа; TNFα — фактор некроза опухоли альфа.

Об авторах

Екатерина Викторовна Некрасова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины»

Email: nekrasova@iem.sp.ru

научный сотрудник лаборатории регуляции липидного обмена отдела биохимии

Россия, Санкт-Петербург

Екатерина Владимировна Данько

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Санкт‑Петербургский государственный университет»

Email: danko@iem.sp.ru

студент кафедры биохимии биологического факультета

Казахстан, Санкт-Петербург

Владимир Станиславович Шавва

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины»

Email: shavva@iem.sp.ru
SPIN-код: 5428-6800

канд. биол. наук, старший научный сотрудник лаборатории регуляции липидного обмена отдела биохимии

Россия, Санкт-Петербург

Элла Борисовна Диже

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины»

Email: dizhe@iem.sp.ru

канд. биол. наук, ведущий научный сотрудник лаборатории регуляции липидного обмена отдела биохимии

Россия, Санкт-Петербург

Галина Николаевна Олейникова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины»

Email: galina@iem.sp.ru

лаборант-исследователь лаборатории регуляции липидного обмена отдела биохимии

Россия, Санкт-Петербург

Сергей Владимирович Орлов

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины»; Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования «Санкт‑Петербургский государственный университет»

Автор, ответственный за переписку.
Email: serge@iem.sp.ru
ORCID iD: 0000-0002-3134-1989
SPIN-код: 1690-8110
Scopus Author ID: 7201920413
ResearcherId: N-6823-2014

кандидат биологических наук, старший научный сотрудник, отдел биохимии (ИЭМ); доцент, биологический факультет, кафедра эмбриологии (СПбГУ).

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

Дополнительные файлы