Organization of the endoplasmic reticulum in cells of effective and ineffective pea nodules (Pisum sativum L.)

Cover Page

Abstract


Background. The endoplasmic reticulum (ER) is the largest membrane-bound organelle, which plays an important role in the functioning of a plant cell and participates in its differentiation.

Materials and methods. Using the methods of transmission electron microscopy, the morphological features and dynamics of structural changes in the ER in symbiotic nodules of pea (Pisum sativum L.) wild-type and mutants blocked at different stages of nodule development were studied.

Results. ER developed from a network of individual tubules in meristematic cells, to a developed network of cisterns around the nucleus and plasmalemma, and a network of granular and smooth tubules accompanying infection structures in colonized and infected cells and symbiosomes in infected cells.

Conclusions. A correlation was found between the level of development of the ER network and the degree of bacteroid differentiation.


ВВЕДЕНИЕ

Все клетки, в том числе и растительные, содержат основные клеточные органеллы, такие как ядра, пластиды, митохондрии, эндоплазматический ретикулум (ЭПР), аппарат Гольджи и другие компартменты [1, 2]. ЭПР представляет собой взаимосвязанную сеть цистерн и канальцев, которые располагаются по всей цитоплазме. Это самая большая, окруженная мембраной органелла в эукариотических клетках, которая играет важную роль в синтезе, модификации и перемещении как растворимых, так и мембранных белков, в биосинтезе и распределении фосфолипидов и стероидов, а также в детоксикации различных токсинов [3–5]. Различные функции, в которые вовлечен ЭПР, определяют разнообразие его морфологии в различных типах клеток. В развивающихся клетках растений, таких как клетки корневого чехлика и корневых волосков, ЭПР представлен в основном цистернами, тогда как в зрелых клетках растений чаще всего встречаются канальцы ЭПР. Кроме того, ЭПР претерпевает переходы от цистерн к канальцам и наоборот в ходе развития клетки, а также в ответ на биотические и абиотические воздействия, что делает его крайне динамической структурой [5].

ЭПР принимает участие в развитии симбиотического клубенька бобовых растений как на ранних, так и на поздних стадиях [6, 7]. Так, показано, что при взаимодействии бактерий Mesorhizobium loti с корневыми волосками Lotus japonicus формирование микроколонии ризобий и индукция инфекционной нити ассоциированы с конденсированной формой ЭПР, при которой канальцы формируют плотную сеть [6]. ЭПР связывает кончик инфекционной нити с ядром в клетке корневого волоска, принимая участие наряду с микротрубочками [8] в формировании цитоплазматических мостиков [6]. После достижения инфекционной нитью основания клетки корневого волоска, конденсированный ЭПР изменяет свою конфигурацию на открытую, представленную небольшими цистернами [6]. Для клубеньков Pisum sativum было показано, что сеть ЭПР активно развивается в ходе дифференцировки инфицированных клеток, однако в зоне азотфиксации количество профилей гранулярного ЭПР (ГрЭПР) снижается [7]. При исследовании организации ЭПР при формировании неэффективных клубеньков мутантными штаммами ризобий были получены противоречивые результаты. Так, два штамма Rhizobium meliloti R21 vio-r и R21 tum-r формировали на корнях Medicago sativa неэффективные клубеньки, в которых наблюдалось интенсивное развитие сети ГрЭПР [9]. Мутанты R. meliloti по генам nifA, nifD, nifH, nifK и fixA также образовывали клубеньки, в инфицированных клетках которых присутствовали многочисленные профили ГрЭПР [10, 11]. В клубеньках мутанта R. meliloti по гену, кодирующему сукцинат дегидрогеназу, происходило расширение самих профилей ГрЭПР [12]. В то же время штамм 1019 R. leguminosarum образовывал неэффективные клубеньки на сорте гороха Little Marvel, в которых профили ГрЭПР и полирибосомы встречались редко [13].

Цель данной работы заключалась в изучении формирования ЭПР в развитии симбиотического клубенька гороха при эффективном и неэффективном симбиозе.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Растительный материал и штамм бактерий

Использованные в исследовании генотипы гороха (P. sativum L.) представлены в таблице. Для инокуляции был использован штамм R. leguminosarum bv. viciae 3841 [14].

 

Genetic basis of ecosystems evolutionТаблица

Исходные и мутантные линии гороха (Pisum sativum L.), использованные в эксперименте

Генотип

Фенотип

Ссылка

SGE

Дикий тип

[15, 16]

SGEFix-1 (sym40)*

Гипертрофированные инфекционные капли и инфекционные нити, аномальные бактероиды

[15, 17, 18]

SGEFix-2 (sym33-3)**

Аномальный рост инфекционных нитей внутри клубенька, отсутствие выхода бактерий***

[15, 17, 18]

SGEFix-3 (sym26)

Раннее старение

[19]

Sprint-2

Дикий тип

[20]

Sprint-2Fix (sym31)

Недифференцированные бактероиды

[20]

Примечание. *Ген Sym40 является ортологом гена EFD M. truncatula [21]. **Ген Sym33 является ортологом гена IPD3 M. truncatula [22]. ***У мутантной линии SGEFix-2 (sym33-3) «leaky» фенотип, поэтому в некоторых клетках или некоторых клубеньках происходит выход бактерий [17, 18].

 

Условия выращивания и сбор материала для анализа

Методика стерилизации и инокуляции семян была описана ранее [23]. Растения выращивали в пластиковых горшках, содержащих 200 г вермикулита и 100 мл безазотного питательного раствора [24]. Растения выращивали в климатических камерах (Sanyo Electric Co., Ltd., Moriguchi, Japan) при контролируемых условиях: день/ночь, 16/8 ч; температура, 21 °C; относительная влажность 75 %; освещенность ~280 мЕ/м2 · с.

Пробоподготовка материала

После сбора клубеньки были перенесены непосредственно в 2,5 % водный раствор глутаральдегида на 0,01 М фосфатном буфере (рН 7,2). После фиксации в течение 16 ч при температуре 4 °C клубеньки были проведены по серии спиртов возрастающей концентрации (по 20 мин в 30, 50, 70, 90 и 100 % этаноле при комнатной температуре), затем они были помещены на 10 мин в смесь из 100 % этанола и ацетона в соотношении 1 : 1, после этого их выдерживали дважды по 20 мин в чистом ацетоне. Далее материал пропитывали по 1 ч в трех сменах смеси эпоксидной смолы EMbed-812 (Honeywell Fluka, Thermo Fisher Scientific, Лонгборроу, Великобритания) и ацетона (в соотношении 1 : 1, 2 : 1 и 3 : 1 соответственно), затем в свежеприготовленной смеси чистой смолы в течение ночи при комнатной температуре. Полимеризацию проводили в термостате IN55 (Memmert GmbH, Швабах, Германия) при 60 °C в течение 48 ч.

Трансмиссионная электронная микроскопия

Для просвечивающей электронной микроскопии ультратонкие срезы (90–100 нм), полученные на ультрамикротоме Leica EM UC7 (Leica Microsystems, Вена, Австрия), были собраны на медно-палладиевые сеточки, покрытые 4 % раствором пироксилина и углеродом. Срезы были контрастированы 2 % водным раствором уранилацетата в течение 1 ч и цитратом свинца по Рейнольдсу в течение 1 мин. Ткани клубеньков были исследованы и сфотографированы на просвечивающем электронном микроскопе JEM-1400 (JEOL Corporation, Токио, Япония) с цифровой камерой Olympus-SIS Veleta (Olympus Corporation, Токио, Япония) при ускоряющем напряжении 80 кВ.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Организация ЭПР в симбиотических клубеньках гороха дикого типа

В клубеньках линий дикого типа SGE и Sprint-2 наблюдалась сходная организация ЭПР. В цитоплазме меристематических клеток располагалось большое количество свободных рибосом и редкие профили ГрЭПР (рис. 1, а). В колонизированных меристематических клетках с инфекционными нитями количество профилей ГрЭПР также было невелико (рис. 1, б). В зоне инфекции в молодых инфицированных клетках с редкими ювенильными бактероидами, расположенными на периферии клетки, по-прежнему присутствовали многочисленные свободные рибосомы, а профили ГрЭПР становились более протяженными (рис. 1, в). По мере дифференцировки инфицированных клеток в зоне инфекции увеличивалось количество полирибосом, а количество профилей ГрЭПР возрастало (рис. 1, г). В центре клетки вокруг ядра они были представлены длинными тяжами канальцев ГрЭПР (рис. 1, г). В зрелых инфицированных клетках в зоне инфекции ГрЭПР наблюдался между многочисленными бактероидами, а также рядом с ядром, где он формировал параллельные тяжи канальцев (рис. 1, д). В инфицированных клетках в зоне азотфиксации элементы сети ГрЭПР также присутствовали среди многочисленных бактероидов (рис. 1, е).

