CHARACTERIZATION OF IBA-1-IMMUNOPOSITIVE CELLS IN RAT SPINAL CORD AND GANGLIA

Abstract


The objective of the present study was to examine the morphological features and the distribution of Iba-1 + cells in adult rat spinal cord and ganglia. Seven adult Wistar rats were used. Iba-1+ cells were detected with polyclonal goat antibodies. Immunohistochemical antigen detection was carried out in paraffin-embedded tissue sections fixed with zinc-ethanol-formaldehyde. Microglial cells in Rexed laminae were shown to make contacts with ependymal cells and the cerebrospinal fluid of the spinal cord. Morphological differences between spinal ganglia Iba-1+ cells and spinal cord microglial cells are found. Terminology used to describe Iba-1 + cells in spinal ganglia is discussed. The data are useful for comparative characterization of changes possible upon modeling of different pathological processes.

Введение. Клетки микроглии являются особым типом тканевых макрофагов, которые присутствуют в центральной нервной системе (ЦНС) и принадлежат к группе мононуклеарных фагоцитов [1]. В настоящее время считается, что они имеют мезенхимное происхождение. Основная функция этих клеток состоит в поддержании гомеостаза нервной ткани. Клетки микроглии способны осуществлять защиту структур ЦНС от повреждений путем фагоцитоза, презентации антигенов и секреции цитокинов [2]. Микроглиоциты играют важную роль в регулировании развития, функционирования, гибели нейронов, а также принимают участие в патогенезе неврологических заболеваний, участвуют в развитии нейродегенеративных процессов [3, 4]. Известно, что в физиологических условиях микроглия присутствует в ЦНС в неактивированной рамифицированной (ветвящейся) форме. При повреждениях и различных патологических состояниях в головном и спинном мозге обнаруживаются активированные амебоидные клетки, а также микроглиоциты промежуточного типа. Для оценки количественных изменений и степени активации микроглии при иммуногистохимических исследованиях наиболее часто применяют антитела к кальций-связывающему белку Ша-1 (ionized calcium-binding adapter molecule 1), который является маркером микроглиоцитов [1]. Что же касается спинного мозга, то подавляющее большинство современных исследований посвящено изучению количественных морфологических и функциональных изменений микроглии и макрофагов спинного мозга (СМ) и спинномозгового ганглия (СМГ) при различных патологических состояниях. Так, широко изучается участие этих клеток в патогенезе демиелинизирующих заболеваний, в механизмах развития боли, вызванной механическим, инфекционным, аутоиммунным, диабетическим повреждением периферических нервов [5-9]. В неповрежденном спинном мозге роль микроглии недостаточно изучена. Известно, что микроглиоциты могут играть важную роль в синаптическом ремоделировании, участвовать в синаптогенезе и модулировать синап - тическую активность [10, 11]. Однако в литературе недостаточно внимания уделено описанию морфологических особенностей и распределения микроглии и макрофагов в интактном спинном мозге и СМ Г. Цель исследования: изучение морфологических особенностей и распределения 1Ьа-1-иммунопози- тивных клеток в СМ и СМГ взрослых крыс. Материалы и методы исследования. При выполнении работы использовался спинной мозг с соответствующими спинномозговыми ганглиями взрослых крыс Вистар (n=7). Содержание, умерщвление животных, экспериментальные мероприятия осуществляли с учетом «Правил проведения работ с использованием экспериментальных животных» и международных правил Хельсинкской декларации о гуманном обращении с животными. Материалом для исследования являлся шейный отдел спинного мозга взрослых крыс и соответствующие СМГ на уровне 3-5 сегмента. Материал фиксировали в цинк-этанол-формальдегиде в течение суток. СМ крыс выделяли с окружающими тканями (включая костную) и в связи с этим подвергали декальцинации в растворе муравьиной кислоты [12]. Далее материал обезвоживали в спиртах возрастающей концентрации и заливали в парафин. Серийные срезы толщиной 5 мкм подготавливали к иммуногистохимическим исследованиям по общепринятой методике. Перед проведением иммуногистохимической реакции на 1Ьа-1 производили тепловое демаскирование антигенов. Для блокирования эндогенной пероксидазы и неспецифических сайтов связывания антигена применяли соответствующие реагенты из набора Anti-Goat HRP-DAB Cell & Tissue Staining Kit (кат. № S008, R&D Systems, США). Для идентификации микроглиоцитов/макрофагов спинного мозга и спинномозгового ганглия крыс использовали поликлональные козьи антитела к антигену 1Ьа-1 (разведение 1:200, AbCam, Великобритания). При выявлении комплекса антиген-антитело применяли вторичные антикозьи биотинилированные антитела и стрептавидин, конъюгированный с пероксидазой, из набора Anti-Goat HRP-DAB Cell & Tissue Staining Kit (кат. № S008, R&D Systems, США). Визуализацию продукта иммуноцитохимической реакции проводили с помощью хромогена DAB+ (Dako, Дания). Препараты исследовали под микроскопом Leica DM750, фотосъемку выполняли с помощью фотокамеры ICC50 (Leica, Германия). Для анализа полученных изображений использовали компьютерную программу LAS EZ (Leica, Германия), позволяющую оценить размер клеток. Локализацию иммунопозитивных структур определяли с помощью атласа спинного мозга крыс [13]. Результаты и их обсуждение. При проведении иммуногистохимического исследования шейного отдела спинного мозга взрослых крыс было выявлено несколько морфологических разновидностей 1Ьа-1-содержащих клеток. В области вентральных рогов СМ (VII, VIII, IX пластинки Рекседа) в сером веществе выявляются многочисленные тонкие разветвленные отростки Ша-1 -иммунопозитивных (Iba-1+) клеток. Тела микроглиоцитов, выявленных в данной области СМ имеют преимущественно округлую или эллипсоид - ную форму. Такие рамифицированные микроглиоци- ты имеют несколько радиально расположенных длинных тонких сильно разветвленных отростков, которые нередко достигают цитоплазматической мембраны нейронов. Размер тел клеток достигает 5x7 мкм. Площадь, охватываемая отростками рами- фицированных микроглиоцитов, значительно превышает диаметр тела клетки и достигает размеров 45x50 мкм (рисунок, а). Также в области VIII-IX пл. Рекседа были обнаружены немногочисленные более крупные Iba-1 + иммунопозитивные клетки (размер тела до 11x9 мкм), часто располагающиеся в непосредственной близости к мотонейронам СМ. Такие гипертрофированные микроглио- циты имеют крупное округлое тело и толстые короткие первичные отростки, количество вторичных отростков сокращено (рисунок, б). Площадь, охватываемая отростками меньше, чем у рамифициро- ванных микроглиоцитов (до 28x28 мкм). В промежуточном сером веществе СМ (V-VI пластинки) Ша-1 -иммунопозитивность проявляют в основном отростки микроглиоцитов. Единичные тела клеток, попадающие в плоскость среза, имеют округлую форму и тонкие ветвящиеся отростки (размер тел клеток достигает 8x9 мкм). В области Х пластинки Рекседа экспрессия Ша-1 обнаруживается в цитоплазме микроглиоцитов, тела которых достигают 10x6 мкм и имеют эллипсоидную, реже округлую форму. Клетки имеют тонкие разветвленные отростки. В данной области СМ обнаружены отдельные микроглиоциты, расположенные непосредственно под слоем эпендимы (рисунок, в). Отростки таких субэпендимных микроглиоцитов вытянуты вдоль базальной части слоя эпендимы, однако некоторые из отростков проникают между эпендимоцитами (рисунок, г). В области центрального серого вещества