ВЛИЯНИЕ ИНОКУЛЯЦИИ ГРИБОМ Rhizophagus irregularis НА ЭКСПРЕССИЮ ГЕНОВ АКВАПОРИНОВ В КОРНЯХ Medicago lupulina В УСЛОВИЯХ ЗАСУХИ



Цитировать

Полный текст

Аннотация

Большинство наземных растений образуют симбиоз с грибами арбускулярной микоризы (АМ). АМ способствует существенному усилению роста растений и их адаптации к стресс-факторам среды биотической и абиотической природы. Грибы АМ помогают растениям усваивать минеральные вещества, улучшают водное питание растения-хозяина. При этом регуляция и транспорт воды в растениях во многом определяется работой специфических транспортеров – аквапоринов.

Проведено оригинальное исследование, включающее оценку изменений в уровне экспрессии генов аквапоринов при развитии АМ-симбиоза и в условиях его отсутствия в различные фазы развития растения-хозяина в условиях засухи. Оценка была проведена в подземных органах растений M. lupulina. Было показано, что ключевыми генами, задействованными в механизме адаптации микоризованных растений к засухе, могут быть гены аквапоринов NIP и TIP, а именно: гены MlNIP1;2, MlNIP1;3, MlNIP1;5, MlNIP4;1, MlNIP4;2 (главным образом в фазу развития второго листа) и гены MlTIP1;1, MlTIP1;4, MlTIP2;1, MlTIP2;2, MlTIP2;3, MlTIP3;1, MlTIP4;1, MlTIP5;1 (главным образом в фазу цветения) в МРС “M. lupulina + R. irregularis”.

В исследовании для выбора целевых генов были использованы, полученные ранее данные по транскриптому M. lupulina. Выявлены гены, задействованные в развитии эффективного АМ-симбиоза в условиях засухи. Новые сведения о механизмах формирования эффективной АМ имеют практическое значение для разработки высокопродуктивных микробно-растительных систем, что позволит перейти от интенсивных агротехнологий к биологическому земледелию с получением экологически безопасных продуктов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Алексей Анатольевич Крюков

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Email: aa.krukov@arriam.ru
SPIN-код: 4685-2723
Scopus Author ID: 57104771700

канд. биол. наук, научный сотрудник, лаборатория № 4 экологии симбио тических и ассоциативных ризобактерий

Россия, г. Санкт-Петербург, Россия; 196608, г. Санкт-Петербург, г. Пушкин, шоссе Подбельского, д. 3

Татьяна Руслановна Кудряшова

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Email: t.kudryashova@arriam.ru
ORCID iD: 0000-0001-5120-7229
SPIN-код: 6716-9431

инженер-исследователь лаборатории №4 ФГБНУ ВНИИСХМ

Россия, г. Санкт-Петербург, Россия; 196608, г. Санкт-Петербург, г. Пушкин, шоссе Подбельского, д. 3

Ангелина Ивановна Беляева

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Email: angelkapustnikova@yandex.ru

инженер-исследователь лаборатории №4 ФГБНУ ВНИИСХМ

Россия, г. Санкт-Петербург, Россия; 196608, г. Санкт-Петербург, г. Пушкин, шоссе Подбельского, д. 3

Анастасия Игоревна Горенкова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии»

Email: nastya.gorenkova.2016@mail.ru

инженер-исследователь лаборатории №4 ФГБНУ ВНИИСХМ

г. Санкт-Петербург, Россия; 196608, г. Санкт-Петербург, г. Пушкин, шоссе Подбельского, д. 3

Андрей Павлович Юрков

ФГБНУ Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии; ФГБОУ Санкт-Петербургский государственный университет; ФГБОУ Российский государственный гидрометеорологический университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: yurkovandrey@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-2231-6466
SPIN-код: 9909-4280
Scopus Author ID: 56835374200
ResearcherId: A-8513-2014

доцент, ведущий научный сотрудник лаборатории №4 ФГБНУ ВНИИСХМ.

Россия, г. Санкт-Петербург, Россия; 196608, г. Санкт-Петербург, г. Пушкин, шоссе Подбельского, д. 3

Список литературы

  1. 1. Mammadov J., Buyyarapu R., Guttikonda S., et al. Wild relatives of maize, rice, cotton, and soybean: Treasure troves for tolerance to biotic and abiotic stresses // Front. Plant Sci. 2018. Vol. 9, P. 886. doi: 10.3389/fpls.2018.00886
  2. 2. Luo Y., Ma L., Du W., et al. Identification and Characterization of Salt- and Drought-Responsive AQP Family Genes in Medicago sativa L. // IJMS. 2022. Vol. 23, N 6. P. 3342. doi: 10.3390/ijms23063342
  3. 3. Bárzana G., Aroca R., Bienert G.P., et al. New Insights into the Regulation of Aquaporins by the Arbuscular Mycorrhizal Symbiosis in Maize Plants Under Drought Stress and Possible Implications for Plant Performance // MPMI. 2014. Vol. 27, N 4. P. 349-363. doi: 10.1094/MPMI-09-13-0268-R
  4. 4. Maurel C., Boursiac Y., Luu D.T., et al. Aquaporins in plants // Physiol. Rev. 2015. Vol. 95, N 4. P. 1321–1358. https://doi.org/10.1152/physrev.00008.2015
  5. 5. Kapilan R., Vaziri M., Zwiazek J.J. Regulation of aquaporins in plants under stress // Biol. Res. 2018. Vol. 51, N 1. P. 1–11. https://doi.org/10.1186/s40659-018-0152-0
  6. 6. Zhou X., Yi D., Ma L., Wang X. Genome-wide analysis and expression of the aquaporin gene family in Avena sativa L. // Front Plant Sci. 2024. 14:1305299. doi: 10.3389/fpls.2023.1305299
  7. 7. Laloux T., Junqueira B., Maistriaux L., et al. Plant and Mammal Aquaporins: Same but Different // IJMS. 2018. Vol. 19, N 2. P. 521. doi: 10.3390/ijms19020521
  8. 8. Danielson J.Å., Johanson U. Unexpected complexity of the Aquaporin gene family in the moss Physcomitrella patens // BMC Plant Biol. 2008. Vol. 8, N 1. P. 45. doi: 10.1186/1471-2229-8-45
  9. 9. Abascal F., Irisarri I., Zardoya R. Diversity and evolution of membrane intrinsic proteins // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects. 2014. Vol. 1840, N 5. P. 1468-1481. doi: 10.1016/j.bbagen.2013.12.001
  10. 10. Yaneff A., Sigaut L., Marquez M., et al. Heteromerization of PIP aquaporins affects their intrinsic permeability // Proc Natl Acad Sci USA. 2014. Vol. 111, N. 1. P. 231-236. doi: 10.1073/pnas.1316537111
  11. 11. Kaldenhoff R., Fischer M. Functional aquaporin diversity in plants // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 2006. Vol. 1758, N. 8. P. 1134-1141. doi: 10.1016/j.bbamem.2006.03.012
  12. 12. Maurel C., Verdoucq L., Luu D.T., Santoni V. Plant Aquaporins: Membrane Channels with Multiple Integrated Functions // Annu Rev Plant Biol. 2008. Vol. 59, N. 1. P. 595-624. doi: 10.1146/annurev.arplant.59.032607.092734
  13. 13. Johnson K.D., Höfte H., Chrispeels M.J. An intrinsic tonoplast protein of protein storage vacuoles in seeds is structurally related to a bacterial solute transporter (GIpF) // Plant Cell. 1990. Vol. 2, N. 6. P. 525-532. doi: 10.1105/tpc.2.6.525
  14. 14. Lopez-Zaplana A., Bárzana G., Ding L., et al. Aquaporins involvement in the regulation of melon (Cucumis melo L.) fruit cracking under different nutrient (Ca, B and Zn) treatments // Environ // Exp Bot. 2022. Vol. 201, 104981. doi: 10.1016/j.envexpbot.2022.104981
  15. 15. Loqué D., Ludewig U., Yuan L., Von Wirén N. Tonoplast Intrinsic Proteins AtTIP2;1 and AtTIP2;3 Facilitate NH3 Transport into the Vacuole // Plant Physiol. 2005. Vol. 137, N. 2. P. 671-680. doi: 10.1104/pp.104.051268
  16. 16. Fleurat-Lessard P., Michonneau P., Maeshima M., et al. The Distribution of Aquaporin Subtypes (PIP1, PIP2 and γ-TIP) is Tissue Dependent in Soybean (Glycine max) Root Nodules // Annals of Botany. 2005. Vol. 96, N. 3. P. 457-460. doi: 10.1093/aob/mci195
  17. 17. Fortin M.G., Morrison N.A., Verma D.P.S. Nodulin-26, a peribacteroid membrane nodulin is expressed independently of the development of the peribacteroid compartment // Nucleic Acids Res. 1987. Vol. 15, N. 2. P. 813–824. https://doi.org/10.1093/nar/15.2.813
  18. 18. Kruse E., Uehlein N., Kaldenhoff R. The aquaporins // Genome Biol. 2006. Vol. 7, N. 2. P. 206. doi: 10.1186/gb-2006-7-2-206
  19. 19. Pommerrenig B., Diehn T.A., Bienert G.P. Metalloido-porins: Essentiality of Nodulin 26-like intrinsic proteins in metalloid transport // Plant Science. 2015. Vol. 238, P. 212-227. doi: 10.1016/j.plantsci.2015.06.002
  20. 20. Mizutani M., Watanabe S., Nakagawa T., Maeshima M. Aquaporin NIP2;1 is Mainly Localized to the ER Membrane and Shows Root-Specific Accumulation in Arabidopsis thaliana // Plant and Cell Physiology. 2006. Vol. 47, N. 10. P. 1420-1426. doi: 10.1093/pcp/pcl004
  21. 21. Ma J.F., Tamai K., Yamaji N., et al. A silicon transporter in rice // Nature. 2006. Vol. 440, N. 7084. P. 688-691. doi: 10.1038/nature04590
  22. 22. Lopez D., Amira M.B., Brown D., et al. The Hevea brasiliensis XIP aquaporin subfamily: genomic, structural and functional characterizations with relevance to intensive latex harvesting // Plant Mol Biol. 2016. Vol. 91, N. 4-5. P. 375-396. doi: 10.1007/s11103-016-0462-y
  23. 23. Hussain A., Tanveer R., Mustafa G., et al. Comparative phylogenetic analysis of aquaporins provides insight into the gene family expansion and evolution in plants and their role in drought tolerant and susceptible chickpea cultivars // Genomics. 2020. Vol. 112, N. 1. P. 263–275. https://doi.org/10.1016/j.ygeno.2019.02.005
  24. 24. Ishikawa F., Suga S., Uemura T., et al. Novel type aquaporin SIPs are mainly localized to the ER membrane and show cell-specific expression in Arabidopsis thaliana // FEBS Lett. 2005. Vol. 579, N. 25. P. 5814–5820. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2005.09.076
  25. 25. Noronha H., Araújo D., Conde C., et al. The Grapevine Uncharacterized Intrinsic Protein 1 (VvXIP1) Is Regulated by Drought Stress and Transports Glycerol, Hydrogen Peroxide, Heavy Metals but Not Water // PLoS ONE. 2016. Vol. 11, N. 8. P. e0160976. doi: 10.1371/journal.pone.0160976
  26. 26. Jia Y., Liu X. Polyploidization and pseudogenization in allotetraploid frog Xenopus laevis promote the evolution of aquaporin family in higher vertebrates // BMC Genomics. 2020. Vol. 21, N. 1. P. 525. doi: 10.1186/s12864-020-06942-y
  27. 27. Qadir M., Hussain A., Iqbal A., et al. Microbial Utilization to Nurture Robust Agroecosystems for Food Security // Agronomy. 2024. Vol. 14, No. 9. P. 1891. doi: 10.3390/agronomy14091891
  28. 28. Yurkov A.P., Kryukov A.A., Gorbunova A.O., et al. Diversity of Arbuscular Mycorrhizal Fungi in Distinct Ecosystems of the North Caucasus, a Temperate Biodiversity Hotspot // JoF. 2023. Vol. 10, N. 1. P. 11. doi: 10.3390/jof10010011
  29. 29. Yurkov A.P., Jacobi L.M., Gapeeva N.E., et al. Development of arbuscular mycorrhiza in highly responsive and mycotrophic host plant–black medick (Medicago lupulina L.) // Russ J Dev Biol. 2015. Vol. 46, N. 5. P. 263-275. doi: 10.1134/S1062360415050082
  30. 30. Yurkov A., Kryukov A., Gorbunova A., et al. AM-Induced Alteration in the Expression of Genes, Encoding Phosphorus Transporters and Enzymes of Carbohydrate Metabolism in Medicago lupulina // Plants. 2020. Vol. 9, N. 4. P. 486. doi: 10.3390/plants9040486
  31. 31. Min X., Wu H., Zhang Z., et al. Genome-wide identification and characterization of the aquaporin gene family in Medicago truncatula // J Plant Biochem Biotechnol. 2019. Vol. 28, N. 3. P. 320-335. doi: 10.1007/s13562-018-0484-4
  32. 32. MacRae E. Extraction of Plant RNA // Protocols for Nucleic Acid Analysis by Nonradioactive Probes. 2007. P. 15–24. doi: 10.1385/1-59745-229-7:15
  33. 33. Yurkov A.P., Puzanskiy R.K., Avdeeva G.S., et al. Mycorrhiza-Induced Alterations in Metabolome of Medicago lupulina Leaves during Symbiosis Development // Plants. 2021. Vol. 10, N. 11. P. 2506. doi: 10.3390/plants10112506
  34. 34. Martynenko E., Arkhipova T., Akhiyarova G., et al. Effects of a Pseudomonas Strain on the Lipid Transfer Proteins, Appoplast Barriers and Activity of Aquaporins Associated with Hydraulic Conductance of Pea Plants // Membranes. 2023. Vol. 13, N. 2. P. 208. doi: 10.3390/membranes13020208
  35. 35. Ding M., Li J., Fan X., et al. Aquaporin1 regulates development, secondary metabolism and stress responses in Fusarium graminearum // Curr Genet. 2018. Vol. 64, N. 5. P. 1057-1069. doi: 10.1007/s00294-018-0818-8
  36. 36. Li G., Chen T., Zhang Z., et al. Roles of Aquaporins in Plant-Pathogen Interaction // Plants. 2020. Vol. 9, N. 9. P. 1134. doi: 10.3390/plants9091134
  37. 37. Spatafora J.W., Chang Y., Benny G.L., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data // Mycologia. 2016. Vol. 108, N. 5. P. 1028-1046. doi: 10.3852/16-042
  38. 38. Ni Y., Bao H., Zou R., et al. Aquaporin ZmPIP2;4 promotes tolerance to drought during arbuscular mycorrhizal fungi symbiosis // Plant Soil. Published online June 25, 2024. doi: 10.1007/s11104-024-06778-5
  39. 39. Asadollahi M., Iranbakhsh A., Ahmadvand R., et al. Synergetic effect of water deficit and arbuscular mycorrhizal symbiosis on the expression of aquaporins in wheat (Triticum aestivum L.) roots: insights from NGS RNA-sequencing // Physiol Mol Biol Plants. 2023. Vol. 29, N. 2. P. 195-208. doi: 10.1007/s12298-023-01285-w
  40. 40. Kakouridis A., Hagen J.A., Kan M.P., et al. Routes to roots: direct evidence of water transport by arbuscular mycorrhizal fungi to host plants // New Phytologist. 2022. Vol. 236, N. 1. P. 210-221. doi: 10.1111/nph.18281
  41. 41. Mashini A.G., Oakley C.A., Grossman A.R., et al. Immunolocalization of Metabolite Transporter Proteins in a Model Cnidarian-Dinoflagellate Symbiosis. Villanueva L, ed. // Appl Environ Microbiol. 2022. Vol. 88, N. 12. P. e00412-22. doi: 10.1128/aem.00412-22
  42. 42. Wang D., Ni Y., Xie K., et al. Aquaporin ZmTIP2;3 Promotes Drought Resistance of Maize through Symbiosis with Arbuscular Mycorrhizal Fungi // IJMS. 2024. Vol. 25, N. 8. P. 4205. doi: 10.3390/ijms25084205

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор,


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 89324 от 21.04.2025.