 

Рис. 1. Эндоплазматический ретикулум в симбиотических клубеньках гороха дикого типа. а — клетка меристемы; б — клетка меристемы с профилями инфекционных нитей; в — клетка из ранней зоны инфекции; г — клетка из поздней зоны инфекции; д — инфицированная клетка из ранней зоны азотфиксации; е — зрелая инфицированная клетка из зоны азотфиксации. а, б, д, е — Sprint2; в, г — SGE. Я — ядро; В — вакуоль; ИН — инфекционная нить; ИКа — инфекционная капля; стрелки указывают на профили гранулярного ЭПР. Масштабная линейка: 5 мкм

 

Параллельные тяжи канальцев ГрЭПР располагались вдоль ядра (рис. 2, а) и на периферии клетки вдоль плазматической мембраны (рис. 2, б). ЭПР был тесно связан с инфекционными структурами. Так, канальцы ГрЭПР контактировали со стенкой инфекционной нити (рис. 2, в), а везикулы агранулярного ЭПР (АгрЭПР) находились вблизи инфекционных капель и содержали материал, по электронной плотности сходный с матриксом инфекционных капель (рис. 2, г). Отдельные профили ГрЭПР наблюдались вокруг одиночных симбиосом или групп симбиосом, образуя сеть канальцев (рис. 2, д). При старении инфицированной клетки в клубеньках дикого типа было заметно расширение канальцев ГрЭПР (рис. 2, е).

 

Рис. 2. Распределение эндоплазматического ретикулума в симбиотических клубеньках гороха дикого типа. а — эндоплазматический ретикулум вокруг ядра; б — вдоль плазматической мембраны; в — вдоль инфекционных нитей; г — сеть агранулярного эндоплазматического ретикулума с материалом матрикса инфекционных капель; д — вокруг единичных симбиосом или группы симбиосом; е — расширение профилей эндоплазматического ретикулума в стареющих клетках. Я — ядро; М — митохондрия; В — вакуоль; КС — клеточная стенка; ИН — инфекционная нить; СИН — стенка инфекционной нити; ИКа — инфекционная капля; Б — бактерия; ВБ — высвобождающаяся бактерия; Ба — бактероид; стрелки указывают на профили гранулярного ЭПР, наконечники стрелок — на профили агранулярного ЭПР. Масштабная линейка: а — 2 мкм, б–е — 500 нм

 

Организация ЭПР в симбиотических клубеньках гороха мутантных линий

У мутантной линии SGEFix-3 (sym26) характер расположения профилей ЭПР в основном совпадал с таковым в симбиотических клубеньках гороха дикого типа (рис. 3). В инфицированных клетках в поздней зоне инфекции и в зоне, соответствующей ранней зоне азотфиксации в клубеньках дикого типа, параллельные протяженные канальцы ГрЭПР располагались вдоль ядра (рис. 3, а), был хорошо развит АгрЭПР (рис. 3, б). Профили ГрЭПР наблюдались в тесной ассоциации как с одиночными симбиосомами, содержащими дифференцированные бактероиды, так и с группами симбиосом (рис. 3, в). Нередко встречались инфицированные клетки с признаками деградации симбиотических структур и с расширенными цистернами ГрЭПР, которые теряли рибосомы на мембранах (рис. 3, г).

 

Рис. 3. Эндоплазматический ретикулум в симбиотических клубеньках гороха мутантной линии SGEFix-3 (sym26). а — параллельные тяжи вокруг ядра; б — сеть агранулярного эндоплазматического ретикулума; в — вокруг единичных симбиосом или группы симбиосом; г — расширение профилей и частичная утрата рибосом на профилях гранулярного ЭПР в некоторых клетках. Я — ядро; М — митохондрия; КС — клеточная стенка; Ба — бактероид; стрелки указывают на профили гранулярного ЭПР, наконечники стрелок — на профили агранулярного ЭПР. Масштабная линейка: 500 нм

 

У мутантной линии SGEFix-1 (sym40) в колонизированных клетках, содержащих гипертрофированные инфекционные капли и инфекционные нити, в тонком слое цитоплазмы наблюдались отдельные тяжи ГрЭПР (рис. 4, а). В инфицированных клетках из поздней зоны инфекции и из зоны, соответствующей зоне азотфиксации в клубеньках дикого типа, канальцы ГрЭПР сопровождали симбиосомы, в каждой из которых содержалось несколько недифференцированных бактероидов (рис. 4, б). Встречались инфицированные клетки, где цистерны ГрЭПР были расширены и фрагментированы, у них наблюдалась частичная утрата рибосом на мембранах (рис. 4, в).

 

Рис. 4. Эндоплазматический ретикулум в симбиотических клубеньках гороха мутантных линий SGEFix-1 (sym40) (ав) и SGEFix-2 (sym33-3) (ге). а — вдоль вакуоли и инфекционных нитей и капель; б — вокруг симбиосом; в — расширение и фрагментация с частичной утратой рибосом профилей гранулярного ЭПР; г — вдоль плазматической мембраны; д — вокруг симбиосом; е — сеть агранулярного ЭПР. М — митохондрия; АГ — аппарат Гольджи; В — вакуоль; КС — клеточная стенка; ИН — инфекционная нить; ИКа — инфекционная капля; Б — бактерия; Ба — бактероид; * — симбиосома, содержащая несколько бактероидов, окруженных одной симбиосомной мембраной; стрелки указывают на профили гранулярного ЭПР, наконечники стрелок — на профили агранулярного ЭПР. Масштабная линейка: 500 нм

 

У мутантной линии SGEFix-2 (sym33-3) наблюдались клетки как без выхода бактерий в цитоплазму, так и с выходом. В инфицированных клетках из зоны, соответствующей зоне азотфиксации в клубеньках гороха дикого типа, канальцы ГрЭПР располагались вдоль плазматической мембраны (рис. 4, г) и окружали симбиосомы, содержащие несколько недифференцированных бактероидов, или группы симбиосом (рис. 4, д). АгрЭПР также был развит в инфицированных клетках мутантной линии SGEFix-2 (sym33-3) (рис. 4, е). В клубеньках, в которых выход бактерий не обнаруживался, цитоплазма располагалась тонким слоем вдоль клеточных стенок, ядер и инфекционных нитей, и немногочисленные профили ГрЭПР наблюдались в этом слое (рис. 5, а). Единичные канальцы ГрЭПР сопровождали инфекционные нити (рис. 5, а) и инфекционные капли, не содержащие бактерий (рис. 5, б).

 

Рис. 5. Эндоплазматический ретикулум в симбиотических клубеньках гороха мутантных линий SGEFix-2 (sym33-3) (а, б) и Sprint-2Fix (sym31) (в, г). а — в узком слое цитоплазмы вокруг ядра и инфекционных нитей; б — вдоль инфекционных капель, не содержащих бактерий; в — вдоль плазматической мембраны; г — вокруг симбиосом. Я — ядро; М — митохондрия; КС — клеточная стенка; ИН — инфекционная нить; ИКа — инфекционная капля; Б — бактерия; Ба — бактероид; * — симбиосома, содержащая несколько бактероидов, окруженных одной симбиосомной мембраной; стрелки указывают на профили гранулярного ЭПР. Масштабная линейка: а, в — 1 мкм, б, г — 500 нм

 

У мутантной линии Sprint-2Fix (sym31), характеризующейся недифференцированными бактероидами, наблюдался определенный градиент развития: от инфицированных клеток с симбиосомами с единичными бактероидами в поздней зоне инфекции к инфицированным клеткам с симбиосомами, содержащими несколько бактероидов в зоне, соответствующей зоне азотфиксации в клубеньках дикого типа (рис. 5, в, г). И в тех и в других клетках профили ЭПР были немногочисленны и представлены единичными канальцами вдоль плазмалеммы (рис. 5, в) и среди симбиосом (рис. 5, г).

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

С помощью методов просвечивающей электронной микроскопии были исследованы морфологические особенности и динамика структурных изменений ЭПР в симбиотических клубеньках гороха исходных и мутантных линий, блокированных на различных стадиях инфекционного процесса.

Ранее у гороха было описано распределение ГрЭПР в различных типах клеток и в различных гистологических зонах симбиотического клубенька дикого типа [7]. Так, большое количество свободных рибосом и редкие профили ГрЭПР наблюдались в меристематических клетках. В недавно инфицированных клетках, содержащих небольшое число бактероидов, количество профилей ГрЭПР начинало увеличиваться, в них присутствовали многочисленные полирибосомы. По мере дифференцировки инфицированных клеток и заполнения их бактероидами в зоне инфекции наблюдалось значительное увеличение профилей ГрЭПР, они располагались между бактероидами. В инфицированных клетках в зоне азотфиксации количество профилей ГрЭПР снова снижалось. В неинфицированных клетках количество профилей ГрЭПР было также невелико [7]. В данном исследовании в целом наблюдалась сходная динамика развития ЭПР от сети отдельных канальцев в меристематических, активно делящихся клетках, к развитой сети цистерн вокруг ядра и плазмалеммы и сети гранулярных и гладких канальцев, сопровождающих развивающиеся и зрелые симбиосомы и инфекционные структуры (см. рис. 1). Однако в данном исследовании мы не наблюдали значительного снижения интенсивности сети ГрЭПР в зоне азотфиксации, описанное ранее, что может быть связано как с различиями в использованных генотипах растений гороха и штаммов ризобий, так и с затрудненной идентификацией профилей ЭПР в инфицированных клетках, заполненных многочисленными бактероидами (см. рис. 1, е).

Ранее было описано, что усиление развития ЭПР, наблюдаемое после выхода бактерий в цитоплазму растительной клетки в клубеньках гороха и сои, сопровождается формированием везикул ЭПР, сливающихся с симбиосомными мембранами, и было предположено, что этот процесс способствует дифференцировке бактероидов [25]. Позднее показано, что, действительно, ЭПР играет важную роль в синтезе NCR-пептидов, обеспечивающих необратимую дифференцировку бактероидов [26].

Следует отметить, что в корневых волосках паттерн сети ЭПР в инфицированных клетках повторяет паттерн микротубулярного цитоскелета [6]. Вероятно, сходная корреляция наблюдается и в инфицированных клетках клубеньков. Известно, что симбиосомы в зрелых инфицированных клетках симбиотических клубеньков гороха располагаются неупорядоченным образом, и в этих клетках пучки микротрубочек поддерживают организацию не отдельных симбиосом, а скорее групп симбиосом [27]. В данном исследовании профили ГрЭПР также были выявлены между группами симбиосом (см. рис. 1, д).

При анализе мутантов гороха, формирующих неэффективные клубеньки, были выявлены различия в степени развития ЭПР. Так, для мутантной линии SGEFix-3 (sym26), характеризующейся формированием морфологически дифференцированных бактероидов, подвергающихся преждевременной деградации [19], степень развития ЭПР в инфицированных клетках клубеньков практически не отличалась от таковой у дикого типа (см. рис. 3). В клубеньках мутантной линии SGEFix-1 (sym40), формирующей наряду с гипертрофированными инфекционными каплями аномальные бактероиды, а также в клубеньках мутантной линии SGEFix-2 (sym33-3), в которых произошел выход бактерий, ЭПР был представлен протяженными канальцами (см. рис. 4), в целом он был менее развит, а степень его развития соответствовала степени развития ЭПР в инфицированных клетках клубеньков линии дикого типа из зоны инфекции (см. рис. 1, г).

В клубеньках мутантной линии SGEFix-2 (sym33-3), характеризующихся «запертыми» инфекционными нитями и отсутствием выхода бактерий, и мутантной линии Sprint-2Fix (sym31), отличающейся недифференцированными бактероидами, наблюдалась наименьшая степень развития ЭПР (см. рис. 5). Он был представлен отдельными разрозненными канальцами, которые наблюдаются в недавно инфицированных клетках клубеньков дикого типа до начала их дифференцировки (см. рис. 1, б, в).

На основе анализа мутантных генотипов, можно видеть корреляцию между степенью дифференцировки симбиосом и уровнем развития ЭПР. Ранее в неэффективных клубеньках гороха, образуемых штаммом 1019 R. leguminosarum, наблюдалось резкое снижение уровня развития ЭПР, при этом бактероиды характеризовались сниженной степенью дифференцировки по сравнению с клубеньками, формируемыми эффективным штаммом [13]. В то же время для ряда штаммов R. meliloti, формирующих неэффективные клубеньки на M. sativa, было показано усиление развития ЭПР по сравнению с эффективными штаммами [9–12]. Так, для клубеньков, формируемых штаммами R. meliloti R21 vio-r и R21 tum-r, было характерно интенсивное развитие сети ГрЭПР, включающей в том числе стопки параллельно ориентированных канальцев, ассоциированных с деградирующими бактероидами [9]. Ранее было предположено, что в неэффективных клубеньках M. sativa ЭПР активно развивается в ответ на азотное голодание, приводя к усиленному синтезу литических ферментов, разрушающих клетки ризобий для использования растением высвобождающегося при этом азота [9]. Другое объяснение активного развития ЭПР предполагает отсутствие в неэффективных клубеньках репрессии синтеза нодулинов — белков, специфически синтезирующихся в клубеньках [10]. В то же время у гороха не наблюдалось усиленного развития ЭПР при формировании неэффективных клубеньков как мутантным штаммом ризобий [13], так и мутантами растений. В то же время в клубеньках мутанта SGEFix-1 (sym40) наблюдалось расширение профилей ГрЭПР (см. рис. 4, в), а мутанта SGEFix-3 (sym26), характеризующегося ранним старением клубеньков [19], расширение ГрЭПР с утратой рибосом наблюдалось в клетках с признаками деградации симбиотических структур (см. рис. 3, г). Подобное расширение было характерно для мутанта R. meliloti по гену, кодирующему сукцинат дегидрогеназу [12].

Выявленные различия в организации ЭПР в клубеньках P. sativum и M. sativum могут указывать на определяющее значение вида растения в развитии ЭПР. Действительно, хорошо развитая сеть ЭПР была описана для различных видов Astragalus и Oxytropis, как приспособление к произрастанию в арктических условиях [28]. Недавно интенсивное развитие ЭПР было описано для клеток клубеньков реликтового бобового растения O. popoviana, сформированных штаммом M. japonicum Opo-235 [29].

Таким образом, показано, что в клубеньках P. sativum в ходе дифференцировки инфицированной клетки наблюдается постепенное формирование тонкой структуры ЭПР, интенсивность развития которого коррелирует со степенью дифференцировки бактероидов.

Благодарность

Данная работа была финансирована грантом Российского научного фонда (16-16-10035). Работа выполнена с использованием оборудования Ресурсного центра «Развитие молекулярных и клеточных технологий» ФГБОУ ВО СПбГУ.

Anna V. Tsyganova

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology

Author for correspondence.
Email: isaakij@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3505-4298
SPIN-code: 9149-5662
http://arriam.ru/departments/laboratoriya-molekulyarnoj-i-kletochnoj-biologii/

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608

Candidate of Biological Sciences, Leading Scientist of the Laboratory of Molecular and Cellular Biology

Viktor E. Tsyganov

All-Russia Research Institute for Agricultural Microbiology; Saint Petersburg Scientific Center RAS

Email: tsyganov@arriam.spb.ru
ORCID iD: 0000-0003-3105-8689
SPIN-code: 6532-1332
http://arriam.ru/departments/laboratoriya-molekulyarnoj-i-kletochnoj-biologii/

Russian Federation, 3, Podbelsky highway, Pushkin, Saint-Petersburg, 196608; 5, Universitetskaya Nab., St.Petersburg, 199034

Doctor of Biological Sciences, Head of the Laboratory of Molecular and Cellular Biology, Department of Biotechnology; Senior Scientist of Saint Petersburg Scientific Center RAS

  1. Wada M, Suetsugu N. Plant organelle positioning. Curr Opin Plant Biol. 2004;7(6):626-631. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2004.09.005.
  2. Agrawal GK, Bourguignon J, Rolland N, et al. Plant organelle proteomics: collaborating for optimal cell function. Mass Spectrom Rev. 2011;30(5):772-853. https://doi.org/10.1002/mas.20301.
  3. Shibata Y, Shemesh T, Prinz WA, et al. Mechanisms determining the morphology of the peripheral ER. Cell. 2010;143(5):774-788. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.11.007.
  4. Chen J, Doyle C, Qi X, Zheng H. The endoplasmic reticulum: a social network in plant cells. J Integr Plant Biol. 2012;54(11):840-850. https://doi.org/10.1111/j.1744-7909.2012.01176.x.
  5. Griffing LR, Lin C, Perico C, et al. Plant ER geometry and dynamics: biophysical and cytoskeletal control during growth and biotic response. Protoplasma. 2017;254(1):43-56. https://doi.org/10.1007/s00709-016-0945-3.
  6. Perrine-Walker FM, Kouchi H, Ridge RW. Endoplasmic reticulum-targeted GFP reveals ER remodeling in Mesorhizobium-treated Lotus japonicus root hairs during root hair curling and infection thread formation. Protoplasma. 2014;251(4):817-826. https://doi.org/10.1007/s00709-013-0584-x.
  7. Newcomb W. A correlated light and electron microscopic study of symbiotic growth and differentiation in Pisum sativum root nodules. Can J Bot. 1976;54(18):2163-2186. https://doi.org/10.1139/b76-233.
  8. Fournier J, Teillet A, Chabaud M, et al. Remodeling of the infection chamber before infection thread formation reveals a two-step mechanism for rhizobial entry into the host legume root hair. Plant Physiol. 2015;167(4):1233-1242. https://doi.org/10.1104/pp.114.253302.
  9. MacKenzie CR, Jordan DC. Ultrastructure of root nodules formed by ineffective strains of Rhizobium meliloti. Can J Microbiol. 1974;20(5):755-758. https://doi.org/10.1139/m74-115.
  10. Hirsch AM, Bang M, Ausubel FM. Ultrastructural analysis of ineffective alfalfa nodules formed by nif::Tn5 mutants of Rhizobium meliloti. J Bacteriol. 1983;155(1):367-380.
  11. Hirsch AM, Smith CA. Effects of Rhizobium meliloti nif and fix mutants on alfalfa root nodule development. J Bacteriol. 1987;169(3):1137-1146. https://doi.org/10.1128/jb.169.3.1137-1146.1987.
  12. Gardiol AE, Truchet GL, Dazzo FB. Requirement of succinate dehydrogenase activity for symbiotic bacteroid differentiation of Rhizobium meliloti in alfalfa nodules. Appl Environ Microbiol. 1987;53(8): 1947-1950.
  13. Newcomb W, Syono K, Torrey JG. Development of an ineffective pea root nodule: morphogenesis, fine structure, and cytokinin biosynthesis. Can J Bot. 1977;55(14): 1891-1907. https://doi.org/10.1139/b77-217.
  14. Wang TL, Wood EA, Brewin NJ. Growth regulators, Rhizobium and nodulation in peas. Planta. 1982;155(4): 350-355. https://doi.org/10.1007/bf00429464.
  15. Tsyganov VE, Borisov AY, Rozov SM, Tikhonovich IA. New symbiotic mutants of pea obtained after mutagenesis of laboratory line SGE. Pisum Genetics. 1994;26:36-37.
  16. Kosterin OE, Rozov SM. Mapping of the new mutation blb and the problem of integrity of linkage group I. Pisum Genetics. 1993;25:27-31.
  17. Tsyganov VE, Morzhina EV, Stefanov SY, et al. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33 and sym40 control infection thread formation and root nodule function. Mol Gen Genet. 1998;259(5):491-503. https://doi.org/10.1007/s004380050840.
  18. Voroshilova VA, Boesten B, Tsyganov VE, et al. Effect of mutations in Pisum sativum L. genes blocking different stages of nodule development on the expression of late symbiotic genes in Rhizobium leguminosarum bv. viciae. Mol Plant Microbe Interact. 2001;14(4):471-476. https://doi.org/10.1094/MPMI.2001.14.4.471.
  19. Serova TA, Tsyganova AV, Tsyganov VE. Early nodule senescence is activated in symbiotic mutants of pea (Pisum sativum L.) forming ineffective nodules blocked at different nodule developmental stages. Protoplasma. 2018;255(5):1443-1459. https://doi.org/10.1007/s00709-018-1246-9.
  20. Borisov AY, Rozov SM, Tsyganov VE, et al. Identification of symbiotic genes in pea (Pisum sativum L.) by means of experimental mutagenesis. Soviet Genetics. 1994;30(1):1484-1494.
  21. Неманкин Т.А. Анализ генетической системы гороха (Pisum sativum L.), контролирующей развитие арбускулярной микоризы и азотфиксирующего симбиоза: Автореф. дис. … канд. биол. наук. – СПб., 2011. – 19 с. [Nemankin TA. Analiz geneticheskoi sistemy gorokha (Pisum sativum L.), kontrolirujushei razvitie arbuskulyarnoi mikorizy i azotfiksireujushego simbioza. [dissertation abstract] Saint Petersburg; 2011. 19 p. (In Russ.)]. Доступно по: http://earthpapers.net/analiz-geneticheskoy-sistemy-goroha-pisum-sativum-l-kontroliruyuschey-razvitie-arbuskulyarnoy-mikorizy-i-azotfiksiruyusch. Ссылка активна на 14.08.2019.
  22. Ovchinnikova E, Journet EP, Chabaud M, et al. IPD3 controls the formation of nitrogen-fixing symbiosomes in pea and Medicago spp. Mol Plant Microbe Interact. 2011;24(11):1333-1344. https://doi.org/10.1094/MPMI-01-11-0013.
  23. Ivanova KA, Tsyganova AV, Brewin NJ, et al. Induction of host defences by Rhizobium during ineffective nodulation of pea (Pisum sativum L.) carrying symbiotically defective mutations sym40 (PsEFD), sym33 (PsIPD3/PsCYCLOPS) and sym42. Protoplasma. 2015;252(6):505-517. https://doi.org/10.1007/s00709-015-0780-y.
  24. Fahraeus G. The infection of clover root hairs by nodule bacteria studied by a simple glass slide technique. J Gen Microbiol. 1957;16(2):374-381. https://doi.org/10.1099/00221287-16-2-374.
  25. Kijne JW, Pluvque K. Ultrastructural study of the endomembrane system in infected cells of pea and soybean root nodules. Physiol Plant Pathol. 1979;14(3):339-345. https://doi.org/10.1016/0048-4059(79)90053-5.
  26. Wang D, Griffitts J, Starker C, et al. A nodule-specific protein secretory pathway required for nitrogen-fixing symbiosis. Science. 2010;327(5969):1126-1129. https://doi.org/10.1126/science.1184096.
  27. Kitaeva AB, Demchenko KN, Tikhonovich IA, et al. Comparative analysis of the tubulin cytoskeleton organization in nodules of Medicago truncatula and Pisum sativum: bacterial release and bacteroid positioning correlate with characteristic microtubule rearrangements. New Phytol. 2016;210(1):168-183. https://doi.org/ 10.1111/nph.13792.
  28. Newcomb W, Wood SM. Fine structure of nitrogen-fixing leguminous root nodules from the Canadian Arctic. Nord J Bot. 1986;6(5):609-626. https://doi.org/10.1111/j.1756-1051.1986.tb00461.x.
  29. Safronova V, Belimov A, Sazanova A, et al. Two broad host range rhizobial strains isolated from relict legumes have various complementary effects on symbiotic parameters of co-inoculated plants. Front Microbiol. 2019;10:514. https://doi.org/10.3389/fmicb. 2019.00514.

Supplementary files

Supplementary Files Action
1. Fig. 1. Endoplasmic reticulum in symbiotic nodules of wild-type peas. a - meristem cell; b - a meristem cell with profiles of infectious filaments; in - a cell from an early zone of infection; g - cell from the late zone of infection; d - infected cell from the early nitrogen fixation zone; e - mature infected cell from the nitrogen fixation zone. a, b, d, e - Sprint2; c, d - SGE. I am the core; B is a vacuole; IN - an infectious thread; Ica - an infectious drop; arrows indicate the profiles of granular EPR. Scale bar: 5 microns View (396KB) Indexing metadata
2. Fig. 2. Distribution of the endoplasmic reticulum in the symbiotic nodules of wild-type peas. a - endoplasmic reticulum around the nucleus; b - along the plasma membrane; in - along infectious threads; g - network of agranular endoplasmic reticulum with matrix material of infectious drops; d - around single symbiosomes or a group of symbiosomes; e - expansion of the profiles of the endoplasmic reticulum in aging cells. I am the core; M - mitochondria; B is a vacuole; KS - cell wall; IN - an infectious thread; BLU - wall of the infectious thread; Ica - an infectious drop; B - a bacterium; WB - released bacteria; Ba - bacteroid; arrows indicate the profiles of granular EPR, arrowheads indicate the profiles of agranular EPR. Scale bar: a - 2 μm, b – e - 500 nm View (373KB) Indexing metadata
3. Fig. 3. Endoplasmic reticulum in symbiotic nodules of peas of the mutant line SGEFix-3 (sym26). a - parallel bands around the core; b - network of agranular endoplasmic reticulum; in - around single symbiosomes or a group of symbiosomes; d - expansion of profiles and partial loss of ribosomes on the profiles of granular EPR in some cells. I am the core; M - mitochondria; KS - cell wall; Ba - bacteroid; arrows indicate the profiles of granular EPR, arrowheads indicate the profiles of agranular EPR. Scale bar: 500 nm View (355KB) Indexing metadata
4. Fig. 4. Endoplasmic reticulum in symbiotic nodules of peas of the mutant lines SGEFix – 1 (sym40) (a – c) and SGEFix – 2 (sym33-3) (g – f). a - along vacuoles and infectious threads and drops; b - around symbiosomes; c - expansion and fragmentation with partial loss of ribosomes of profiles of granular EPR; g - along the plasma membrane; d - around symbiosomes; e is a network of agranular EPR. M - mitochondria; AG - Golgi apparatus; B is a vacuole; KS - cell wall; IN - an infectious thread; Ica - an infectious drop; B - a bacterium; Ba - bacteroid; * - a symbiosome containing several bacteroids surrounded by a single symbiosome membrane; arrows indicate the profiles of granular EPR, arrowheads indicate the profiles of agranular EPR. Scale bar: 500 nm View (548KB) Indexing metadata
5. Fig. 5. Endoplasmic reticulum in symbiotic nodules of peas of the mutant lines SGEFix – 2 (sym33-3) (a, b) and Sprint-2Fix– (sym31) (c, d). a - in a narrow layer of the cytoplasm around the nucleus and infectious threads; b - along infectious drops that do not contain bacteria; in - along the plasma membrane; g - around symbiosomes. I am the core; M - mitochondria; KS - cell wall; IN - an infectious thread; Ica - an infectious drop; B - a bacterium; Ba - bacteroid; * - a symbiosome containing several bacteroids surrounded by a single symbiosome membrane; arrows indicate the profiles of granular EPR. Scale bar: a, c - 1 μm, b, g - 500 nm View (364KB) Indexing metadata

Views

Abstract - 52

PDF (Russian) - 30

Cited-By


PlumX


Copyright (c) 2019 Tsyganova A., Tsyganov V.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies