Correction of vaginal dysbiosis with cavitated solution of chlorhexidine in the 1st trimester of pregnancy: effectiveness and safety

Cover Page

Abstract


Aim. The aim of this study was to evaluate changes of vaginal microbiocenosis composition of pregnant women in first trimester after irrigation of the vagina with cavitated 0.05% solution of chlorhexidine and to find out if the following dotation of Lactobacillus spp. was needed. Materials and methods. 104 women planning induced termination of pregnancy in first trimester by vacuum aspiration were examined in order to estimate efficiency of vaginal microbiocenosis correction using irrigation of the vagina with cavitated 0.05% solution of chlorhexidine and to find out if the following dotation of Lactobacillus spp. was needed. All women had undergown irrigation of vagina and exocervix with 0.05% solution of chlorhexidine in order to prepare them for surgical abortion. Vaginal microbiocenosis before and after this procedure was evaluated by microscopy and real-time PCR (test Femoflor-16, DNA-Technology LLC, Moscow). Results. It was established that in patients with normocenosis the amount of Lactobacillus spp. decreased accordingly to the decrease of general bacterial load in the vagina at that the proportion of Lactobacillus spp. in microbiota stayed almost the same and was more than 90% in all examined women. In women with dysbiosis the decrease of general bacterial load in the vagina after irrigation with cavitated 0.05% solution of chlorhexidine happens mostly due to absolute and relative content of opportunistic microflora in microbiome. However initially low level of Lactobacillus does not allow reaching their optimal level after the first treatment stage. In these cases, the necessity of dotation of Lactobacillus spp. on the second stage of treatment is practically assured. Conclusions. The data demonstrated safety of use cavitated 0.05% solution of chlorhexidine for irrigation of the vagina in first trimester of pregnancy, that allow apply the method for prevention of infected complications before invasive procedure independently of primary composition of vaginal microbiota. Also this method demonstrated high effectiveness as approach for treatment of vaginal dysbiosis. However the continuing deficiency of lactobacilli requires their dotation on following stage.

Вагинальный микробиоценоз является сложной динамической системой микроорганизмов, постоянно взаимодействующих с хозяином. Применение современных молекулярно-генетических методов позволило существенно расширить представления о составе микрофлоры влагалища и взаимодействии между различными ее представителями. Открыты новые, ранее неидентифицируемые и некультивируемые микроорганизмы, а также пересмотрены некоторые вопросы систематики вагинальных микробов [17, 22, 20, 18, 15]. Со времен Додерлейна (1892), который впервые описал, что во влагалище здоровых женщин присутствуют грамположительные палочки, способные продуцировать молочную кислоту и тем самым подавлять рост сопутствующих микроорганизмов [16], считается, что в норме у женщин репродуктивного возраста доминирующее положение в данном биотопе занимают представители рода Lactobacillus. В норме лактобациллы составляют 80-100 % от всех выделяемых из влагалища микроорганизмов [1]. Оставшаяся доля бактерий в составе микробиоценоза приходится на куда большее количество видов, отнесенных к условно патогенной микрофлоре (например, Gardnerella vaginalis, Atopobium vaginae, Escherichia coli, Mobiluncus spp. и т. д.). Рост и размножение данных микроорганизмов сдерживается лактобациллами, конкурирующими с ними за рецепторы адгезии на эпителиальных клетках и питательный субстрат, а также за счет синтеза лактобациллами целого ряда веществ с антибактериальной активностью: молочной кислоты [23], бактериоцинов [10] и перекиси водорода [19]. Однако такое равновесие в вагинальном микробиоценозе наблюдается не всегда. Чрезмерное размножение условно патогенной микрофлоры приводит к развитию дисбиотических состояний, наиболее частым из которых является бактериальный вагиноз (БВ). Несмотря на бурный интерес исследователей и большое количество изысканий по данному вопросу, этиология БВ до сих пор не ясна [26]. Остается неясным, почему лактобациллы, доминировавшие в составе вагинального биотопа, вдруг теряют свои лидирующие позиции, позволяя другим микроорганизмам стремительно увеличивать свое количество. В лечении БВ также не достигнуто существенных успехов. Стандартная терапия метронидазолом и клиндамицином далеко не всегда приводит к желаемым результатам; рецидивы БВ в течение года после лечения могут наблюдаться у 50 % пациенток [13, 12, 21, 24]. На сегодняшний день установлено, что развитие БВ сопряжено с формированием биопленок на слизистой влагалища, состоящих из нескольких видов микроорганизмов, прежде всего облигатных анаэробов [25]. Внутри биопленки микроорганизмы менее чувствительны к внешним воздействиям, в том числе к антимикробным и антисептическим препаратам [14] по сравнению с бактериями, существующими в дисперсном «планктонном» состоянии. Этот факт может объяснять сложности лечения дисбиотических нарушений и в частности БВ, как клинико-лабораторного синдрома, в основе которого всегда лежит анаэробный дисбиоз [2]. Таким образом, становится актуальным создание технологий, позволяющих либо подавлять рост и размножение микробов внутри биопленки, либо разрушать ее, переводя микроорганизмы в «планктонное» состояние. Эксперименты и клинические исследования показали, что достаточно эффективным средством сенсибилизации биопленок к антимикробным агентам может быть обработка влагалища растворами лекарственных средств, кавитированных низкочастотным ультразвуком (НУЗ). Биоакустический эффект ультразвукового воздействия проявляется в уменьшении жизнеспособности бактерий в биопленках в результате одновременного воздействия низкочастотного ультразвука и антимикробных препаратов [11]. Предложена методика обработки влагалища раствором хлоргексидина 0,05 %, кавитированным НУЗ, и показана ее эффективность в лечении инфекционно-воспалительных заболеваний гениталий, возможности профилактики инфекционных осложнений после внутриматочных вмешательств [5, 9]. В настоящее время установлено, что воздействие лекарственных растворов, кавитированных низкочастотным НУЗ, обеспечивает полноценное освобождение слизистой влагалища и экзоцервикса от патологических выделений и глубокое проникновение лекарственных средств в очаг воспаления. Немаловажным аргументом для широкого применения данного метода в акушерстве и гинекологии является его простота и универсальность, возможность применения в подразделениях амбулаторного и стационарного звена [4]. Однако широкое применение данной технологии как с лечебной, так и профилактической целью, ставит вопрос о сохранности лактофлоры, количество которой во влагалище при дисбиотических процессах изначально снижено. Вопрос о необходимости вагинального введения лактобацилл этой категории пациенток после обработки влагалища кавитироваными НУЗ раствором антисептиков является предметом дискуссий. Также не изучены последствия НУЗ воздействия на содержание нормофлоры и на состав вагинальной микробиоты у женщин с физиологическим микробиоценозом, которым проводят данную манипуляцию с целью профилактики инфекционно-воспалительных осложнений инвазивных гинекологических манипуляций, при этом предварительная оценка состояния микробиоценоза влагалища не проводится. Особую проблему коррекция вагинального дисбиоза представляет у беременных в первом триместре беременности. Для данной категории пациенток выбор медикаментозных средств для лечения воспалительных и дисбиотических состояний влагалища существенно ограничен, что диктует необходимость поиска эффективных и безопасных немедикаментозных методов терапии. Восстановление популяции лактобацилл в вагинальном биотопе после проведенного лечения беременной является залогом формирования стабильного нормоценоза на протяжении всего периода гестации. Разработка обоснованных с точки зрения доказательной медицины критериев назначения пробиотиков беременным женщинам является актуальной проблемой акушерства и гинекологии. Цель исследования - оценить изменения качественного и количественного состава вагинального микробиоценоза у беременных в первом триместре беременности после обработки влагалища 0,05 % раствором хлоргексидина, кавитированным НУЗ, и обосновать необходимость дотации лактобацилл на втором этапе коррекции дисбиоза влагалища. Материалы и методы Обследованы 104 пациентки, планировавшие искусственное прерывание беременности (ИПБ) в сроках от 5 до 12 недель методом вакуум-аспирации, в том числе в сроках до 6 недель беременности - 37 женщин (35,6 %), в сроках 6-12 недель - 67 женщин (64,4 %). Прерывание неразвивающейся беременности проведено у 12 (11,5 %) пациенток. Средний возраст беременных составил - 28,7 ± 0,7 лет. Возраст менархе - 13,3 ± 0,5 лет, продолжительность менструального цикла 28,9 ± 0,8 дней, менструального кровотечения - 5,1 ± 0,6 дней. Среди обследованных женщин роды в анамнезе были у 73 человек (70,2 %), в том числе закончились операцией кесарева сечения у 10 женщин (9,6 %). Первую беременность в прошлом прервали 18 женщин (17,3 %). Искусственные и самопроизвольные аборты в анамнезе имели 15 человек (14,4 %). Воспалительные заболевания органов малого таза в анамнезе зарегистрированы у 9 женщин (8,7 %), воспалительные заболевания нижних отделов гениталий - у 15 (14,4 %) обследованных. Среди инфекций, передаваемых половым путем, в анамнезе отмечены такие, как хламидийная инфекция - у 6 женщин (5,8 %), трихомониаз у одной пациентки (0,9 %), инфекция, ассоциированная с генитальными микоплазмами или уреаплазмами, - у 15 женщин (14,4 %). С целью подготовки к прерыванию беременности методом вакуум-аспирации всем женщинам проводили обработку влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05 % раствором хлоргексидина с помощью аппарата АУЗХ-100 в соответствии с методическими указаниями [4]: время воздействия - 1-2 минуты, мощность - 6-8 единиц, объем используемого раствора - 150- 200 мл. Беременным с клинико-лабораторными признаками вагинита или БВ назначали от трех до пяти процедур, обработку проводили один раз в сутки, последнюю - за 1-2 часа до манипуляции; клинически здоровым женщинам с профилактической целью выполняли одну процедуру за 1-2 часа до манипуляции. Состояние микробиоценоза влагалища исследовали микроскопическим методом и методом ПЦР с детекцией результатов в реальном времени (ПЦР-РВ). Исследование проводили дважды: до (на этапе первичного консультирования) и непосредственно после обработки влагалища и экзоцервикса кавитированным НУЗ водным 0,05 % раствором хлоргексидина. Для микроскопического исследования отделяемое задне-бокового свода влагалища помещали на два предметных стекла, окрашивали метиленовым синим и по Романовскому-Гимзе. Интенсивность воспалительного процесса в вагинальном эпителии оценивали по количеству лейкоцитов и индексу воспаления (ИВ) - соотношению лейкоцитов к эпителиальных клеткам [7]. Интерпретацию результатов микроскопического исследования проводили в соответствии с классификацией Кира Е. Ф. [3]. ПЦР-РВ проводили согласно инструкции производителя (тест-система Фемофлор-16, НПО «ДНК-Технология», Москва). Интерпретацию результатов ПЦР-РВ проводили в соответствии с ранее разработанными критериями [1], всех пациенток по состоянию микробиоценоза разделили на 4 группы: абсолютный нормоценоз (АН), условный нормоценоз (УН), умеренный дисбиоз (УД) и выраженный дисбиоз (ВД). Критериями исключения являлись наличие ВИЧ-инфекции, сифилиса, гепатитов В и С, генитальных инфекций, вызванных облигатными патогенами (C. trachomatis, N. gonorhaeae, M. genitalium, T. vaginalis), выявление дрожжеподобных грибов рода Candida при микроскопии, получение местной или системной антибитикотерапии в течение 4 предшествующих обследованию недель. В качестве средних значений общей бактериальной массы и количества лактобацилл использовали медианы (М). Также рассчитывали 0,05 и 0,95 перцентили для описания вариации признака в исследуемых группах. Для оценки достоверности рассчитывали критерий Манна-Уитни в программе IBM SPSS Statistics 20. Изменения интерпретировали как достоверные при уровне значимости (α) 0,05. Результаты исследования и их обсуждение Основным маркером интенсивности воспалительного процесса во влагалище является количество лейкоцитов. В связи с отсутствием четких норм содержания лейкоцитов в вагинальном отделяемом более информативным следует считать определение индекса воспаления (ИВ) - соотношения лейкоцитов к клеткам вагинального эпителия, который у большинства здоровых женщин составляет менее 1 [7]. У 42 (40,4 %) из 104 обследованных беременных при первичном обращении ИВ был более 1, что свидетельствовало о наличии воспалительной реакции слизистой влагалища. После проведения обработки влагалища кавитированным раствором хлоргексидина количество женщин с повышенным ИВ (более 1) снизилось в 4 раза и составило 12 (11,5 %) человек. Соответственно, возросла доля женщин с нормальным его значением (рис. 1). С учетом данных объективного обследования и микроскопии 34 (32,7 %) из 104 беременных были отнесены к категории клинически здоровых: состояние вагинальной микрофлоры соответствовало нормоценозу, а жалобы и клиника, указывающие на патологию влагалища, отсутствовали. У 70 (66,3 %) обследованных были выявлены клинико-лабораторные признаки патологии влагалища, однако дисбиотический тип мазка был обнаружен только у 8 (7,7 %) женщин. У остальных беременных микроскопическая картина не соответствовала нормоценозу, однако этиологически значимый агент не был установлен. Так, промежуточный тип мазка выявили у 20 (19,2 %) женщин; воспалительный, соответствующий неспецифическому вагиниту, - у 42 (40,4 %) беременных (рис. 2). Возможности микроскопического исследования для изучения вагинальной микрофлоры ограничены, так как большинство значимых в патологии микроорганизмов невозможно идентифицировать по морфологическим признакам. Исследование микробиоценоза влагалища у этих же пациенток методом ПЦР-РВ позволило более точно охарактеризовать состояние микробиоты. У беременных с промежуточным типом мазка в 95 % случаев был выявлен дисбиоз или условный нормоценоз по данным ПЦР-РВ, также отклонения от нормы были установлены у 65 % женщин с неспецифическитм вагинитом (рис. 3). В связи с этим для оценки динамики количественного и качественного состава вагинальной микробиоты до и после обработки влагалища кавитированным НУЗ водным раствором хлоргексидина было решено использовать данные ПЦР-РВ. Структура микробиоценоза влагалища, по данным ПЦР-РВ, у обследованных женщин до и после обработки влагалища представлена на рисунке 4. Критериям нормоценоза соответствовало состояние микробиоценоза у 76 (73,1 %) беременных при первичном обследовании; в том числе у 39 (37,5 %) женщин выявили абсолютный нормоценоз и у 37 (35,6 %) - условный нормоценоз. После обработки влагалища критериям нормоценоза соответствовало состояние микробиоценоза у 83 (79,8 %) из 104 обследованных женщин, причем у 70 (67,3 %) выявлен абсолютный и всего у 13 (12,5 %) - условный нормоценоз. Уменьшение доли пациенток с условным нормоценозом обусловлено снижением содержания Ureaplasma spp. в исследуемых образцах под воздействием УЗ и хлоргексидина ниже клинически значимого порога в 104 ГЭ/мл. Критериям дисбиоза соответствовало состояние микробиоценоза у 28 (26,9 %) беременных при первичном обследовании; в том числе умеренный дисбиоз - у 11 (10,6 %), выраженный дисбиоз - у 17 (16,3 %) женщин. Дисбиоз во всех случаях был обусловлен доминированием облигатных анаэробов. После обработки влагалища критериям дисбиоза, по данным ПЦР-РВ, соответствовало состояние микрофлоры у 21 (20,2 %) пациентки, при этом частота выявления выраженного дисбиоза снизилась трехкратно - это состояние определяли только у 6 (5,8 %) женщин. Умеренный дисбиоз идентифицировали у 15 (14,4 %) обследованных. Положительная динамика состояния вагинального микробиоценоза после обработки кавитированным раствором хлоргексидина отмечена у большинства беременных с дисбиозом. Так у 7 из 11 пациенток умеренный дисбиоз после обработки влагалища сменился на абсолютный нормоценоз; восстановление микробиоценоза влагалища до абсолютного нормоценоза наблюдали у 3 из 17 беременных с выраженным дисбиозом, у 11 пациенток из этой группы после орошений в 9 случаях выявили умеренный дисбиоз. Данные об уровне колонизации (общая бактериальная масса - ОБМ), количестве лактобацилл и доле нормофлоры в составе вагинальной микробиоты до и после обработки влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05 %-м раствором хлоргексидина представлены в таблице 1. В группе женщин с абсолютным нормоценозом ОБМ составила 107,7 ГЭ/мл до и 10 6,2 ГЭ/мл после обработки. Абсолютное количество лактобацилл снизилось с 107,7 ГЭ/мл до 106,2 ГЭ/мл после обработки, при этом доля нормофлоры практически не изменилась и составила 99,8 % и 98,8 % до и после орошений, соответственно. Аналогичные изменения зафиксированы в группе пациенток с условным нормоценозом: ОБМ и количество лактобацилл снизилось после обработки влагалища с 108 ГЭ/мл до 106,1 ГЭ/мл. Доля нормофлоры в составе микробиоценоза влагалища изменилась незначительно - с 99,5 до 97,4 %. Полученные данные свидетельствуют о том, что у пациенток как с абсолютным, так и условным нормоценозом количество лактофлоры после обработки снижалось соответственно уменьшению ОБМ (табл. 2), при этом доля лактобацилл в составе микробиоценоза практически не изменялась и составляла более 90 % у всех обследованных беременных. Среди женщин с дисбиозом наблюдалась иная картина. В группе беременных с умеренным дисбиозом снижение ОБМ было более выраженным (с 107,8 ГЭ/мл до 106,6 ГЭ/мл) в сравнении с лактофлорой, количество которой после обработки уменьшилось с 106,6 ГЭ/мл до 105,9 ГЭ/мл. В результате доля нормофлоры в составе микробиоценоза влагалища выросла с 49,2 % до 91,6 %. Схожие изменения отмечены у пациенток с выраженным дисбиозом: ОБМ снизилась с 108,3 ГЭ/мл до 106,1 ГЭ/мл, тогда как снижение количества нормофлоры было менее значимым (с 106,5 ГЭ/мл до 105,3 ГЭ/мл), при этом доля лактобацилл в микробиоценозе существенно возросла - с 1,4 % до 47 %. Таким образом, у пациенток с дисбиозом снижение ОБМ влагалища после обработки кавитированным раствором хлоргексидина происходит преимущественно за счет условно-патогенной микрофлоры. Полученные данные позволяют предположить, что вагинальная нормофлора, представленная лактобациллами, менее чувствительна к воздействию кавитированного раствора хлоргексидина по сравнению с условно-патогенными облигатными анаэробами, доля которых значительно возрастает при дисбиозе влагилища. Устойчивость нормофлоры к хлоргексидину подтверждается и другими клиническими исследованиями [8]. Кроме того, данный феномен может быть обусловлен различной резистентностью биопленок, образуемых вагинальными лактобациллами и облигатными анаэробами, к воздействию кавитированных НУЗ растворов. Данная схема санации влагалища продемонстрировала свою эффективность как инструмент для профилактики инфекционных осложнений после проведения хирургического аборта [6], однако остается открытым вопрос о необходимости восстановления нормофлоры во влагалище путем дотации лактофлоры интравагинально или per os данной категории пациенток. Тот факт, что у беременных с нормоценозом (абсолютным или выраженным) обработка кавитированным НУЗ раствором хлоргексидина привела только к умеренному снижению колонизации влагалища и не вызвала значимого «вымывания» лактофлоры, вызывает оптимизм. Безопасность данного метода воздействия на влагалищную микробиоту подтверждается тем, что в случаях нормоценоза доля нормофлоры практически не изменяется в результате обработки и остается достаточно высокой (более 90 % от ОБМ). Поэтому дотация лактобацилл данной категории женщин, вероятно, не является необходимой. В группе беременных с умеренным дисбиозом доля лактобацилл значительно повышается, однако не всегда достигает нормальных значений. Вопрос о необходимости второго этапа терапии для данных пациенток с использованием пробиотиков, содержащих лактобациллы, должен решаться индивидуально с учетом данных лабораторных исследований. Использование кавитированного раствора хлоргексидина для коррекции выраженного дисбиоза влагалища приводит к существенному возрастанию доли нормофлоры в биоценозе за счет элиминации облигатных анаэробов, однако исходно низкое содержание лактобактерий не позволяет достичь их оптимального уровня после первого этапа лечения. Необходимость дотации лактофлоры на втором этапе терапии выраженного дисбиоза не вызывает сомнений. Таким образом, полученные в ходе настоящего исследования данные демонстрируют безопасность обработки влагалища кавитированным НУЗ водным 0,05 %-м раствором хлоргексидина у беременных с точки зрения воздействия на нормофлору влагалища, что позволяет использовать метод как профилактический перед проведением инвазивных процедур вне зависимости от исходного состояния вагинальной микробиоты. Данный метод оказался эффективным в лечении дисбиоза влагалища, однако сохраняющийся дефицит лактофлоры диктует необходимость ее дотации на втором этапе.

Ekaterina Sergeevna Voroshilina

GBOU VPO USMU MZ RF

Email: voroshilina@gmail.com
doctor of medical science, associated professor, Department of Microbiology, Virology and Immunilogy

Danila Leonidovich Zornikov

GBOU VPO USMU MZ RF

PhD-student, Department of Microbiology, Virology and Immunilogy

Evgeniy Eduardovich Plotko

GBOU VPO USMU MZ RF

Associated professor, department of Obstetrics and Gynaecology

  1. Ворошилина Е. С., Донников А. Е., Плотко Е. Э., Тумбинская Л. В., Хаютин Л. В. Биоценоз влагалища с точки зрения количественной полимеразной цепной реакции: что есть норма? Акушерство и гинекология. 2011; № 1: 57-65.
  2. Ворошилина Е. С., Тумбинская Л. В., Донников А. Е. Современные возможности диагностики бактериального вагиноза: исследование количественного и качественного состава сложных микробных сообществ. Уральский медицинский журнал. 2011; № 13 (91): 70-5.
  3. Кира Е. Ф., Бактериальный вагиноз. Санкт-Петебург; 2001.
  4. Обоскалова Т. А., Глухов Е. Ю., Лаврентьева И. В. Лечение воспалительных заболеваний женских половых органов с использованием лекарственных растворов, кавитированных низкочастотным ультразвуком. Екатеринбург: Vip-Ural; 2012.
  5. Обоскалова Т. А., Глухов Е. Ю., Лаврентьева И. В., Нефф Е. И., Судаков Ю. Е. Плотко Е. Э. Растворы, кавитированные низкочастотным ультразвуком, - альтернатива антибиотикам? StatusPraesens. 2012; № 3 (9): 65-9.
  6. Плотко Е. Э. Прогнозирование, профилактика, диагностика и лечение осложнений искусственного прерывания беременности. Автореф. дис… док. мед. наук. М.; 2013.
  7. Савичева А. М., Соколовский Е. В., Домейка М. Порядок проведения микроскопического исследования мазков из урогенитального тракта. Методические рекомендации для лечащих врачей. Санкт-Петербург: Издательство Н-Л; 2007.
  8. Радзинский В. Е., ред. Санация перед родами и гинекологическими операциями: нужна? Не нужна? Вредна? Диагностика и коррекция нарушений влагалищного биоценоза в рамках подготовки к родоразрешению и гинекологическим операциям. М.: Медиабюро StatusPraesens; 2011.
  9. Широкова Д. В., Калинина Е. А., Плотко Е. Э. Эффективность низкочастотной ультразвуковой кавитации при коррекции нарушений влагалищной флоры. В кн.: Материалы XIV Всероссийского научного форума «Мать и дитя». М.; 2013; 369-370.
  10. Aroutcheva AA, Simoes JA, Faro S. Antimicrobial protein produced by vaginal Lactobacillus acidophilus that inhibits Gardnerella vaginalis. Infect Dis Obstet Gynecol. 2001; 9: 33-9.
  11. Bartley J, Young D. Ultrasound as a treatment for chronic rhinosinusitis. Med. Hypotheses. 2009; 73 (1): 15-17.
  12. Bradshaw CS, Morton AN., Hocking J., Garland SM, Morris MB, Moss LM, Horvath LB, Kuzevska I, Fairley CK. High recurrence rates of bacterial vaginosis over the course of 12 months after oral metronidazole therapy and factors associated with recurrence. J Infect Dis. 2006; 193: 1478-86.
  13. Bradshaw CS, Tabrizi SN, Fairley CK, Morton AN, Rudland E, Garland SM. The association of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis with bacterial vaginosis and recurrence after oral metronidazole therapy. J Infect Dis. 2006; 194: 828-36.
  14. Brooun A, Liu S, Lewis K. A dose-response study of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimicrob. Agents Chemother. 2000; 44 (3): 640-646.
  15. Burton JP, Reid G. Evaluation of the bacterial vaginal flora of postmenopausal women by direct (Nugent score) and molecular (polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis) techniques. J Infect Dis. 2002; 186: 1770-80.
  16. Doderlein A. Das scheidensekret und seine bedeutung fur puerperalfieber. ZentblBakteriolMicrobiolHygAbt. 1892; 11: 699.
  17. Du Plessis EM, Dicks LM. Evaluation of random amplified polymorphic DNA (RAPD)-PCR as a method to differentiate Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus crispatus, Lactobacillus amylovorus, Lactobacillus gallinarum, Lactobacillus gasseri, and Lactobacillus johnsonii. Curr Microbiol. 1995; 31: 114-8.
  18. Falsen E, Pascual C, Sjoden B, Ohlen M, Collins MD. Phenotypic and phylogenetic characterization of a novel Lactobacillus species from human sources: description of Lactobacillus iners sp. nov. Int J Syst Bacteriol. 1999; 49: 217-21.
  19. Hawes SE, Hillier SL, Benedetti J, Stevens CE, Koutsky LA, Wolner-Hanssen P, Holmes KK. Hydrogen peroxide-producing lactobacilli and acquisition of vaginal infections. J Infect Dis. 1996; 174: 1058-63.
  20. Rodriguez JM, Collins MD, Sjoden B, Falsen E. Characterization of a novel Atopobium isolate from the human vagina: description of Atopobium vaginae sp. nov. Int J Syst Bacteriol. 1999; 49: 1573-6.
  21. Sanchez S, Garcia PJ, Thomas KK, Catlin M, Holmes KK. Intravaginal metronidazole gel versus metronidazole plus nystatin ovules for bacterial vaginosis: a randomized controlled trial. Am J Obstet Gynecol. 2004; 191: 1898-906.
  22. Schleifer KH, Ludwig W. Phylogeny of the genus Lactobacillus and related genera. Syst Appl Microbiol. 1995; 18: 461-7.
  23. Skarin A, Sylwan J. Vaginal lactobacilli inhibiting growth of Gardnerella vaginalis, Mobiluncus and other bacterial species cultured from vaginal content of women with bacterial vaginosis. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B. 1986; 94 (6): 399-403.
  24. Sobel JD, Ferris D, Schwebke J, Nyirjesy P, Wiesenfeld HC, Peipert J, Soper D, Ohmit SE, Hillier SL. Suppressive antibacterial therapy with 0.75 % metronidazole vaginal gel to prevent recurrent bacterial vaginosis. Am J Obstet Gynecol. 2006; 194: 1283-9.
  25. Swidsinski A, Mendling W, Loening-Baucke V, Ladhoff A, Swidsinski S, Hale LP, Lochs H. Adherent biofilms in bacterial vaginosis. Obstet. Gynecol. 2005; 106: 1013-1023.
  26. Turovskiy Y, Noll KS, Chikindas ML. The etiology of bacterial vaginosis. J. Appl. Microbiol. 2011; 110: 1105-1128.

Views

Abstract - 370

PDF (Russian) - 199

Cited-By


PlumX


Copyright (c) 2014 Voroshilina E.S., Zornikov D.L., Plotko E.E.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.