обнаруживаются также многочисленные тонкие 1Ьа-1-иммунопози- тивные отростки. В ходе настоящего исследования в сером веществе задних рогов СМ (I-V пластинки) были обнаружены многочисленные мелкие (тело клетки до 6*5 мкм) иммунопозитивные клетки. В данной области преобладают микроглиоциты округлой формы с одним разветвленным отростком. Однако в области II-III пластинки также выявляются веретеновидные Iba-1 + -клетки, имеющие по 2 первичных отростка, ориентированных дорсовентрально и отдельные округлые микроглиоциты с несколькими разветвленными отростками. В IV пластинке Ша-1 иммунореактивность проявляет большое количество округлых клеток с несколькими радиальными разветвленными тонкими отростками. Площадь, охватываемая отростками таких микроглиоцитов, достигает 24x24 мкм. Стоит отметить, что в области V пластинки серого вещества задних рогов в плоскость среза попадают лишь единичные тела разветвленных клеток микроглии, иммунопозитивность проявляют в основном отростки. В области вентральных и латеральных канатиков белого вещества спинного мозга идентифицируются униполярные и биполярные иммунопозивные клетки с отростками вытянутыми вдоль волокон белого вещества (рисунок, д). Иммунопозитивные клетки дорзальных канатиков преимущественно округлой формы имеют несколько длинных тонких сильно разветвленных отростков. Тела клеток достигают размера 12x5 мкм. 1Ьа-1 -ммунопозитивные клетки чувствительного ганглия крысы имеют неправильную форму, один или несколько толстых отростков. Отдельные иммунопозитивные клетки имеют тонкие ветвящиеся отростки. Клетки располагаются между нейронами, тесно контактируя с клетками-сателлитами, окружающими нейроны (рисунок, е). Микроглиоциты ЦНС представляют собой клетки с небольшим телом и несколькими разветвленными отростками. Известно, что микроглия проявляет морфологическую и функциональную изменчивость и способна изменять форму от сильно-разветвленной до амебоидной, с полной утратой отростков [14]. В случае повреждающего воздействия, клетки микроглии активируются, реорганизуют мелкие отростки, сокращая их длину или расширяя один отросток в направлении повреждения, клеточные тела увеличиваются и изменяют форму. В связи с изменчивостью формы микроглиоцитов, в литературе предложено несколько морфологических классификаций клеток микроглии. Так, А. Karperien и соавт. выделяют разветвленную микроглию (рами- фицированную или покоящуюся), клетки с различной степенью изменения ветвления отростков (промежуточная, гипертрофированная, кустистая микроглия) и амебоидную полностью реактивную микроглию [14]. Также в зависимости от размера тела клетки и степени ветвления отростков микроглици- тов головного мозга различают рамифицированную, активированную, реактивную и амебоидную [1, 15]. Таким образом, однозначно можно выделить два функционально противоположных морфологических типа микроглии - покоящуюся рамифицированную и активированную амебоидную. Переходные морфологические формы принято считать клетками с различной степенью активации, которые присутствуют при повреждениях ЦНС, а также могут выявляться в интактном спинном и головном мозге [14]. Во многих исследованиях описано распределение типов микроглиоцитов в различных отделах головного мозга [14-18]. Исследования, посвященные анализу структурной организации и распределения клеток микроглии в неповрежденном спинном мозге единичны [9, 19]. В настоящем исследовании в области серого вещества неповрежденного спинного мозга взрослых крыс обнаружены рамифицированные и гипертрофированные микроглиоциты, клеток амебоидного типа выявлено не было. Стоит отметить, что покоящиеся иммунопозитивные клетки передних рогов СМ обладают более развитыми ветвящимися отростками, охватывающими большую площадь, по сравнению с микроглиоцитами задних рогов, центрального и промежуточного серого вещества. Также нами отмечено, что тела 1Ьа-1+-клеток задних рогов СМ мельче, чем микроглиоцитов других областей серого вещества. Установлено, что в сером веществе СМ клетки микроглии распределены хаотично, в то время как в белом веществе латерального и вентрального канатика иммунопозитивные клетки, как правило, ориентированы вдоль волокон. В отличие от клеток серого вещества, имеющих радиальные отростки, клеткам белого вещества свойственна веретеновидная форма и меньшая степень ветвления отростков. Также установлено, что клетки равномерно распределены в пределах белого и серого вещества СМ. Кроме того, зоны, охватываемые отдельными микроглиоцитами, не перекрываются. В настоящем исследовании установлено, что отростки отдельных микроглиоцитов, расположенных под слоем эпендимы, непосредственно контактируют с эпендимоцитами и цереброспинальной жидкостью спинного мозга. В исследованиях, моделирующих перивентрикулярное воспаление в головном мозге мыши, было описано развитие яркой субвентрикулярной микроглиальной реакции при интрацеребровент- рикулярном введении лентивирусного ТАТ- белка [20]. Также установлена способность микроглии данной области головного мозга активироваться в ответ на прямые повреждения эпендимных клеток в присутствии цитокинов в спинномозговой жидкости [21]. Вероятно, микроглиоциты, расположенные под слоем эпендимы в спинном мозге, находясь во взаимодействии с эпендимоцитами, способны обеспечивать контроль состава цереброспинальной жидкости и, при необходимости, создавать дополнительный барьер, препятствующий проникновению чужеродных белков и микроорганизмов из центрального канала, защищая СМ от повреждения. Также следует отметить, что область, окружающая центральный канал, представляет собой пролиферативную зону СМ взрослых крыс [22], аналогичную пролиферативным зонам головного мозга [23]. Можно предположить, что мик- роглиоциты данной области могут оказывать влияние на постнатальный нейроногенез в спинном мозге, поскольку in vitro они способны выполнять эту функцию [24]. Расположение клеток микроглии центрального серого вещества СМ в непосредственной близости к клеткам-предшественникам субэпендимной зоны, а также их взаимодействие с эпендимоцитами делает данную популяцию уникальной. Функциональные, морфологические и фенотипические особенности микроглии этой специализированной области спинного мозга в норме и при различных патологических состояниях требуют дальнейшего изучения. Известно, что в здоровом и поврежденном головном мозге микроглия осуществляет контроль функционирования синапсов и обеспечивает реконструкцию нейронных цепей [11, 25, 26]. В настоящем исследовании отмечено, что в сером веществе вентральных рогов СМ отростки рамифицированных и активированных микроглиоцитов тесно контактируют с цитоплазматической мембраной мотонейронов, вероятно, в области синапсов. На телах крупных и средних двигательных нейронов, а также на крупных дендритах, расположены холинергические синаптические С-бутоны, обеспечивающие связь с холинергическими интернейронами центрального серого вещества [27]. Взаимодействия микроглии с такими структурами на телах мотонейронов обеспечивают оценку функционального состояния синапсов, способствуют изменениям межнейронных связей СМ и, вероятно, оказывают модулирующие влияние на двигательную активность мотонейронов. Иммунопозитивные клетки, идентифицированные в области задних рогов спинного мозга, локализуются в поверхностных слоях серого вещества. Эти клетки имеют тесное взаимодействие с интернейронами, модулирующими сенсорные сигналы и могут принимать участие в регуляции системы обработки болевых сигналов, нейроны которой локализованы в I-V пластинках Рекседа [28]. Предполагается, что существуют молекулярные взаимодействия между микроглией и нейронами задних рогов СМ, которые способны потенцировать болевые сигналы при различных повреждениях и патологических состояниях [29, 30]. Отмечено, что активация микроглии дорсального рога спинного мозга происходит на ранней стадии невропатической боли и предшествует астроглиозу [31], т. е. микроглиальная реакция может являться пусковым механизмом нейропатической боли. В настоящем исследовании показано, что Iba-1 + -клетки спинномозгового ганглия крысы отличаются по форме от микроглиоцитов спинного мозга. Клетки имеют неправильную форму, один или несколько толстых неразветвленных отростков. Однако отдельные 1Ьа-1-иммунопозитивные клетки чувствительного ганглия имеют тонкие ветвящиеся отростки. Отмечено, что иммунопозитивные клетки СМГ равномерно распределены между мелкими, средними и крупными нейронами и контактируют с клеткам-сателлитами. Известно, что проникновение Iba-1 +-клеток СМГ между клетками сателлит- ной глии и взаимодействие с чувствительными нейронами обнаруживается при повреждениях периферических нервов [32-34]. После механических и биохимических воздействий Iba+ -клетки активируются, приобретают гипертрофированную форму и образуют кластеры, окружающие чувствительные нейроны [35-37]. Вопрос о непосредственном взаимодействии между Ша-1 -содержащими клетками и чувствительными нейронами интактного спинномозгового ганглия требует дополнительных исследований. В связи с тем, что в области чувствительных ганглиев отсутствуют синаптические контакты, то функции регулирования синаптогенеза, элиминации синапсов и ремоделирования нейронных цепей у !Ьа-1 + -клеток данной области отсутствуют. По-видимому, иммунопозитивные клетки спинномозгового ганглия выполняют макрофагальную функцию, обеспечивают непрерывный скрининг микроокружения и реагируют на широкий диапазон воздействий, угрожающих физиологическому гомеостазу нервной ткани. Считается, что микроглия присутствует лишь в ЦНС, защищенной гематоэнцефалическим барьером [38-42]. В периферической нервной системе популяция макрофагальных клеток представлена резидентными макрофагами и мононуклеарными клетками гематогенного происхождения [37]. Макрофаги, как и микроглиоциты, имеют мезенхимное происхождение и экспрессируют белок Ша-1 [43-45]. При описании !Ьа-1 + -клеток спинномозгового ганглия в литературе отсутствует единство в применяемой терминологии. Как правило, такие клетки называют макрофагами [33, 34, 37, 46, 47]. Однако в единичных исследованиях используется термин «микроглия». Так, N. Parto и соавт., опираясь на иммуногистохимическое выявление Ша-1- содержащих клеток, выделяют особую популяцию резидентных микроглиоцитов в чувствительном ганглии крысы [36]. В настоящем исследовании показано, что по своей форме и структуре отростков большинство Ша-1 -содержащих клеток СМГ крысы сходны с макрофагами. Однако отдельные Ша-1- иммунопозитивные клетки чувствительного ганглия имеют длинные ветвящиеся отростки, т. е. обладают морфологическими признаками рамифицированных микроглиоцитов. Вопрос о принадлежности Ша-1- содержащих клеток СМГ к группе микроглиоцитов требует проведения дополнительных исследований с применением широкого спектра селективных маркеров. Таким образом, в настоящем исследовании получены данные о структурной организации Ша-1- иммунопозитивных клеток интактных СМ и СМГ крысы, необходимые для сравнительной характеристики изменений, происходящих при моделировании различных патологических процессов. Вопрос о возможности отнесения Ша^-иммунопозитивных клеток спинномозгового ганглия к группе микроглиоци- тов нуждается в дополнительном изучении.

E A Kolos

Institute of Experimental Medicine

Email: iemmorphol@yandex.ru
St. Petersburg, Russia

D E Korzhevskii

Institute of Experimental Medicine

Email: iemmorphol@yandex.ru
St. Petersburg, Russia

  1. Коржевский Д. Э, Кирик О. В. Микроглия головного мозга и микроглиальные маркеры. // Морфология.- 2015.- Т. 147, № 3.- С. 37-44.
  2. Tambuyzer B. R., Ponsaerts P., Nouwen E. J. Microglia: gatekeepers of central nervous system immunology // J. Leukoc. Biol.- 2009.- Vol. 85, № 3.- Р. 352-370.
  3. Caldero J., Brunet N., Ciutat D., Hereu M., Esquerda J. Е. Development of microglia in the chick embryo spinal cord: implications in the regulation of motoneuronal survival and death // J. Neurosci. Res, 2009.- Vol. 87, № 11.- Р. 2447-2466.
  4. Olson J. К. Immune response by microglia in the spinal cord // Ann. N. Y. Acad. Sci.- 2010.- Vol. 1198.- Р. 271-278.
  5. Coyle D. Е. Partial peripheral nerve injury leads to activation of astroglia and microglia which parallels the development of allodynic behavior // Glia.- 1998.- Vol. 23, № 1.- Р. 75-83.
  6. David S., Kroner A. Repertoire of microglial and macrophage responses after spinal cord injury // Nat. Rev. Neurosci.- 2011.- Vol. 12, № 7.- Р. 388-399.
  7. Ledeboer A., Sloane E. М., Milligan E. D., Frank M. G., Mahony J. Н., MaierS. F., Watkins L. R. Minocycline attenuates mechanical allodynia and proinflammatory cytokine expression in rat models of pain facilitation // Pain, 2005.- Vol. 115, № 1-2.- Р. 71-83.
  8. Lin T., Li K., Zhang F. Y., Zhang Z. К., Light A. R., Fu K. Y. Dissociation of spinal microglia morphological activation and peripheral inflammation in inflammatory pain models // J. Neuroimmunol, 2007.- Vol. 192, № 1-2.- Р. 40-48.
  9. Zhang F., Vadakkan K. I., Kim S. S., Wu L. J., Shang Y., Zhuo M. Selective activation of microglia in spinal cord but not higher cortical regions following nerve injury in adult mouse // Mol. Pain.- 2008.- Vol. 4, № 15.- Р. 1-23.
  10. Kettenmann H., Hanisch U. К., Noda M., Verkhratsky A. Physiology of microglia // Physiol. Rev.- 2011.- Vol. 91, № 2.- Р. 461-553.
  11. Wu Y., Dissing-Olesen L., MacVicar B. A., Stevens B. Microglia: dynamic mediators of synapse development and plasticity // Trends Immunol.- 2015.- Vol. 36, № 10.- Р. 605-613.
  12. Колос Е. А., Коржевский Д. Э. Выявление нейрональных и глиальных антигенов после декальцинации в растворе муравьиной кислоты и фиксации в цинк-этанол-формальдегиде // Морфология.- 2013.- Т. 26, № 2.- С. 236-241.
  13. Watson C., Paxinos G., Kayalioglu G., Heise С. Atlas of the rat spinal cord // The spinal cord: a Christopher and Dana Reeve Foundation text and atlas, еd. by: С. Watson, G. Paxinos, G. Kayalioglu.- London: Academic Press, 2009.- Р. 238-306.
  14. Karperien A., Ahammer H., Jelinek H. F. Quantitating the subtleties of microglial morphology with fractal analysis // Front. Cell. Neurosci.- 2013.- Vol. 7, № 3.- Р. 1-57.
  15. Torres-Platas S. G., Comeau S., Rachalski A., Bo G. D., Cruceanu C., Turecki G., Giros B., Mechawar N. Morphometric characterization of microglial phenotypes in human cerebral cortex // J. Neuroinflammation, 2014. - Vol. 11, № 12, P.1-13.
  16. Кирик О. В., Сухорукова Е. Г., Алексеева О. С., Коржевский Д. Э. Субэпендимные микроглиоциты III желудочка головного мозга // Морфология.- 2014.- Т. 145, № 2.- С. 67-69.
  17. Коржевский Д. Э., Кирик О. В., Сухорукова Е. Г., Сырцова М. А. Микроглия черного вещества головного мозга человека // Медицинский академический журнал.- 2014.- Т. 14, № 4.- С. 68-72.
  18. Schnieder T. Р., Trencevska I., Rosoklija G., Stankov A., Mann J. J., Smiley J., Dwork A. J. Microglia of prefrontal white matter in suicide // J. Neuropathol. Exp. Neurol.- 2014.- Vol. 73, № 9.- Р. 880-890.
  19. Kaur C., Singh J., Ling E. A. Immunohistochemical and lectin-labelling studies of the distribution and development of microglia in the spinal cord of postnatal rats // Arch. Histol. Cytol.- 1993.- Vol. 56, № 5.- Р. 475-484.
  20. Philippon V., Vellutini C., Gambarelli D., Harkiss G., Arbuthnott G., Metzger D., Roubin R., Filippi P. The basic domain of the lentiviral Tat protein is responsible for damages in mouse brain: involvement of cytokines // Virology.- 1994.- Vol. 205, № 2.- Р. 519-529.
  21. Kong G. Y., Kristensson K., Bentivoglio M. Reaction of mouse brain oligodendrocytes and their precursors, astrocytes and microglia, to proinflammatory mediators circulating in the cerebrospinal fluid // Glia.- 2002.- Vol. 37, № 3.- Р. 91-205.
  22. Alfaro-Cervello C., Soriano-Navarro M, Mirzadeh Z., Alvarez-Buylla A., Garcia-Verdugo J. М. Biciliated ependymal cell proliferation contributes to spinal cord growth // J. Comp. Neurol.- 2012.- Vol. 520, № 15.- Р. 3528-3552.
  23. Коржевский Д. Э, Кирик О. В., Гилерович Е. Г. Постнатальный нейроногенез: идентификация клеток и терминология // Морфология.- 2013.- Т. 144, № 4.- С. 88-92.
  24. Walton N. М., Sutter B. М., Laywell E. D., Levkoff L. Н, Kearns S. М., Marshall 2nd G. Р., Scheffler B., Steindler D. A. Microglia instruct subventricular zone neurogenesis // Glia.- 2006.- Vol. 54.- Р. 815-825.
  25. Miyamoto A., Wake H., Moorhouse A. J., Nabekura J. Microglia and synapse interactions: fine tuning neural circuits and candidate molecules // Front. Cell Neurosci.- 2013.- Vol. 7, № 70.- Р. 1-19.
  26. Wake H., Moorhouse A. J., Miyamoto A., Nabekura J. Microglia: actively surveying and shaping neuronal circuit structure and function // Trends Neurosci.- 2013.- Vol. 36, № 4.- Р. 209-217.
  27. Колос Е. А., Коржевский Д. Э. Распределение холинергических и нитроксидергических нейронов в спинном мозгу у новорожденных и взрослых крыс // Морфология.- 2015.- Т. 147, № 2.- С. 32-37.
  28. D’Mello R., Dickenson A. H. Spinal cord mechanisms of pain // Brit. J. of Anaesthesia.- 2008.- Vol. 101, № 1.- Р. 8-16.
  29. Tsuda M., Inoue K., Salter M. W. Neuropathic pain and spinal microglia: a big problem from molecules in «small» glia // Trends Neurosci.- 2005.- Vol. 28, № 2.- Р. 101-107.
  30. Tsuda M., Masuda T., Tozaki-Saitoh H., Inoue K. Microglial regulation of neuropathic pain // J. Pharmacol. Sci.- 2013.- Vol. 121, № 2.- Р. 89-94.
  31. Zhuo M., Wu G., Wu L. J. Neuronal and microglial mechanisms of neuropathic pain // Mol. Brain.- 2011.- Vol. 4, № 31.- Р. 1-35.
  32. Hu P., McLachlan E. М. Macrophage and lymphocyte invasion of dorsal root ganglia after peripheral nerve lesions in the rat // Neuroscience.- 2002.- Vol. 112, № 1.- Р. 23-38.
  33. Kwon M. J., Kim J., Shin H., Jeong S. R., Kang Y. М., Choi J. Y., Hwang D. Н., Kim B. G. Contribution of macrophages to enhanced regenerative capacity of dorsal root ganglia sensory neurons by conditioning injury // J. Neurosci.- 2013.- Vol. 33, № 38.- P. 15095-15108.
  34. Scholz J., Woolf C. J. The neuropathic pain triad: neurons, immune cells and glia // Nat. Neurosci. -2007.- Vol. 10, № 11.- Р. 13611368.
  35. Manzhulo I. V., Ogurtsova O. S., Lamash N. Е., Latyshev N. A., Kasyanov S. Р., Dyuizen I. V. Analgetic effect of docosahexaenoic acid is mediated by modulating the microglia activity in the dorsal root ganglia in a rat model of neuropathic pain // Acta Histochem.- 2015.- Vol. 117, № 7.- Р. 659-666.
  36. Patro N., Nagayach A., Patro I. К. Iba-1 expressing microglia in the dorsal root ganglia become activated following peripheral nerve injury in rats // Indian J. Exp. Biol.- 2010.- Vol. 48, № 2.- Р. 110-116.
  37. Ton B. H., Chen Q., Gaina G., Tucureanu C., Georgescu A., Strungaru C., Flonta M. L., Sah D., Ristoiu V. Activation profile of dorsal root ganglia Ша-1 ( + ) macrophages varies with the type of lesion in rats // Acta Histochem.- 2013.- Vol. 115, № 8.- Р. 840-850.
  38. Крстич Р. В. Иллюстрированная энциклопедия по гистологии человека.- СПб., СОТИС, 2001, 520 с.
  39. Garman R. H. Histology of the central nervous system // Toxicologic Pathology.- 2011.- Vol. 39.- Р. 22-35.
  40. Goldmann T., Prinz M. Role of microglia in CNS autoimmunity // Clin. Dev. Immunol.- 2013.- Vol. 2013.- Р. 208093.
  41. Stoll G., Jander S. The role of microglia and macrophages in the pathophysiology of the CNS // Prog. Neurobiol.- 1999.- Vol. 58, № 3.- Р. 233-247.
  42. Xavier A. L., Menezes J. R., Goldman S. A., Nedergaard M. Fine-tuning the central nervous system: microglial modelling of cells and synapses // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci.- 2014.- Vol. 369 (1654).- Р. 20130593.
  43. Imai Y., Ibata I., Ito D., Ohsawa K., Kohsaka S. A novel gene iba1 in the major histocompatibility complex class III region encoding an EF hand protein expressed in a monocytic lineage // Biochem. Biophys. Res. Commun.- 1996.- Vol. 224.- P. 855-862.
  44. Ohsawa K., Imai Y., Kanazawa H., Sasaki Y., Kohsaka S. Involvement of Iba-1 in membrane ruffling and phagocytosis of macrophages/microglia // J. Cell. Sci.- 2000.- Vol. 113 (Pt 17).- Р. 3073-3084.
  45. Saijo K., Glass C. К. Microglial cell origin and phenotypes in health and disease // Nat. Rev. Immunol, 2011.- Vol. 11, № 11.- Р. 775-787.
  46. Romero A., Romero-Alejo E., Vasconcelos N., Puig M. М. Glial cell activation in the spinal cord and dorsal root ganglia induced by surgery in mice // Eur. J. Pharmacol.- 2013.- Vol. 702, № 1-3.- Р. 126-134.
  47. Vega-Avelaira D., Geranton S. М., Fitzgerald M. Differential regulationof immune responses and macrophage/neuron interactions inthe dorsal root ganglion in young and adult rats following nerveinjury // Mol. Pain.- 2009.- Vol. 5.- Р. 1-35.

Views

Abstract - 20

PDF (Russian) - 0

Cited-By


PlumX

Refbacks

  • There are currently no refbacks.

Copyright (c) 2016 Kolos E.A., Korzhevskii D.E.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies