Эндофитные микроорганизмы картофеля (Solanum tuberosum L.): разнообразие, функции и биотехнологический потенциал

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Эндофитные сообщества микроорганизмов представляют удивительный внутренний мир растений. Эндофиты обнаружены во всех исследованных видах растений, хотя их видовое разнообразие и количество может сильно различаться. Картофель (Solanum tuberosum L.) — экономически важная сельскохозяйственная культура, и повышение устойчивости этого растения к инфекциям, а также поиск эффективных экологичных биопрепаратов для повышения урожайности остаются крайне актуальными. В данном обзоре мы рассматриваем биоразнообразие эндофитных микроорганизмов картофеля, их функции, возможности применения в качестве агентов биоконтроля фитопатогенных организмов. Систематизированы данные литературы о роли эндофитных микроорганизмов в предотвращении отрицательного воздействия патогенных грибов, бактерий, вирусов и насекомых на картофель.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Назира Сунагатовна Карамова

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: nskaramova@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-5802-9744
SPIN-код: 3828-8883
Scopus Author ID: 6601964566

канд. биол. наук, доцент

Россия, Казань

Аммар Аднан Туама

Казанский (Приволжский) федеральный университет; Университет Дияла

Email: ammartuama02@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-8786-5546
SPIN-код: 1357-5255
Scopus Author ID: 57203790731

аспирант; преподаватель

Россия, Казань; Бакуба, Ирак

Зенон Сташевски

Татарский научно-исследовательский институт сельского хозяйства — обособленное структурное подразделение Федерального исследовательского центра «Казанский научный центр Российской академии наук»

Email: zenons@bk.ru
ORCID iD: 0000-0001-9844-0538
SPIN-код: 6562-2911
Scopus Author ID: 56129264200

канд. биол. наук, вед. научн. сотр.

Россия, Казань

Список литературы

  1. Hallmann J., Quadt-Hallmann A., Mahaffee W.F., Kloepper J.W. Bacterial endophytes in agricultural crops // Can J Microbiol. 1997. Vol. 43, No. 10. P. 895–914. doi: 10.1139/m97131
  2. Xia Y., Liu J., Chen C., et al. The multifunctions and future prospects of endophytes and their metabolites in plant disease management // Microorganisms. 2022. Vol. 10, No. 5. ID 1072. doi: 10.3390/microorganisms10051072
  3. Hardoim P.R., van Overbeek L.S., Berg G., et al. The hidden world within plants: ecological and evolutionary considerations for defining functioning of microbial endophytes // Microbiol Mol Biol Rev. 2015. Vol. 9, No. 3. P. 293–320. doi: 10.1128/MMBR.00050-14
  4. Srivastava A.K., Kashyap L.P., Santoyo G., Newcombe G. Editorial: plant microbiome: interactions, mechanisms of action, and applications // Front Microbiol. 2021. Vol. 12. ID 706049. doi: 10.3389/fmicb.2021.706049
  5. White J.F., Kingsley K.L., Zhang Q., et al. Review: endophytic microbes and their potential applications in crop management // Pest Manag Sci. 2019. Vol. 75, No. 10. P. 2558–2565. doi: 10.1002/ps.5527
  6. Ferreira C.M.H., Soares H.M.V.M., Soares E.V. Promising bacterial genera for agricultural practices: an insight on plant growth-promoting properties and microbial safety aspects // Sci Total Environ. 2019. Vol. 682. P. 779–799. doi: 10.1016/j.scitotenv.2019.04.225
  7. Чеботарь В.К., Щербаков А.В, Щербакова Е.Н., и др. Эндофитные бактерии как перспективный биотехнологический ресурс и их разнообразие // Сельскохозяйственная биология. 2015. Т. 50, № 5. С. 648–654. doi: 10.15389/agrobiology.2015.5.648rus
  8. Васильева Е.Н., Ахтемова Г.А., Жуков В.А., Тихонович И.А. Эндофитные микроорганизмы в фундаментальных исследованиях и сельском хозяйстве // Экологическая генетика. 2019. Т. 17, № 1. С. 19–32. doi: 10.17816/ecogen17119-32
  9. Fadiji A.E., Babalola O.O. Elucidating mechanisms of endophytes used in plant protection and other bioactivities with multifunctional prospects // Front Bioeng Biotechnol. 2020. Vol. 8. ID 467. doi: 10.3389/fbioe.2020.00467
  10. Birch P.R.J., Bryan G., Fenton B., et al. Crops that feed the world: Potato: are the trends of increased global production sustainable // Food Security. 2012. Vol. 4. P. 477–508. doi: 10.1007/s12571-012-0220-1
  11. Soare E., Chiurciu I.A. Study on the dynamics of potato production and worldwide trading during the period 2012–2019 // Scientific Papers Series Management, Economic Engineering in Agriculture and Rural Development. 2021. Vol. 21. P. 527–532.
  12. FAOSTAT [Электронный ресурс]. Crops and livestock products [дата обращения: 07.10.2022]. Доступ по: www.fao.org/faostat/en/ #data/QCL
  13. Rahman M.M., Ali M.E., Khan A.A., et al. Isolation, characterization, and identification of biological control agent for potato soft rot in Bangladesh // Sci World J. 2012. Vol. 2012. ID 723293. doi: 10.1100/2012/723293
  14. Wu F., Wang W., Ma Y., et al. Prospect of beneficial microorganisms applied in potato cultivation for sustainable agriculture // Afr J Microbiol Res. 2013. Vol. 7, No. 20. P. 2150–2158. doi: 10.5897/AJMRx12.00
  15. Enebe M.C., Babalola O.O. The impact of microbes in the orchestration of plant’s resistance to biotic stress: a disease management approach // Appl Microbiol Biotechnol. 2019. Vol. 103. P. 9–25. doi: 10.1007/s00253-018-9433-3
  16. De Boer S.H., Copeman R.J. Endophytic bacterial flora in Solanum tuberosum and its significance in bacterial ring rot disease // Can J Plant Sci. 1974. Vol. 54, No. 1. P. 115–122. doi: 10.4141/cjps74-019
  17. Garbeva P., van Overbeek L.S., van Vuurde J.W.L., van Elsas J.D. Analysis of endophytic bacterial communities of potato by plating and denaturating gradient gel electrophoresis (DGGE) of 16S rDNA based PCR fragments // Microbial Ecology. 2001. Vol. 41. P. 369–383. doi: 10.1007/s002480000096
  18. Sessitsch A., Reiter B., Pfeifer U., Wilhelm E. Cultivation-independent population analysis of bacterial endophytes in three potato varieties based on eubacterial and Actinomycetes-specific PCR of 16S rRNA genes // FEMS Microbiol Ecol. 2002. Vol. 39, No. 1. P. 23–32. doi: 10.1111/j.1574-6941.2002.tb00903.x
  19. Sessitsch A., Reiter B., Berg G. Endophytic bacterial communities of field-grown potato plants and their plant-growth-promoting and antagonistic abilities // Can J Microbiol. 2004. Vol. 50, No. 4. P. 239–249. doi: 10.1139/w03-118
  20. Andreote F.D., da Rocha U.N., Araujo W.L., et al. Effect of bacterial inoculation, plant genotype and developmental stage on root-associated and endophytic bacterial communities in potato (Solanum tuberosum) // Antonie van Leeuwenhoek. 2010. Vol. 97. P. 389–399. doi: 10.1007/s10482-010-9421-9
  21. van Overbeek L., van Elsas J.D. Effects of plant genotype and growth stage on the structure of bacterial communities associated with potato (Solanum tuberosum L.) // FEMS Microbiol Ecol. 2008. Vol. 64, No. 2. P. 283–296. doi: 10.1111/j.1574-6941.2008.00469.x
  22. Туама А.А., Карамова Н.С., Сташевски З. Сравнительный анализ эндофитных бактерий разных сортов картофеля // Современная наука: актуальные проблемы теории и практики. Серия: Естественные и технические науки. 2021. № 10. С. 59–63. doi: 10.37882/2223-2966.2021.10.28
  23. Kõiv V., Roosaare M., Vedler E., et al. Microbial population dynamics in response to Pectobacterium atrosepticum infection in potato tubers // Sci Rep. 2015. Vol. 5. ID11606. doi: 10.1038/srep11606
  24. Kracmarova M., Karpiskova J., Uhlik O., et al. Microbial communities in soils and endosphere of Solanum tuberosum L. and their response to long-term fertilization // Microorganisms. 2020. Vol. 8, No. 9. ID1377. doi: 10.3390/microorganisms8091377
  25. Götz M., Nirenberg H., Krause S., et al. Fungal endophytes in potato roots studied by traditional isolation and cultivation-independent DNA-based methods // FEMS Microbiol Ecol. 2006. Vol. 58, No. 3. P. 404–413. doi: 10.1111/j.1574-6941.2006.00169.x
  26. Tyurin M., Kabilov M.R., Smirnova N., et al. Can potato plants be colonized with the fungi Metarhizium and Beauveria under their natural load in agrosystems // Microorganisms. 2021. Vol. 9, No. 7. ID1373. doi: 10.3390/microorganisms9071373
  27. Moonjely S., Barelli L., Bidochka M.J. Insect pathogenic fungi as endophytes // Adv Genet. 2016. Vol. 94. P. 107–135. doi: 10.1016/bs.adgen.2015.12.004
  28. Gray E.J., Smith D.L. Intracellular and extracellular PGPR: commonalities and distinctions in the plant-bacterium signaling processes // Soil Biol Biochem. 2005. Vol. 37, No. 3. P. 395–412. doi: 10.1016/j.soilbio.2004.08.030
  29. Papik J., Folkmanova M., Polivkova-Majorova M., et al. The invisible life inside plants: deciphering the riddles of endophytic bacterial diversity // Biotechnol Adv. 2020. Vol. 44. ID107614. doi: 10.1016/j.biotechadv.2020.107614
  30. Akosah Y.A., Vologin S.G., Lutfullin M.T., et al. Fusarium oxysporum strains from wilting potato plants: Potential causal agents of dry rot disease in potato tubers // Research on Crops. 2021. Vol. 22. P. 49–53. doi: 10.31830/2348-7542.2021.012
  31. Lastochkina O., Pusenkova L., Garshina D., et al. The effect of endophytic bacteria Bacillus subtilis and salicylic acid on some resistance and quality traits of stored Solanum tuberosum L. tubers infected with Fusarium dry rot // Plants. 2020. Vol. 9, No. 6. ID 738. doi: 10.3390/plants9060738
  32. Щербаков А.В., Щербакова Е.Н., Мулина С.А., и др. Психрофильные псевдомонады-эндофиты как потенциальные агенты в биоконтроле фитопатогенных и гнилостных микроорганизмов при холодильном хранении картофеля // Сельскохозяйственная биология. 2017. Т. 52, № 1. С. 116–128. doi: 10.15389/agrobiology.2017.1.116rus
  33. Grossi C.E., Fantino E., Serral F., et al. Methylobacterium sp. 2A is a plant growth promoting Rhizobacteria that has the potential to improve potato crop yield under adverse conditions // Front Plant Sci. 2020. Vol. 11. ID71. doi: 10.3389/fpls.2020.00071
  34. Berg G., Krechel A., Ditz M., et al. Endophytic and ectophytic potato-associated bacterial communities differ in structure and antagonistic function against plant pathogenic fungi // FEMS Microbiol Ecol. 2005. Vol. 51, No. 2. P. 215–229. doi: 10.1016/j.femsec.2004.08.006
  35. Stevenson W.R., Loria R., Franc G.D., Weingartner D.P., editors. Compendium of potato diseases. 2nd ed. Saint Paul: American Phytopathological Society Press, 2001.
  36. Rado R., Andrianarisoa B., Ravelomanantsoa S., et al. Biocontrol of potato wilt by selective rhizospheric and endophytic bacteria associated with potato plant // Afr J Food Agric Nutr Dev. 2015. Vol. 15, No. 1. P. 9762–9776. doi: 10.18697/ajfand.68.15005
  37. Elsayed T.R., Grosch R., Smalla K. Potato plant spheres and to a lesser extent the soil type influence the proportion and diversity of bacterial isolates with in vitro antagonistic activity towards Ralstonia solanacearum // FEMS Microbiol Ecol. 2021. Vol. 97, No. 4. ID fiab038. doi: 10.1093/femsec/fiab038
  38. Pageni B.B., Lupwayi N.Z., Akter Z., et al. Plant growth-promoting and phytopathogen-antagonistic properties of bacterial endophytes from potato (Solanum tuberosum L.) cropping systems // Can J Plant Sci. 2014. Vol. 94, No. 5. P. 835–844. doi: 10.4141/CJPS2013-356
  39. Shi W., Su G., Li M., et al. Distribution of bacterial endophytes in the non-lesion tissues of potato and their response to potato common scab // Front Microbiol. 2021. Vol. 12. ID 616013. doi: 10.3389/fmicb.2021.616013
  40. Liu J.-M., Wang S.-S., Zheng X., et al. Antimicrobial activity against phytopathogens and inhibitory activity on solanine in potatoes of endophytic bacteria isolated from potato tubers // Front Microbiol. 2020. Vol. 11. ID570926. doi: 10.3389/fmicb.2020.570926
  41. Reiter B., Pfeifer U., Schwab H., Sessitsch A. Response of endophytic bacterial communities in potato plants to infection with Erwinia carotovora subsp. atroseptica // Appl Environ Microbiol. 2002. Vol. 68, No. 5. P. 2261–2268. doi: 10.1128/aem.68.5.2261-2268.2002
  42. Padilla-Gálvez N., Luengo-Uribe P., Mancilla S., et al. Antagonistic activity of endophytic actinobacteria from native potatoes (Solanum tuberosum subsp. tuberosum L.) against Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum and Pectobacterium atrosepticum // BMC Microbiology. 2021. Vol. 21. ID 335. doi: 10.1186/s12866-021-02393-x
  43. Podolich O., Laschevskyy V., Ovcharenko L., et al. Methylobacterium sp. resides in unculturable state in potato tissues in vitro and becomes culturable after induction by Pseudomonas fluorescens IMGB163 // J Appl Microbiol. 2009. Vol. 106, No. 3. P. 728–737. doi: 10.1111/j.1365-2672.2008.03951.x.
  44. Ardanov P., Ovcharenko L., Zaets I., et al. Endophytic bacteria enhancing growth and disease resistance of potato (Solanum tuberosum L.) // Biological Control. 2011. Vol. 56, No. 1. P. 43–49. doi: 10.1016/j.biocontrol.2010.09.014
  45. Makarova S.S., Makarov V.V., Taliansky M.E., Kalinina N.O. Virus resistance in potato: current state and prospects // Russ J Genet Appl Res. 2017. Vol. 7. P. 845–857. doi: 10.1134/S2079059717050148
  46. Sorokan A., Cherepanova E., Burkhanova G., et al. Endophytic Bacillus spp. as a prospective biological tool for control of viral diseases and non-vector Leptinotarsa decemlineata Say in Solanum tuberosum L. // Front Microbiol. 2020. Vol. 11. ID569457. doi: 10.3389/fmicb.2020.569457
  47. Sorokan A., Veselova S., Benkovskaya G., Maksimov I. Endophytic strain Bacillus subtilis 26D increases levels of phytohormones and repairs growth of potato plants after Colorado potato beetle damage // Plants. 2021. Vol. 10, No. 5. ID 923. doi: 10.3390/plants10050923
  48. Сорокань А.В., Искандарова З.Ф., Благова Д.К., и др. Роль сурфактина эндофитных бактерий Bacillus subtilis 26D в развитии симбиотических отношений с растениями картофеля // Экобиотех. 2019. Т. 2, № 3. С. 257–261. doi: 10.31163/2618-964X-2019-2-3-257-261
  49. Malfanova N., Kamilova F., Validov S., et al. Characterization of Bacillus subtilis HC8, a novel plant beneficial endophytic strain from giant hogweed // Microb Biotechnol. 2011. Vol. 4, No. 4. P. 523–532. doi: 10.1111/j.1751-7915.2011.00253.x
  50. Максимов И.В., Сингх Б.П., Черепанова Е.А., и др. Перспективы применения бактерий — продуцентов липопептидов для защиты растений (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2020. Т. 56, № 1. С. 19–34. doi: 10.31857/S0555109920010134
  51. Lin С., Tsai C.-H., Chen P.-Y., et al. Biological control of potato common scab by Bacillus amyloliquefaciens Ba01 // PLoS One. 2018. Vol. 13, No. 17. P. 1–17. doi: 10.1371/journal.pone.0196520
  52. Pavithra G., Bindal S., Rana M. and Srivastava S. Role of endophytic microbes against plant pathogens: a review // Asian Journal of Plant Sciences. 2020. Vol. 19. P. 54–62. doi: 10.3923/ajps.2020.54.62
  53. Schalk I.J., Hannauer M., Braud A. New roles for bacterial siderophores in metal transport and tolerance // Environ Microbiol. 2011. Vol. 13, No.11. P. 2844–2854. doi: 10.1111/j.1462-2920.2011.02556.x
  54. Ghorbel M., Brini F., Sharma A., Landi M. Role of jasmonic acid in plants: The molecular point of view // Plant Cell Reports. 2021. Vol. 40. P. 1471–1494. doi: 10.1007/s00299-021-02687-4
  55. Ludwig-Müller J. Plants and endophytes: equal partners in secondary metabolite production // Biotechnol Lett. 2015. Vol. 37. P. 1325–1334. doi: 10.1007/s10529-015-1814-4

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор, 2023


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 65617 от 04.05.2016.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах