Анатомо-физиологические и патофизиологические особенности нижних мочевых путей в гендерном и возрастном аспектах

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

В обзорной статье на основе результатов современных клинико-экспериментальных исследований рассматриваются гендерные и возрастные особенности анатомии, физиологии и патофизиологии нижних мочевых путей. Подробно описаны особенности строения и функционирования уротелия, миотелия, нейротелия и эндотелия нижних мочевых путей у мужчин и женщин. Отдельный раздел обзора посвящен особенностям гормональной регуляции нижних мочевых путей в зависимости от половой принадлежности и возраста.

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ

Половая принадлежность — фундаментальный аспект человеческой физиологии, разделяющий все население планеты на две примерно равные половины, но эта существенная биологическая переменная редко учитывается при разработке фундаментальных физиологических исследований, при переводе результатов из фундаментальной науки в клинические исследования или при разработке персонализированных медицинских стратегий [1]. Половая дифференцировка является одной из важнейших биологических характеристик всех живых объектов, включая человека, оказывающая существенное, а порой ключевое влияние на формирование, развитие и функционирование многих органов и систем органов [2, 3].

С гендерной точки зрения нижние мочевые пути (НМП) — это один из классических примеров полового структурно-функционального диморфизма, который продолжает активно изучаться в настоящее время с целью оптимизации современной диагностики и фармакотерапии заболеваний нижних мочевых путей с учетом половой принадлежности пациентов [4–6]. Следует отметить, что половой диморфизм характерен практически для всех анатомических структур, образующих нижние мочевые пути, но при этом существует новая гипотетическая эндокринно–аутокринно–паракринная модель взаимодействий между уротелием, афферентными и эфферентными нервными окончаниями (нейротелием), сосудами (эндотелием), мышечными клетками (миотелием) и миофибробластами всех структур нижних мочевых путей, согласно которой все они составляют единую анатомо-функциональную систему, элементы которой находятся в постоянном взаимодействии и взаимовлиянии [7–11] (рис. 1).

 

Рис. 1. Гипотетическая модель взаимодействий между уротелиальными клетками (уротелием), афферентными и эфферентными нервными окончаниями (нейротелием), сосудами (эндотелием), гладкомышечными клетками и миофибробластами нижних мочевых путей [10, 11]. NO — оксид азота; АдР — адренергический рецептор; АТФ — аденозинтрифосфат; АЦХ — ацетилхолин; БР — брадикининовый рецептор; ГКД — гладкомышечная клетка детрузора; МР — мускариновый рецептор; НикР — никотиновый рецептор; НР — нейрокининовый рецептор; НЭ — норэпинефрин; П2Р — пуринергический рецептор подтипа 2; П2Х и П2Y — пуринергические рецепторы подтипов X и Y; ПГ — простагландины; СП — субстанция Р; ТирКР — тирозинкиназный рецептор с высокой аффинностью к фактору роста нервов; ТРПК — транзитный рецептор потенциальных каналов; ФРН — фактор роста нервов

Fig. 1. A hypothetical model of interactions between urothelial cells (urothelium), afferent and efferent nerve endings (neurothelium), vessels (endothelium), smooth muscle cells and myofibroblasts of the lower urinary tract [10, 11]. NO – nitrogen oxide; AдР – adrenergic receptor; ATФ – adenosine triphosphate; AЦХ – acetylcholine; Бр – bradykinin receptor; ГКД – detrusor smooth muscle cell; МР – muscarinic receptor; НикР – nicotinic receptor; HP – neurokinin receptor; НЭ – norepinephrine; П2Р – purinergic receptor subtype 2; П2X and П2Y – purinergic receptors of the X and Y subtypes; ПГ – prostaglandins; СП – substance R; ТирКР – tyrosine kinase receptor with high affinity for nerve growth factor; TРПК – transit receptor of potential channels; ФРН – nerve growth factor

 

Гендерные особенности уротелия нижних мочевых путей

Уротелий является специализированным эпителием, который расположен на собственной соединительнотканной пластинке (lamina propria) и выстилает нижние мочевые пути изнутри в виде 5–7 рядов клеток, разделенных на 3 слоя: верхушечный (представляет собой один слой зонтичных клеток, которые непосредственно контактируют с мочой и служат физиологическим барьером между ней и подлежащими тканями); промежуточный (состоит из 2–3 слоев промежуточных клеток) и базальный (состоит из 2–3 слоев базальных клеток) [12]. При заполнении мочевого пузыря зонтичные клетки растягиваются и сплющиваются, а когда он пуст клетки имеют кубовидную форму [13]. Свое название поверхностные зонтичные клетки уротелия получили за то, что в 70–90 % случаев на их мембране, обращенной в просвет мочевых путей, имеются своеобразные выросты (бляшки), придающие клеткам «зубчатый» вид и состоящие из белков уроплакинов, которые образуют макромолекулярные структуры шестиугольной формы, обеспечивающие наряду с белками плотного соединения дополнительную барьерную функцию уротелия [14].

В настоящее время в уротелии идентифицировано несколько типов уроплакинов: UP-Ia (молекулярная масса 27 кД), UP-Ib (молекулярная масса 28 кД), UP-II (молекулярная масса 15 кД) и UP-III (молекулярная масса 47 кД) [15–17]. Р. Hu и соавт. [18] в экспериментальном исследовании у самцов и самок крыс установили, что идентификация у них уроплакина UP-II ассоциировалась с его дефектным гликозилированием, меньшими размерами уротелиальных бляшек зонтичных клеток и их повышенной водопроницаемостью. Т. Aboushwareb и соавт. [19] обнаружили специфические гендерные различия у мышей, нокаутированных по уроплакинам UP-II и UP-III. Так, у самцов мышей с нокаутом уроплакина UP-II отмечались признаки функциональной декомпенсации мочевого пузыря в виде снижения эффективного давления и повышения количества остаточной мочи, в то время как у самок с таким же нокаутом никаких изменений не выявлялось. При изучении возбудимости миоцитов детрузора мышей с нокаутом по уроплакинам обнаружены гендерные различия: у самок отмечена пониженная возбудимость, в то время как у самцов изменений возбудимости миоцитов не выявлено [19]. Эти данные подтверждают факт, что дефицит уроплакинов в уротелии способен индуцировать дисфункцию мочевого пузыря.

Кроме барьерной функции, уротелий выполняет важнейшую сенсорную функцию, реализуемую за счет наличия в нем многочисленных ионных каналов и регуляторных белков различных рецепторов (аденозинергических, пуринергических, адренергических, брадикининовых, нейрокининовых, мускариновых, холинергических), что обеспечивает взаимодействие клеток уротелия между собой и объединяет их в единую функциональную систему [20, 21]. Уротелий высвобождает множество мелких молекул и нейромедиаторов в ответ на любые механические и химические стимулы, а за счет наличия в нем специализированных кислотно-чувствительных ионных каналов (acid-sensitive ion channel, ASIC) уротелий поддерживает постоянный уровень рН и таким образом контролирует чувствительность мочевого пузыря, причем экспрессия ионных каналов типа ASIC1 более выражена у самцов крыс, а экспрессия ASIC2 — соответственно, у самок [22]. Функциональный результат этой разницы в экспрессии данных каналов в мочевом пузыре пока остается неизвестным, хотя показано, что нарушение экспрессии каналов типа ASIC1 в кишечнике приводит к снижению его механической чувствительности [23].

Уротелий мочевого пузыря также играет важную роль в реализации механизмов врожденного иммунного ответа при проникновении в него уропатогенов, а более высокая частота инфекций НМП у женщин позволяет предполагать существенную регулирующую роль эстрогенов в данном процессе. Проведенные исследования на самках мышей и уротелиальных тканях женщин показали, что эстрогены опосредуют защитные механизмы уротелия в отношении уропатогенной кишечной палочки посредством регуляции активности выявленных в уротелии эстрогеновых рецепторов типа β (ER-β), поэтому именно ER-β играют важную роль в патогенезе воспалительных заболеваний мочевого пузыря у женщин [24–26].

Недавние исследования выявили в зонтичных клетках поверхностного слоя уротелия калиевые каналы (BK-каналы) высокой проводимости, регулируемые кальцием и липополисахаридами [27, 28]. Существует точка зрения, что имеется связь между активностью уротелиальных BK-каналов и экспрессией эстрогеновых рецепторов типа ER-β в реализации уротелиального врожденного иммунного ответа при инфекциях НМП у женщин, при этом эстрадиол увеличивает экспрессию BK-каналов, а блокада его эффектов в экспериментальной модели овариэктомии у мышей приводила к обратному эффекту [29].

Миотелиальный половой диморфизм нижних мочевых путей

Детрузор. Мочевой пузырь в норме является надежным и контролируемым нервной системой резервуаром для хранения мочи и периодического его опорожнения. Он представляет собой совокупность гладкомышечных элементов, объединенных в единый функциональный синцитий [30, 31]. Мышца детрузора у мужчин толще, чем у женщин, так как для опорожнения мочевого пузыря через более длинную уретру у мужчин требуется большее давление [32]. Соотношение между гладкими мышцами и соединительной тканью в детрузоре не отличается у женщин и мужчин любого возраста, и есть данные, что сократительная способность детрузора человека не зависит от пола [12, 33].

При внутриутробном развитии мочевой пузырь у человека можно обнаружить уже на 10-й неделе. Хотя считается, что мочепузырный треугольник имеет мезодермальное происхождение, а вся остальная часть пузыря происходит из эндодермы; некоторые исследования показали, что треугольник также имеет эндодермальное происхождение [34]. L.A. Favorito и соавт. [35] оценивали морфологические различия гладкой мускулатуры детрузора у женщин и мужчин и не наблюдали различий в объемной плотности фетальных нервов, гладкомышечных клеток или коллагена через 13–20 нед. после зачатия [35].

Мочеиспускательный канал. Мышечный слой уретры содержит косые и продольные мышечные волокна, окруженные круговыми волокнами как у женщин, так и у мужчин. Мышечный слой обеспечивает базовое сопротивление потоку мочи, которое дополнительно усиливается богатой васкуляризацией мочеиспускательного канала [36]. Свой вклад в функционирование уретры у обоих полов вносят адренорецепторы α1 и α2, состоящие из нескольких подтипов и регулирующие сократительную способность гладких миоцитов. Установлено, что у кроликов-самцов одинаковое количество адренорецепторов α1 и α2, в то время как у самок плотность α2-адренорецепторов значительно выше [37]. E.C. Alexandre и соавт. [38] изучали влияние различных агонистов и антагонистов на гладкие мышцы уретры в эксперименте и показали, что фенилэфрин, норадреналин, хлорид калия и стимуляция электрическим полем вызывали более сильные мышечные сокращения у самцов. Однако в ответ на введение N-нитро-L-аргинина, атропина или антагониста P2X1-пуриновых рецепторов половых различий не наблюдалось. Экспрессиям РНК α1А-адренорецептора и тирозингидроксилазы в уретре у мужчин была значительно выше, чем у женщин. Поэтому вполне возможно, что α1-адренорецепторы не так важны для сокращения и функциональности уретры у самок [38].

J. Oswald и соавт. [39] изучали внутриутробное развитие внутреннего сфинктера уретры у 37 плодов человека и обнаружили, что внутренний сфинктер плодов мужского пола имеет значительно больший объем по сравнению с плодами женского пола частично из-за мышечной гипертрофии, что приводит к уменьшению просвета уретры [39]. Это может быть следствием транзиторной уретральной обструкции дистальнее шейки мочевого пузыря на фоне гормонально-зависимой стимуляции роста тестостероном у самцов. Z.W. Jin и соавт. [40] показали, что дифференцировка гладкомышечных клеток в мочевом пузыре и мочеиспускательном канале имеет решающее значение для инициации опущения вольфова протока при внутриутробном развитии плода [40].

Поперечнополосатая мускулатура необходима для обеспечения поддержки тазового дна и координации инициации мочеиспускания и опорожнения мочевого пузыря. Архитектура поперечнополосатых мышц в детрузоре и уретре совпадает по расположению мышечных волокон и соединительной ткани [41, 42]. Как известно, существует две разновидности поперечнополосатых мышечных волокон: медленного сокращения (тип I) и быстрого сокращения (тип II) [43]. Волокна типа I обладают большим количеством кислотоустойчивых АТФаз, большим числом митохондрий, более толстыми Z-дисками, увеличенным количеством окислительных ферментов и временем сокращения ~100 мс. Волокна типа II имеют более высокую концентрацию щелочно-устойчивых АТФаз, меньшее количество митохондрий и время сокращения ~30 мс [43, 44]. Тип волокон поперечнополосатых мышц влияет на их восприимчивость к повреждению и восстановлению и, как показали исследования, варьируется в зависимости от пола. Наиболее подробно это исследовано у крыс, у которых женские и мужские уретры различаются макро- и микроскопически. В отличие от типичных скелетных мышц миофибриллы женского сфинктера уретры в 3–5 раз меньше в диаметре, чем поперечнополосатые мышцы тазового дна за счет отсутствия в этих клетках периферической локализации ядер [45]. Вместо этого ядра миоцитов локализуются в центре и имеют размер, аналогичный диаметру фибриллы. Кроме того, в отличие от других скелетных мышц, эти клетки не имеют точек крепления и находятся в непосредственном контакте с соседней соединительной тканью [46]. Подобно скелетным мышцам, поперечнополосатая мускулатура уретры крыс экспрессирует белки десмин и дистрофин, при этом десмин проходит ортогонально Z-образными линиям, очерчивая саркомеры, а дистрофин локализуется в сарколемме миоцитов самок крыс [45]. У самцов крыс две продольные полосы соединительной ткани сегментируют сфинктер на два боковых пучка, а миофибриллы не образуют миотендинозных соединений с соседней соединительной тканью. Поперечнополосатые элементы сфинктера образуют продольный толстый слой, видимый глазом, у самцов крыс, тогда как у самок сфинктер тонкий и более округлый [46]. A.S. Bierinx и соавт. [47] обнаружили два типа миофибрилл в уретре самцов крыс, при этом все они характеризовались преимущественным наличием «быстрых» волокон типа II, подобно самкам крыс, однако в отдельных волокнах, взятых вблизи просвета уретры, находились миофибриллы медленного сокращения (типа I). Кроме шейки мочевого пузыря поперечнополосатые мышцы располагаются в средней части уретры, а недавние исследования с использованием иммуногистохимических методов показали, что среди волокон преобладают мышечные волокна быстрого сокращения [48]. У самцов крыс S.L. Chen и соавт. [49] выявили «быстрые» волокна типа II в проксимальной части уретры.

У человека так же выявлены существенные различия между мужчинами и женщинами в строении мышечного аппарата уретры. При использовании гистохимических методов и электронно-микроскопического анализа образцов, полученных с помощью цистоуретрэктомии, J.A. Gosling и соавт. [44] выявили мышечные волокна диаметром 15–20 мкм типа I (волокна медленного сокращения) в уретре как мужчин, так и женщин, а в m. levator ani 3 — мышечные волокна обоих типов. По данным других авторов, у женщин поперечнополосатые мышцы уретры состоят преимущественно из волокон медленного сокращения типа I [50–52], а у мужчин поперечнополосатая мускулатура простирается от мочеиспускательного канала через простату и состоит как из медленных, так и быстрых волокон обоих типов различного диаметра, функциональное значение которого остается пока неизвестным [53, 54]. Идентификация нитрергических нервных волокон в рабдосфинктере человека позволяет утверждать, что оксид азота (NO) играет важную роль в контроле поперечнополосатых мышц в уретре, регулируя их релаксацию и контрактильность [55–57]. K.M. Ho и соавт. [53] показали наличие NO-синтаз (NOS) в 86 % мышечных волокон быстрого типа и в 29 % мышечных волокон медленного типа в сарколемме миоцитов мужской уретры [53].

Мочеполовая диафрагма таза. Мускулатура тазового дна поддерживает органы брюшной полости и таза и регулирует механизмы удержания кала и мочи [58]. Мышечные компоненты тазового дна включают леваторные мышцы и копчиковую мышцу [59]. M. levator ani содержат гетерогенную популяцию мышечных волокон типов I и II, но гистологические исследования показали преобладание волокон типа I, что клинически коррелирует со статической природой тазового дна и его ролью в поддержании внутренних органов брюшной полости и таза [44]. Меньшая популяция волокон типа II предназначена для поддержки тазового дна в периоды повышения абдоминального давления, при этом количество и диаметр этих волокон уменьшаются с возрастом, но о каких-либо различиях в их пропорциях у мужчин и женщин не сообщается [60, 61]. C. Tobin и соавт. [62] выявили, что m. levator ani плода крысы проявляет половой диморфизм, который заключается в том, что у плодов мужского пола при антенатальном развитии она содержит значительно меньше двигательных единиц (153 против 350), и каждая единица имеет сравнительно меньшую площадь поперечного сечения (89,2 мкм2 по сравнению с 120,8 мкм2) по сравнению с плодами женского пола. По мере постнатального развития крыс площадь поперечного сечения двигательных единиц несколько уменьшалась у обоих полов, но количество двигательных единиц у самцов быстро увеличилось до 2726 к шестому дню после рождения, что, по мнению авторов, вызвано влиянием тестостерона [62]. Экспериментальные исследования L. Niel и соавт. [63] показали, что сателлитные клетки (популяция миогенных стволовых клеток), расположенные на периферии мышечных волокон тазового дна, по-видимому, находятся под влиянием андрогенов и могут играть определенную роль в половом диморфизме, в результате чего количество сателлитных клеток в m. levator ani новорожденных самцов крыс было больше, чем у новорожденных самок. При пренатальном воздействии тестостерона количество и размеры сателлитных мышечных клеток у самок увеличивалось, поэтому авторы сделали вывод, что половые различия мышечной ткани, обнаруженные у развивающихся крыс, объясняются половым диморфизмом в сателлитных клетках, чувствительных к андрогенам [63]. Эти исследования на животных согласуются с исследованием, в котором изучались половые различия m. levator ani у плодов человека и которое показало, что в процессе закладки у мальчиков он образует толстый мышечный слой, в то время как у девочек данная мышца тонкая, а ее пучки интегрированы с соединительной тканью [64].

Гендерные особенности регуляции эндотелиальной функции и кровоснабжения нижних мочевых путей в возрастном аспекте

Эндотелий играет ключевую роль в поддержании сосудистого гомеостаза, синтезируя и секретируя вещества, участвующие в расширении (вазодилататоры) и сужении (вазоконстрикторы) сосудов. Прогрессирующая эндотелиальная дисфункция — один из аспектов старения сосудов — была идентифицирована как ключевой инициирующий этап в патогенезе атеросклероза [65]. Функция эндотелия находится под контролем большого количества факторов, которые различаются у мужчин и женщин, что связано с экспрессией в эндотелии рецепторов к половым гормонам, оказывающим важнейшее влияние на эндотелиальный метаболизм и, как следствие, тонус сосудистой стенки и регионарный кровоток [65]. Так, установлены различия в реакции кровотока на инфузию внутрибрюшинного ацетилхолина у мужчин и женщин. В частности, у нормотензивных женщин в пременопаузе наблюдалось небольшое снижение вазодилатации, опосредованной ацетилхолином (примерно на 0,5 % в год), однако нарушения эндотелий-зависимой вазодилатации стали очевидными только после менопаузы, при которой реакция на ацетилхолин снижалась быстрее (2,1 % в год). Никаких половых различий в функции гладких мышц, оцениваемых по реакции на введение нитропруссида натрия, не наблюдалось, что подтверждает влияние менопаузы на эндотелий-зависимую, а не на эндотелий-независимую вазодилатацию у женщин [66]. Общеизвестными последствиями менопаузы со стороны нижних мочевых путей считаются снижение в них объема и скорости кровообращения, истончение слизистых оболочек и уротелия, снижение бактерицидной и барьерной функции уротелия, развитие гипоксии, ишемии и фиброза в органах малого таза, что существенно повышает риск развития вульво-вагинальных и цистоуретральных атрофических изменений, объединяемых термином «генитоуринарный менопаузальный синдром» [67]. У женщин репродуктивного возраста за счет циклических изменений половых гормонов в течение менструального цикла наблюдаются такие же циклические изменения кровотока нижних мочевых путей: от магистрального выраженного артериального кровотока в первую фазу цикла (эффекты эстрогенов) до его некоторого снижения и развития вено-дисциркуляторных явлений в малом тазу во вторую фазу (эффекты прогестерона). При этом циклические изменения уровней эстрогенов и прогестерона у женщин связаны с усилением выраженности симптомов нижних мочевых путей (СНМП) непосредственно перед менструацией [67]. Женщины в постменопаузе с умеренным ожирением могут быть более восприимчивы к нарушениям функции эндотелия, чем мужчины и женщины в постменопаузе без умеренного ожирения, независимо от наличия или отсутствия у них сахарного диабета 2-го типа [68]. Кроме того, длина уретры у женщин увеличивается в середине менструального цикла на пике влияния эстрогена [69]. С другой стороны, у мужчин с нормальным уровнем артериального давления наблюдалось снижение индуцированной ацетилхолином вазодилатации с возрастом (около 1,8 % в год), что совпадало со средней скоростью снижения уровня секреции тестостерона у них, что может указывать на роль тестостерона в синтезе NO в эндотелии сосудов и его выраженном вазопротективном эффекте, а многочисленные клинико-экспериментальные исследования доказали наличие достоверной связи между низким уровнем тестостерона, атеросклерозом тазовых сосудов, ишемией и фиброзом нижних мочевых путей у мужчин [70–72].

Общая площадь артериального русла малого таза как у мужчин, так и у женщин существенно ниже общей плотности всех венозных коллекторов, что обусловливает высокую частоту формирования венозной конгестии в данной анатомической области с вовлечением в процесс нижних мочевых путей, нередко симулируя урологическую патологию [73]. При этом у мужчин имеется связь между плотностью сосудистого русла малого таза и скоростью кровотока в нем, с одной стороны, и уровнем тестостерона — с другой [74]. Согласно данным последних обзоров и метаанализов, мужчины с умеренными или тяжелыми СНМП имеют повышенный риск развития большинства осложнений со стороны сердечно-сосудистой системы, а связующим звеном между ними выступает именно эндотелиальная дисфункция [75, 76] (рис. 2).

 

Рис. 2. Схема связи между эндотелиальной дисфункцией и дисфункцией нижних мочевых путей у мужчин [76]

Fig. 2. Scheme of the relationship between endothelial dysfunction and lower urinary tract dysfunction in men [76]

 

Гендерные особенности болевой рецепции нижних мочевых путей

Нижние мочевые пути имеют обширную иннервацию, представленную как смешанными, чувствительными и двигательными вегетативными нервными окончаниями (симпатическими и парасимпатическими), так и двигательными соматическими нервными волокнами. В настоящее время хорошо известен факт полового диморфизма в отношении особенностей болевой рецепции и перцепции у мужчин и женщин, что позволяет сделать вывод о косвенном участии половых стероидных гормонов в реализации их механизмов. Традиционно считается, что эстрогены являются про-болевыми гормонами, а прогестерон и тестостерон — антиболевыми, соответственно, поэтому эволюционно мужчины более устойчивы к различным видам острой и хронической боли [77, 78], а у женщин часто отмечается снижение толерантности к боли [79–81]. Недавние исследования показали также различия между мужчинами и женщинами с точки зрения того, как запоминается переживание перенесенной боли. Мужчины в отличие от женщин проявляли повышенную гиперчувствительность к боли, если поместить их в контекст, похожий на предыдущие болезненные переживания, и это может быть опосредовано снижением у них тестостерона [82]. Исследования, анализирующие половые различия у людей, перенесших отсроченную мышечную боль, не обнаружили каких-либо существенных различий между полами [83]. Исследование мышечной боли, вызванной введением физиологического раствора, показало повышение порогов точки давления у мужчин, но не у женщин [84]. В модели эндотоксемии — одном из способов вызвать распространенную воспалительную боль — было выявлено снижение исходных болевых порогов давления у женщин, но без половых различий после развития воспаления [85]. Изменение восприятия боли может быть обусловлено многими факторами, в частности, возрастом. При этом различий в чувствительности к боли между пожилыми мужчинами и женщинами не обнаружено [86], в отличие от результатов, полученных у молодых взрослых [87]. С механистической точки зрения вариации болевой перцепции могут быть связаны с различиями в паттернах активации мозга, вызванных мышечной болью, поскольку было показано, что значительные изменения интенсивности сигнала в средней поясной коре и дорсолатеральной префронтальной коре головного мозга происходят по гендерно-зависимому диморфному паттерну, что свидетельствует о важных половых различиях в эмоциональном восприятии боли [88]. При заболеваниях или травмах мышечная ткань выделяет различные метаболиты, цитокины и факторы роста, которые могут сопровождаться инфильтрацией иммунных клеток. Эти сигналы сочетаются с дифференциальными паттернами экспрессии генов и рецепторными взаимодействиями, как у самцов, так и у самок. Между тем в спинном мозге повышенные сигналы от мышечных афферентов, возможно, модулируются повышенной иммунной реактивностью микроглии у мужчин и Т-клеток у женщин. Восприятие боли в головном мозге может дополнительно зависеть от специфических для пола психологических и эмоциональных факторов и может сопровождаться у мужчин болевыми ощущениями, отличными от таковых у женщин [89] (рис. 3).

 

Рис. 3. Гендерные особенности патогенеза мышечной боли [89]. TRPV1 — транзиторный рецепторный потенциал ваниллоидного типа 1; Р2Х3 — аденозиновый рецептор типа 3; Р2Х5 — аденозиновый рецептор типа 5; ASIC3 — кислотно-чувствительный ионный канал типа 3

Fig. 3. Gender characteristics of the pathogenesis of muscle pain [89]. TRPV1 – transient receptor potential of vanilloid type 1; P2X3 – type 3 adenosine receptor; Р2Х5 – type 5 adenosine receptor; ASIC3 – type 3 acid-sensitive ion channel

 

Половые различия были обнаружены у здоровых людей и у пациентов с хроническими мышечными болями, однако необходимы дополнительные исследования для выяснения механизмов, лежащих в основе этих явлений.

Особенности гормональной регуляции нижних мочевых путей в гендерном и возрастном аспектах

Рецепторы для эстрогенов, прогестерона и тестостерона можно обнаружить в мочевых путях у представителей обоих полов. Регуляторные механизмы экспрессии рецепторов половых гормонов различаются в зависимости от возраста [90–94]. У самок и самцов мышей миоциты и фибробласты собственной пластинки стенки уретры имеют высокую плотность рецепторов эстрогенов типа α (ER-α) и β (ER-β), рецепторов прогестерона и андрогеновых рецепторов [95]. У самцов в поперечнополосатых мышечных клетках рабдосфинктера выявлена экспрессия андрогеновых рецепторов, эстрогеновых рецепторов типа ER-β и прогестероновых рецепторов (PR), а у самок — экспрессия преимущественно рецепторов типа ER-α, связанных с PR [95]. При этом экспериментальный нокаут рецепторов ER-α в нижних мочевых путях самок мышей приводил к снижению количества PR-позитивных клеток в уретре, что позволяет предположить, что ER-α модулируют экспрессию PR в женской уретре, хотя при этом нарушения экспрессии как ER-α, так и ER-β не изменяло экспрессию PR в уретре самцов [95]. Клетки с экспрессией рецепторов ER-β и PR выявлены в эпителии уретры, в то время как ER-β+-клетки обнаружены в эпителии мочевого пузыря и детрузоре обоих полов [96]. Экспрессия рецепторов ER-β была обнаружена в уротелии мочевого пузыря только у женщин [97].

У самок кроликов инъекции прогестерона или тестостерона снижали емкость и растяжимость мочевого пузыря, в то время как лечение эстрогенами их увеличивало. У самцов кроликов инъекции тестостерона или эстрогена значительно увеличивают емкость мочевого пузыря, но лечение прогестероном не оказывает никакого эффекта [98]. Многочисленные клинические исследования показали, что терапия тестостероном у мужчин обладает достоверными позитивными прямыми и опосредованными эффектами в отношении практически всех структур нижних мочевых путей (эндотелия сосудов, нейротелия, мышечных структур и уротелия) [99, 100]. Опосредованное влияние тестостерона на нижние мочевые пути обусловлено целым рядом механизмов (регуляция нейронов вегетативной нервной системы, активности клеточных ферментов системы Rho-киназы и фосфодиэстеразы типа 5 и др.). Кроме того, тестостерон активирует эндотелиальную NO-синтазу в малом тазу, что может привести к расширению сосудов и облегчению тазовой ишемии. Кровоток в мочевом пузыре часто снижен у пациентов с СНМП, а снижение кровотока в мочевом пузыре и ишемия, вызванные старением, связаны с развитием анатомо-функциональных нарушений в детрузоре [101–103]. В лабораторной модели дефицита тестостерона у самцов крыс Y. Zhang и соавт. [104] выявили быстрое развитие фиброза стенки мочевого пузыря, что приводило к уменьшению объема и сокращаемости мочевого пузыря и повышению в нем экспрессии мРНК проколлагена I — одного из основных маркеров возрастного фиброза.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Персонализированная медицина требует рассматривать пациента через призму пола с целью индивидуализации обследования и потенциального улучшения результатов любой терапии. Первый шаг к этой цели для фундаментальной науки, очевидно, состоит в предоставлении большего объема доказательных данных о механистических и регуляторных процессах, которые, с одной стороны, схожи, а с другой стороны, совершенно различны у мужчин и женщин. Физиология неизменно вносит решающий вклад в понимание регуляторных процессов, развивающихся в организме в норме и при патологии, и в будущем ее вклад будет продолжать формировать основу для развития персонализированной медицины. Когда изучение научно-практических медицинских проблем будет включено в качестве основного условия достижения научного совершенства в области исследований и медицинского образования, очевидно, что диспропорции в области здравоохранения и практической медицины между женщинами и мужчинами существенно сократятся, а эффективность терапии заболеваний у пациентов разных полов поднимется на качественно более высокую ступень своей реализации.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Источник финансирования. Исследование проведено без спонсорской поддержки.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

×

Об авторах

Игорь Сергеевич Шорманов

Ярославский государственный медицинский университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: i-s-shormanov@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-2062-0421
SPIN-код: 7772-8420
Scopus Author ID: 6507085029

д-р мед. наук, профессор, заведующий кафедрой урологии c нефрологией

Россия, 150000, Ярославская область, Ярославль, ул. Революционная, д. 5

Андрей Сергеевич Соловьев

Ярославский государственный медицинский университет

Email: a-s-soloviev89@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-5612-3227

канд. мед. наук

Россия, 150000, Ярославская область, Ярославль, ул. Революционная, д. 5

Игорь Адамович Тюзиков

Медицинский центр «Тандем-Плюс»

Email: phoenix-67@list.ru
ORCID iD: 0000-0001-6316-9020
SPIN-код: 3026-1218

канд. мед. наук, врач-уролог

Россия, Ярославль

Сергей Владимирович Куликов

Ярославский государственный медицинский университет

Email: kulikov268@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-3331-8555
SPIN-код: 8894-6060

д-р мед. наук, доцент

Россия, 150000, Ярославская область, Ярославль, ул. Революционная, д. 5

Список литературы

  1. Miller V.M. Why are sex and gender important to basic physiology and translational and individualized medicine? // Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2014. Vol. 306, No. 6. P. H781–H788. doi: 10.1152/ajpheart.00994.2013
  2. Institute of Medicine. Exploring the biological contributions to human health: does sex matter? Washington, DC: The National Academies Press; 2001. Режим доступа: https://www.nap.edu/read/10028/chapter/1. Дата обращения: 09.08.2021.
  3. Collins F.S., Tabak L.A. Policy: NIH plans to enhance reproducibility // Nature. 2014. Vol. 505, No. 7485. P. 612–613. doi: 10.1038/505612a
  4. Losada L., Amundsen C.L., Ashton-Miller J., et al. Expert panel recommendations on lower urinary tract health of women across their life span // J Women’s Health (Larchmt). 2016. Vol. 25, No. 11. P. 1086–1096; doi: 10.1089/jwh.2016.5895
  5. Clayton J.A., Collins F.S. Policy: NIH to balance sex in cell and animal studies // Nature. 2014. Vol. 509, No. 7500. P. 282–283. doi: 10.1038/509282a
  6. Abelson B., Sun D., Que L., et al. Sex differences in lower urinary tract biology and physiology // Biol Sex Differences. 2018. Vol. 9, No. 1. P. 45–58. doi: 10.1186/s13293-018-0204-8
  7. Parsons C.L. The role of the urinary epithelium in the pathogenesis of interstitial cystitis / prostatitis / urethritis // Urol. 2007. Vol. 69, Suppl. 4. P. 9–16. doi: 10.1016/j.urology.2006.03.084
  8. Russo G.I., Castelli T., Urzì D., et al. Emerging links between non-neurogenic lower urinary tract symptoms secondary to benign prostatic obstruction, metabolic syndrome and its components: A systematic review // Int J Urol. 2015. Vol. 22, No. 11. P. 982–990. doi: 10.1111/iju.12877
  9. Matthews C.A. Risk factors for urinary, fecal, or double incontinence in women // Curr Opin Obstet Gynecol. 2014. Vol. 26, No. 5. P. 393–397. doi: 10.1097/GCO.0000000000000094
  10. Birder L.A., de Groat W.C. Mechanisms of disease: involvement of the urothelium in bladder dysfunction // Nat Clin Pract Urol. 2007. Vol. 4, No. 1. P. 46–54. doi: 10.1038/ncpuro0672
  11. Тюзиков И.А. Эндокринологические аспекты хронического цистита у женщин. Часть 1. Общие эндокринологические аспекты // Экспериментальная и клиническая урология. 2016. № 3. С. 120–126.
  12. Fry C.H., Bayliss M., Young J.S., Hussain M. Influence of age and bladder dysfunction on the contractile properties of isolated human detrusor smooth muscle // BJU Int. 2011. Vol. 108, No. 2. P. E91–E96. doi: 10.1111/j.1464-410X.2010.09845.x
  13. Khandelwal P., Abraham S.N., Apodaca G. Cell biology and physiology of the uroepithelium // Am J Physiol Ren Physiol. 2009. Vol. 297, No. 6. P. F1477–1501. doi: 10.1152/ajprenal.00327.2009
  14. Walz T., Haner M., Wu X.R., et al. Towards the molecular architecture of the asymmetric unit membrane of the mammalian urinary bladder epithelium: a closed «twisted ribbon» structure // J Mol Biol. 1995. Vol. 248, No. 5. P. 887–900. doi: 10.1006/jmbi.1995.0269
  15. Lin J.H., Wu X.R., Kreibich G., Sun T.T. Precursor sequence, processing, and urothelium-specific expression of a major 15-kDa protein subunit of asymmetric unit membrane // J Biol Chem. 1994. Vol. 269, No. 3. P. 1775–1784.
  16. Wu X.R., Sun T.T. Molecular cloning of a 47 kDa tissue-specific and differentiation dependent urothelial cell surface glycoprotein // J Cell Sci. 1993. Vol. 106, No. 1. P. 31–43.
  17. Yu J., Lin J.H., Wu X.R., Sun T.T. Uroplakins Ia and Ib, two major differentiation products of bladder epithelium, belong to a family of four transmembrane domain (4TM) proteins // J Cell Biol. 1994. Vol. 125. P. 171–182. doi: 10.1083/jcb.125.1.171
  18. Hu P., Meyers S., Liang F.X., et al. Role of membrane proteins in permeability barrier function: uroplakin ablation elevates urothelial permeability // Am J Physiol Ren Physiol. 2002. Vol. 283, No. 6. P. F1200–1207. doi: 10.1152/ajprenal.00043.2002
  19. Aboushwareb T., Zhou G., Deng FM, et al. Alterations in bladder function associated with urothelial defects in uroplakin II and IIIa knockout mice // Neurourol Urodyn. 2009. Vol. 28, No. 8. P. 1028–1033. doi: 10.1002/nau.20688
  20. Apodaca G., Balestreire E., Birder L.A. The uroepithelial-associated sensory web // Kidney Int. 2007. Vol. 72, No. 9. P. 1057–1064. doi: 10.1038/sj.ki.5002439
  21. Birder L.A. Urothelial signaling // Handb Exp Pharmacol. 2011. No. 202. P. 207–231. doi: 10.1007/978-3-642-16499-6_10
  22. Kobayashi H., Yoshiyama M., Zakoji H., et al. Sex differences in the expression profile of acid-sensing ion channels in the mouse urinary bladder: a possible involvement in irritative bladder symptoms // BJU Int. 2009. Vol. 104, No. 11. P. 1746–1751. doi: 10.1111/j.1464-410X.2009.08658.x
  23. Page A.J., Brierley S.M., Martin C.M., et al. Different contributions of ASIC channels 1a, 2, and 3 in gastrointestinal mechanosensory function // Gut. 2005. Vol. 54, No. 10. P. 1408–1415. doi: 10.1136/gut.2005.071084
  24. Luthje P., Brauner H., Ramos N.L., et al. Estrogen supports urothelial defense mechanisms // Sci Transl Med. 2013. Vol. 5. No. 190. P. 190ra180. doi: 10.1126/scitranslmed.3005574
  25. Wang C., Symington J.W., Ma E., et al. Estrogenic modulation of uropathogenic Escherichia coli infection pathogenesis in a murine menopause model // Infect Immun. 2013. Vol. 81, No. 3. P. 733–739. doi: 10.1128/IAI.01234-12
  26. Tincello D.G., Taylor A.H., Spurling S.M., Bell S.C. Receptor isoforms that mediate estrogen and progestagen action in the female lower urinary tract // J Urol. 2009. Vol. 181, No. 3. P. 1474–1482. doi: 10.1016/j.juro.2008.10.104
  27. Lu M., Li J.R., Alvarez-Lugo L., et al. Lipopolysaccharide stimulates BK channel activity in bladder umbrella cells // Am J Phys Cell Physiol. 2018. Vol. 314, No. 6. P. 643–653. doi: 10.1152/ajpcell.00339.2017
  28. Papavlassopoulos M., Stamme C., Thon L., et al. MaxiK blockade selectively inhibits the lipopolysaccharide-induced I kappa B-alpha / NF-kappa B signaling pathway in macrophages // J Immunol. 2006. Vol. 177, No. 6. P. 4086–4093. doi: 10.4049/jimmunol.177.6.4086
  29. Acevedo-Alvarez M., Yeh J., Alvarez-Lugo L., et al. Mouse urothelial genes associated with voiding behavior changes after ovariectomy and bladder lipopolysaccharide exposure // Neurourol Urodyn. 2018. Vol. 37, No. 8. P. 2398–2405. doi: 10.1002/nau.23592
  30. Andersson K.E., Arner A. Urinary bladder contraction and relaxation: physiology and pathophysiology // Physiol Rev. 2004. Vol. 84, No. 3. P. 935–986. doi: 10.1152/physrev.00038.2003
  31. DeLancey J., Gosling J., Creed K., et al. Gross anatomy and cell biology of the lower urinary tract. In: Abrams P., Cardozo L., Khoury S., Wein A., editors. Second international consultation on incontinence. Plymouth: Health Publication; 2002. P. 17–82.
  32. Mangera A., Osman N.I., Chapple C.R. Anatomy of the lower urinary tract // Surgery (Oxford). 2013. Vol. 31, No. 7. P. 319–325. doi: 10.1016/j.mpsur.2010.03.002
  33. Lepor H., Machi G. Comparison of AUA symptom index in unselected males and females between fifty-five and seventy-nine years of age // Urology. 1993. Vol. 42. P. 36–40. doi: 10.1016/0090-4295(93)90332-5
  34. Tanaka S.T., Ishii K., Demarco R.T., et al. Endodermal origin of bladder trigone inferred from mesenchymal-epithelial interaction // J Urol. 2010. Vol. 183, No. 1. P. 386–391. doi: 10.1016/j.juro.2009.08.107
  35. Favorito L.A., Pazos H.M., Costa S.F., et al. Morphology of the fetal bladder during the second trimester: comparing genders // J Pediatr Urol. 2014. Vol. 10, No. 6. P. 1014–1019. doi: 10.1016/j.jpurol.2014.11.006
  36. Baggish M.S., Karram M.M. Atlas of Pelvic Anatomy and Gynecologic Surgery. Philadelphia: Elsevier/Saunders, 2011.
  37. Morita T., Latifpour J., O’Hollaren B., et al. Sex differences in function and distribution of alpha 1- and alpha 2-adrenoceptors in rabbit urethra // Am J Phys. 1987. Vol. 252, No. 6, pt 2. P. F1124–1128. doi: 10.1152/ajprenal.1987.252.6.F1124
  38. Alexandre E.C., de Oliveira M.G., Campos R., et al. How important is the alpha1-adrenoceptor in primate and rodent proximal urethra? Sex differences in the contribution of alpha1-adrenoceptor to urethral contractility // Am J Physiol Ren Physiol. 2017. Vol. 312, No. 6. P. F1026–1034. doi: 10.1152/ajprenal.00013.2017
  39. Oswald J., Heidegger I., Steiner E., et al. Gender-related fetal development of the internal urethral sphincter // Urology. 2013. Vol. 82. No. 6. P. 1410–1415. doi: 10.1016/j.urology.2013.03.096
  40. Jin Z.W., Abe H., Hinata N., et al. Descent of mesonephric duct to the final position of the vas deferens in human embryo and fetus // Anat Cell Biol. 2016. Vol. 49, No. 4. P. 231–240. doi: 10.5115/acb.2016.49.4.231
  41. Downing K. Chapter Eight; Biochemistry and ultrastructure of pelvic floor tissues and organs. In: Biomechanics of the female pelvic floor. 1st edition. Hoyte L., Damaster M., еds. Elsevier, 2016. P. 181–208. doi: 10.1016/B978-0-12-803228-2.00008-8
  42. Frontera W.R., Ochala J. Skeletal muscle: a brief review of structure and function // Calcif Tissue Int. 2015. Vol. 96. P. 183–195. doi: 10.1007/s00223-014-9915-y
  43. Dixon J., Gosling J. Structure and innervation in the human. In: The physiology of the lower urinary tract. London: Springer, 1987. P. 3–22.
  44. Gosling J.A., Dixon J.S., Critchley H.O., Thompson S.A. A comparative study of the human external sphincter and periurethral levator ani muscles // Br J Urol. 1981. Vol. 53, No. 1. P. 35–41. doi: 10.1111/j.1464-410x.1981.tb03125.x
  45. Praud C., Sebe P., Mondet F., Sebille A. The striated urethral sphincter in female rats // Anat Embryol (Berl). 2003. Vol. 207, No. 2. P. 169–175. doi: 10.1007/s00429-003-0340-7
  46. Lim S.H., Wang T.J., Tseng G.F., et al. The distribution of muscles fibers and their types in the female rat urethra: cytoarchitecture and three-dimensional reconstruction // Anat Rec (Hoboken). 2013. Vol. 296, No. 10. P. 1640–1649. doi: 10.1002/ar.22740
  47. Bierinx A.S., Sebille A. The urethral striated sphincter in adult male rat // Anat Embryol (Berl). 2006. Vol. 211, No. 5. P. 435–441. doi: 10.1007/s00429-006-0093-1
  48. Buffini M., O’Halloran K.D., O’Herlihy C., et al. Comparison of the contractile properties, oxidative capacities and fibre type profiles of the voluntary sphincters of continence in the rat // J Anat. 2010. Vol. 217, No. 3. P. 187–195. doi: 10.1111/j.1469-7580.2010.01263.x
  49. Chen S.L., Wu M., Henderson J.P., et al. Genomic diversity and fitness of E. coli strains recovered from the intestinal and urinary tracts of women with recurrent urinary tract infection // Sci Transl Med. 2013. Vol. 5. No. 184. P. 184ra160. doi: 10.1126/scitranslmed.3005497
  50. Benoit G., Quillard J., Jardin A. Anatomical study of the infra-montanal urethra in man // J Urol. 1988. Vol. 139, No. 4. P. 866–868. doi: 10.1016/s0022-5347(17)42664-4
  51. Brading AF. The physiology of the mammalian urinary outflow tract // Exp Physiol. 1999. Vol. 84. P. 215–221.
  52. Ho K.M., McMurray G., Brading A., Noble J. The human female striated urethral sphincter consists of a heterogeneous population of muscle fibres // Br J Urol. 1997. Vol. 79. P. 13.
  53. Ho K.M., McMurray G., Brading A.F., et al. Nitric oxide synthase in the heterogeneous population of intramural striated muscle fibres of the human membranous urethral sphincter // J Urol. 1998. Vol. 159. P. 1091–1096.
  54. Tokunaka S., Okamura K., Fujii H., Yachiku S. The proportions of fiber types in human external urethral sphincter: electrophoretic analysis of myosin // Urol Res. 1990. Vol. 18, No. 5. P. 341–344. doi: 10.1007/BF00300784
  55. Bridgewater M., MacNeil H.F., Brading A.F. Regulation of tone in pig urethral smooth muscle // J Urol. 1993. Vol. 150, No. 1. P. 223–228. doi: 10.1016/s0022-5347(17)35451-4
  56. Persson K., Andersson K.E. Non-adrenergic, non-cholinergic relaxation and levels of cyclic nucleotides in rabbit lower urinary tract // Eur J Pharmacol. 1994. Vol. 268, No. 2. P. 159–167. doi: 10.1016/0922-4106(94)90185-6
  57. Persson K., Igawa Y., Mattiasson A., Andersson K.E. Effects of inhibition of the L-arginine / nitric oxide pathway in the rat lower urinary tract in vivo and in vitro // Br J Pharmacol. 1992. Vol. 107, No. 1. P. 178–184. doi: 10.1111/j.1476-5381.1992.tb14483.x
  58. Livingston B.P. Anatomy and neural control of the lower urinary tract and pelvic floor // Top Geriatr Rehabil. 2016. Vol. 32, No. 4. P. 280–294. doi: 10.1097/TGR.0000000000000123
  59. Hull T., Zutshi M. Chapter 78. Pathophysiology, diagnosis, and treatment of defecatory dysfunction. In: Female urology. 3rd ed. Philadelphia: Elsevier, 2008. P. 761–72. doi: 10.1016/B978-1-4160-2339-5.50127-0
  60. Koelbl H., Strassegger H., Riss P.A., Gruber H. Morphologic and functional aspects of pelvic floor muscles in patients with pelvic relaxation and genuine stress incontinence // Obstet Gynecol. 1989. Vol. 74. P. 789–795.
  61. Jundt K., Kiening M., Fischer P., et al. Is the histomorphological concept of the female pelvic floor and its changes due to age and vaginal delivery correct? // Neurourol Urodyn. 2005. Vol. 24, No. 1. P. 44–50. doi: 10.1002/nau.20080
  62. Tobin C., Joubert Y. Testosterone-induced development of the rat levatorani muscle // DevBiol. 1991. Vol. 146, No. 1. P. 131–138. doi: 10.1016/0012-1606(91)90453-a
  63. Niel L., Willemsen K.R., Volante S.N., Monks D.A. Sexual dimorphism and androgen regulation of satellite cell population in differentiating rat levator ani muscle // Dev Neurobiol. 2008. Vol. 68, No. 1. P. 115–122. doi: 10.1002/dneu.20580
  64. Fritsch H., Frohlich B. Development of the levator ani muscle in human fetuses // Early Hum Dev. 1994. Vol. 37, No. 1. P. 15–25. doi: 10.1016/0378-3782(94)90143-0
  65. Anderson T.J., Charbonneau F., Title L.M., et al. Microvascular function predicts cardiovascular events in primary prevention: long-term results from the Firefighters and Their Endothelium (FATE) study // Circulation. 2011. Vol. 123, No. 2. P. 163–169. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.110.953653
  66. Taddei S., Virdis A., Ghiadoni L., et al. Menopause is associated with endothelial dysfunction in women // Hypertension. 1996. Vol. 28, No. 4. P. 576–582. doi: 10.1161/01.hyp.28.4.576
  67. Robinson D., Toozs-Hobson P., Cardozo L. The effect of hormones on the lower urinary tract // Menopause Int. 2013. Vol. 19, No. 4. P. 155–162. doi: 10.1177/1754045313511398
  68. Somani Y.B., Pawelczyk J.A., De Souza M.J., et al. Aging women and their endothelium: Probing the relative role of estrogen on vasodilator function // Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2019. Vol. 317, No. 2. P. H395–H404. doi: 10.1152/ajpheart.00430.2018
  69. Van Geelen J.M., Doesburg W.H., Thomas C.M., Martin C.B. Urodynamic studies in the normal menstrual cycle: the relationship between hormonal changes during the menstrual cycle and the urethral pressure profile // Am J Obstet Gynecol. 1981. Vol. 141, No. 4. P. 384–392. doi: 10.1016/0002-9378(81)90599-8
  70. Ansari M.A., Begum D., Islam F. Serum sex steroids, gonadotrophins and sex hormonebinding globulin in prostatic hyperplasia // Ann Saudi Med. 2008. Vol. 28, No. 3. P. 174–178. doi: 10.5144/0256-4947.2008.174
  71. Ito S., Juncos L.A., Nushiro N., et al. Endothelium-derived relaxing factor modulates endothelin action in aggerent arterioles // Hypertension. 1991. Vol. 17, 6 Pt. 2. P. 1052–1056. doi: 10.1161/01.hyp.17.6.1052
  72. Тюзиков И.А. Патогенетические механизмы влияния дефицита тестостерона на симптомы нижних мочевых путей у мужчин // Эффективная фармакотерапия. 2020. Т. 16, № 20. С. 32–42. doi: 10.33978/2307-3586-2020-16-20-32-42
  73. Riding D.M., Hansrani V., McCollum C. Pelvic vein incompetence: clinical perspectives. // Vasc Health Risk Manag. 2017. Vol. 13. P. 439–447. doi: 10.2147/VHRM.S132827
  74. Shigehara K., Namiki M. Late-onset hypogonadism syndrome and lower urinary tract symptoms // Korean J Urol. 2011. Vol. 52, No. 10. P. 657–663. doi: 10.4111/kju.2011.52.10.657
  75. Gacci M., Corona G., Sebastianelli A., et al. Male Lower Urinary Tract Symptoms and Cardiovascular Events: A Systematic Review and Meta-analysis // Eur Urol. 2016. Vol. 70, No. 5. P. 788–796. doi: 10.1016/j.eururo.2016.07.007
  76. Semczuk-Kaczmarek K., Płatek A.E., Filip M. Szymański FM. Co-treatment of lower urinary tract symptoms and cardiovascular disease — where do we stand? // Cent European J Urol. 2020. Vol. 73, No. 1. P. 42–45. doi: 10.5173/ceju.2020.0029
  77. Sorge R.E., Totsch S.K. Sex Differences in Pain // J Neurosci Res. 2017. Vol. 95, No. 6. P. 1271–1281. doi: 10.1002/jnr.23841
  78. Li J., Baccei M.L. Functional Organization of Cutaneous and Muscle Afferent Synapses onto Immature Spinal Lamina i Projection Neurons // J Neurosci. 2017. Vol. 37, No. 6. P. 1505–1517. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3164-16.2016
  79. Bueno C.H., Pereira D.D., Pattussi M.P., et al. Gender differences in temporomandibular disorders in adult populational studies: A systematic review and meta-analysis // J Oral Rehabil. 2018. Vol. 45, No. 9. P. 720–729. doi: 10.1111/joor.12661
  80. Mogil J.S. Sex differences in pain and pain inhibition: multiple explanations of a controversial phenomenon // Nat Rev Neurosci. 2012. Vol. 13, No. 12. P. 859–866. doi: 10.1038/nrn3360
  81. Rovner G.S., Sunnerhagen K.S., Bjorkdahl A., et al. Chronic pain and sex-differences; women accept and move, while men feel blue // PLoS One. 2017. Vol. 12, No. (4). P. e0175737. doi: 10.1371/journal.pone.0175737
  82. Martin LJ, Acland EL, Cho C, et al. Male-Specific Conditioned Pain Hypersensitivity in Mice and Humans // Current Biol. 2019. Vol. 29, No. 2. P. 192–201. doi: 10.1016/j.cub.2018.11.030
  83. Dannecker E.A., Liu Y., Rector R.S., et al. Sex differences in exercise-induced muscle pain and muscle damage // J Pain. 2012. Vol. 13, No. 12. P. 1242–1249. doi: 10.1016/j.jpain.2012.09.014
  84. Arendt-Nielsen L., Sluka K.A., Nie H.L. Experimental muscle pain impairs descending inhibition // Pain. 2008. Vol. 140, No. 3. P. 465–471. doi: 10.1016/j.pain.2008.09.027
  85. Wegner A., Elsenbruch S., Rebernik L., et al. Inflammation-induced pain sensitization in men and women: does sex matter in experimental endotoxemia? // Pain. 2015. Vol. 156, No. 10. P. 1954–1964. doi: 10.1097/j.pain.0000000000000256
  86. Monroe T.B., Fillingim R.B., Bruehl S.P., et al. Sex Differences in Brain Regions Modulating Pain Among Older Adults: A Cross-Sectional Resting State Functional Connectivity Study // Pain Medicine. 2018. Vol. 19, No. 9. P. 1737–1747. doi: 10.1093/pm/pnx084
  87. Gupta A., Mayer E.A., Fling C., et al. Sex-based differences in brain alterations across chronic pain conditions // Journal of Neuroscience Research. 2017. Vol. 95, No. 1–2. P. 604–616. doi: 10.1002/jnr.23856
  88. Henderson L.A., Gandevia S.C., Macefield V.G. Gender differences in brain activity evoked by muscle and cutaneous pain: a retrospective study of single-trial fMRI data // Neuroimage. 2008. Vol. 39, No. 4. P. 1867–1876. doi: 10.1016/j.neuroimage.2007.10.045
  89. Queme L.F., Jankowski M.P. // Curr Opin Physiol. 2019. Vol. 11. P. 1–6. doi: 10.1016/j.cophys.2019.03.006
  90. Blakeman P.J., Hilton P., Bulmer J.N. Oestrogen and progesterone receptor expression in the female lower urinary tract, with reference to oestrogen status // BJU Int. 2000. Vol. 86, No. 1. P. 32–38. doi: 10.1046/j.1464-410x.2000.00724.x
  91. Celayir S. Is there a “bladder sex”? The relation of different sex hormones and sex hormone receptors in bladder in childhood // Med Hypotheses. 2002. Vol. 59, No. 2. P. 186–190. doi: 10.1016/s0306-9877(02)00245-1
  92. Keast J.R., Saunders R.J. Testosterone has potent, selective effects on the morphology of pelvic autonomic neurons which control the bladder, lower bowel and internal reproductive organs of the male rat // Neuroscience. 1998. Vol. 85, No. 2. P. 543–556. doi: 10.1016/s0306-4522(97)00631-3
  93. Makela S., Strauss L., Kuiper G., et al. Differential expression of estrogen receptors alpha and beta in adult rat accessory sex glands and lower urinary tract // Mol Cell Endocrinol. 2000. Vol. 170, No. 1–2. P. 219–229. doi: 10.1016/s0303-7207(00)00441-x
  94. McKenna K.E., Nadelhaft I. The organization of the pudendal nerve in the male and female rat // J Comp Neurol. 1986. Vol. 248, No. 4. P. 532–549. doi: 10.1002/cne.902480406
  95. Savolainen S., Santti R., Streng T., et al. Sex specific expression of progesterone receptor in mouse lower urinary tract // Mol Cell Endocrinol. 2005. Vol. 230, No. 1–2. P. 17–21. doi: 10.1016/j.mce.2004.11.008
  96. Tincello D.G., Taylor A.H., Spurling S.M., Bell S.C. Receptor isoforms that mediate estrogen and progestagen action in the female lower urinary tract // J Urol. 2009. Vol. 181, No. 3. P. 1474–1482. doi: 10.1016/j.juro.2008.10.104
  97. Bødker A., Balslev E., Juul B.R., et al. Estrogen receptors in the human male bladder, prostatic urethra, and prostate: an immunohistochemical and biochemical study // Scand J Urol Nephrol. 1995. Vol. 29, No. 2. P. 161–165. doi: 10.3109/00365599509180557
  98. Celayir S. Effects of different sex hormones on male rabbit urodynamics: an experimental study // Horm Res. 2003. Vol. 60, No. 5. P. 215–220. doi: 10.1159/000074034
  99. Rohrmann S., Nelson W.G., Rifai N. Serum sex steroid hormones and lower urinary tract symptoms in Third National Health and Nutrition Examination Survey (NHANES III) // Urol. 2007. Vol. 69, No. 4. P. 708–713. doi: 10.1016/j.urology.2007.01.011
  100. Navarro-Dorado J., Orensanz L.M., Recio P. Mechanisms involved in testosterone-induced vasodilatation in pig prostatic small arteries // Life Sci. 2008. Vol. 83, No. 15–16. P. 569–573. doi: 10.1016/j.lfs.2008.08.009
  101. Mitterberger M., Pallwein L., Gradl J., et al. Persistent detrusor overactivity after transurethral resection of the prostate is associated with reduced perfusion of the urinary bladder // BJU Int. 2007. Vol. 99, No. 4. P. 831–835. doi: 10.1111/j.1464-410X.2006.06735.x
  102. McVary K.T. Erectile dysfunction and lower urinary tract symptoms secondary to BPH // Eur Urol. 2005. Vol. 47, No. 6. P. 838–845. doi: 10.1016/j.eururo.2005.02.001
  103. Azadzoi K.M., Tarcan T., Kozlowski R., et al. Overactivity and structural changes in the chronically ischemic bladder // J Urol. 1999. Vol. 162, No. 5. P. 1768–1778.
  104. Zhang Y., Chen J., Hu L., Chen Z. Androgen deprivation induces bladder histological abnormalities and dysfunction via TGF-β in orchiectomized mature rats // Tohoku J Exp. Med. 2012. Vol. 226, No. 2. P. 121–128. doi: 10.1620/tjem.226.121

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2. Рис. 1. Гипотетическая модель взаимодействий между уротелиальными клетками (уротелием), афферентными и эфферентными нервными окончаниями (нейротелием), сосудами (эндотелием), гладкомышечными клетками и миофибробластами нижних мочевых путей [10, 11]. NO — оксид азота; АдР — адренергический рецептор; АТФ — аденозинтрифосфат; АЦХ — ацетилхолин; БР — брадикининовый рецептор; ГКД — гладкомышечная клетка детрузора; МР — мускариновый рецептор; НикР — никотиновый рецептор; НР — нейрокининовый рецептор; НЭ — норэпинефрин; П2Р — пуринергический рецептор подтипа 2; П2Х и П2Y — пуринергические рецепторы подтипов X и Y; ПГ — простагландины; СП — субстанция Р; ТирКР — тирозинкиназный рецептор с высокой аффинностью к фактору роста нервов; ТРПК — транзитный рецептор потенциальных каналов; ФРН — фактор роста нервов

Скачать (361KB)
3. Рис. 2. Схема связи между эндотелиальной дисфункцией и дисфункцией нижних мочевых путей у мужчин [76]

Скачать (131KB)
4. Рис. 3. Гендерные особенности патогенеза мышечной боли [89]. TRPV1 — транзиторный рецепторный потенциал ваниллоидного типа 1; Р2Х3 — аденозиновый рецептор типа 3; Р2Х5 — аденозиновый рецептор типа 5; ASIC3 — кислотно-чувствительный ионный канал типа 3

Скачать (222KB)

© ООО «Эко-Вектор», 2021



СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 89281 от 21.04.2025.