The hydrophobization of photobioreactors intracavitary surfaces under the long-term cultivation of microalgae cell mass

全文:

Для поддержания высокой рентабельности промышленного фотобиосинтеза важно минимизировать издержки, связанные с адгезией клеток выращиваемой культуры на стеклянных поверхностях работающей аппаратуры. Адгезия клеток приводит к снижению освещенности внутриполостного пространства и ухудшению теплообменных характеристик процесса; может оказаться причиной недостаточно полного извлечения наработанного клеточного продукта из аппарата и сделать необходимой завершающую (скорее всего, достаточно трудоёмкую) очистку стеклянных поверхностей от образовавшихся биоорганических наслоений. В то же время не менее важно, чтобы предпринятая гидрофобизация аппаратуры не повредила проводимому культивированию - в частности, через попадание в культуральную среду нежелательных соединений. В практике промышленной гидрофобизации широкое распространение получили кремнийорганические агенты, прежде всего - алкилсиланы. Обусловлено это тем, что молекулы последних, имея в центре четырёхвалентный кремний, через его пространственное окружение обладают, двойственной природой - с одной стороны гидрофобной, в химическом же отношении при этом инертной, с другой стороны - гидрофильной, активной в химическом плане, способной при определенных условиях обеспечить жесткое - на грани хемосорбции - взаимодействие силанов с поверхностью стекла. Так, в случае метилхлорсиланов [1] активными элементами являются ковалентно связанные с кремнием атомы хлора, тогда как метильные остатки - в случае состоявшейся сцепки молекул силана с поверхностью стекла - работают уже как структурные элементы гидрофобного квази-покрытия. При этом, чем больше атомов хлора в молекуле алкилсилана, тем гидрофобное покрытие окажется более устойчивым [1]. В то же время, если все четыре заместителя являются именно органическими радикалами (как, скажем, в случае тетраметилсилана), принимается, что такой сугубо гидрофобный силан к жесткой адгезии именно к стеклу не способен. Гидролиз метилхлорсиланов, заменяющий хлор в окружении кремния на гидроксил (частично или полностью), приводит к образованию алкилоксисиланов, активные группы которых способны работать в том числе по установлению водородных связей. К отечественным агентам подобного типа в частности относится антиадгезионная смазка К-21 [5]. Отдельный класс признанных гидрофобизаторов составляют полиалкилсилоксаны [1, 6] - полимерные структуры, в которых атомы кремния, несущие в каждом случае по два углеводородных радикала (как фактор гидрофобности) при этом связаны между собой через кислородные мостики. Именно последние, как принято считать [1], играют роль фактора гидрофильности - и, соответственно, множественного, в пределах одной молекулы, адгезионного фактора. К представителям данного класса соединений принадлежит, в частности, полидиметилсилоксан, известный под коммерческим названием «диметикон» [7]. Если же в полиалкилсилоксане один из двух углеводородных радикалов заменить на гидроксил, от соответствующего класса соединений - полиалкил-оксисилоксанов [1] - справедливо ожидать еще большей адгезионной способности - в том числе за счёт возможности образовывать водородные связи с поверхностью стекла. К числу отечественных агентов подобного типа относится препарат ГКЖ-94, поставляемый промышленностью в виде 50%-ой эмульсии. Стоит отметить, что современные композиты на основе кремний-органических полимеров с целью усиления адгезионной способности могут дополняться ингредиентами каталитического действия. К таковым, в частности, относится средство, выпускаемое под коммерческим названием «антидождь». Приоритетной задачей гидрофобизации является получение как можно более стойкого покрытия. В этой связи наряду с рассмотренным выше молекулярным аспектом существенную роль играет технология гидрофобизации - по сути же то, насколько полно заложенные в кремнийорганических агентах потенциальные возможности могут быть реализованы технически. Ознакомление с литературой убеждает, что какой либо стандартной методики не существует при том, что подготовка стеклянных поверхностей к гидрофобизации может предусматриваться весьма тщательной, а сами последующие воздействия - весьма жесткими. Так, в случае метил- и этилхлорсиланов стекло предварительно тщательно обезжиривают и выдерживают в гигростате; сама же обработка состоит в погружении стекла в раствор гидрофобизатора (с использованием в качестве растворителей толуола, уайтспирита, керосина и т.п.), после чего гидрофобизированное изделие подвергается нагреву при температуре 150-180 ºС в течение часа [1]. При использовании метилбутоксидиаминсилана (СН3Si(NH2)2OC4H9) [13] обрабатываемое изделие также сначала тщательно обезжиривают, после чего выдерживают в 10%-ом растворе агента (с использованием в качестве растворителя CCl4) в течение часа, далее подвергают воздушной сушке - также в течение часа - после чего выдерживают при температуре 120 ºС еще три часа. Вместе с тем, напротив, гидрофобизация таким средством, как «антидождь» предусматривает процедуру вполне мягкую (нанесение средства на поверхность стекла с последующим лёгким втиранием и т.п.); надо думать, что высокая стойкость покрытия обеспечивается в данном случае эффектом каталитической добавки. Что же касается пределов термической и химической стойкости алкилсилановых покрытий, нанесённых по технологиям подобного рода, речь идёт о выдерживании температур порядка 300-400 ºС в случае полисилоксановых плёнок [1] и способности разрушаться разве что крепкой щёлочью, а также крепкой минеральной либо плавиковой кислотой. Задачей настоящего исследования является разработка низкозатратного и одновременно технологичного способа борьбы с загрязнениями внутриполостных стенок фотобиореакторов - а именно, с отложениями микроводорослей, которые чаще всего имеют место в аппаратах данного типа при высоком накоплении биомассы в процессе культивирования промышленных штаммов-продуцентов. С учётом изложенного, решение задачи видится на основе гидрофобизации аппаратов кремнийорганическими агентами и при этом предусматривается реализация в два этапа: на первом этапе в лабораторном исполнении (на колбах) опробуется по некой стандартной - при этом достаточно простой - технологии ряд коммерчески доступных гидрофобизирующих агентов, тогда как на втором этапе оптимально проявивший себя агент (или агенты) проверяется аналогичным образом, но уже в условиях реально работающей аппаратуры. В качестве критерия действенности каждого испытуемого гидрофобизатора предлагается к использованию наиболее естественный при такой целевой установке показатель - визуально наблюдаемая загрязненность стеклянных стенок биоорганическим материалом. В то же время в процессе культивирования важно было убедиться, с одной стороны, в том, что обработка стеклянной поверхности кремнийорганическими агентами сама по себе не влияет как-либо негативно на ход культивирования, с другой стороны, в том, что кремнийорганическая защита стеклянной поверхности в должной мере устойчива к абразивному воздействию со стороны перемешиваемой биомассы. В силу того и другого естественно было сопоставлять накопление биомассы в тестовых экспериментах с аналогичным показателем в контрольных опытах. Экспериментальная часть. Материалы и методы Подготовку колб, и позже фотобиореактора, к гидрофобизации проводили, сначала тщательно вымыв их и ополоснув их дистиллированной водой. Затем ёмкости подвергли стерилизации в лабораторном автоклаве ВК-75, при температуре 121 ºС в течение 1 часа затем колбы высушили. В случае контрольных опытов соответствующие рабочие ёмкости также были вымыты и далее простерилизованы - с той, однако, разницей, что какая-либо дополнительная их обработка не проводилась. Последующая гидрофобизация осуществлялась так: внутренние стенки каждой отдельной колбы объёмом 250 мл и, соответственно, внутренняя поверхность фотобиореактора «сэндвичного» типа тщательно (повторяющимися круговыми движениями), в течение 3-5 минут, ополаскивались тестируемым гидрофобизатором, после чего ёмкости высушивались под вакуумом при температуре 100 - 110 ºС в течение 1 часа; завершающим действием являлось досушивание колб и, соответственно, фотобиореактора в течение 3 суток - однако уже при комнатной температуре. В качестве гидрофобизаторов были использованы следующие агенты: 1. гидрофобизатор отсутствует (контрольный опыт); 2. диметикон (альфа-(Триметилсилил)-омега-метил-поли [окси(диметилсилилен)]) в виде 10% эмульсии в изопропаноле, приготовленной по рецептуре согласно коду CAS 9006-65-9 с вязкостью 350 сп; 3. аналогичный агент, но с вязкостью 100 сп; 4. средство «Антидождь» фирмы «SAPFIRE Professional» (ТУ 2384-012-53928498-2010); 5. «Очиститель-антизапотеватель» фирмы «SAPFIRE Professional» (ТУ: 2384-005-53928498-2010); 6. гидрофобная жидкость 136-41 в виде 10% эмульсии в изопропаноле (ГОСТ 10834-76 с изменениями 1-3); 7. гидрофобная жидкость 136-157М в виде 10% эмульсии в изопропаноле (ТУ У 24.6-23849235-086-2001); 8. антиадгезионная смазка К-21 в виде 50% раствора в изопропаноле (ТУ 6-02-909-79 с изменениями 1-6); 9. 5% раствор диметилдихлорсилана в изопропаноле (ГОСТ 16485-87). На этапе культивирования в колбах вышеперечисленные 9 вариантов были реализованы в процессах выращивания микроводорослей двух видов - Chlorella sp. и Scenedesmus quadricauda, в каждом случае в двух повторностях. Каждый из этих опытов проводился в стерильном исполнении - соответственно, со стерильным отбором проб через определённые промежутки времени. При этом культивирование Chlorella sp. и Scenedesmus quadricauda осуществлялось на питательных средах Тамия [3] и Прата [4], соответственно, при том, что объём исходной среды с посевным материалом в колбах каждый раз составлял 100 мл. Контроль проводимого эксперимента осуществлялся сначала по завершении гидрофобизации (оценочные критерии - результаты визуального осмотра покрытия, уровень рН промывочной воды) и далее уже в процессе собственно культивирования. При этом фиксировались рН среды (на предмет возможного закисления в связи с лизисом культуры) и её оптическая плотность (ОП) - как показатель накопления биомассы. В последнем случае проба разбавлялась в 1-4 раза в зависимости от ОП и далее фотометрировалась при длине волны 660 нм в кювете с длиной оптического пути 0,5 см. Параллельно проводилось прямое определение сухих веществ (СВ), для чего аликвота среды в обьеме 10 мл высушивалась при 105 ºС до постоянного веса, сухой же остаток M2 (найденный вес за вычетом пустой тары), при этом определялся с точностью до четвёртого знака - с вычислением требуемого показателя по формуле СВ= M2 / M1 х100%. Наконец, осуществлялся и визуальный контроль внутриполостной стеклянной поверхности (устанавливалось наличие ободка сверху и отложений снизу), о чём уже говорилось выше. Результаты и обсуждение. Визуальный и аналитический контроль гидрофобизации. Из восьми вариантов обработки колб во всех случаях образовалась прозрачная кремнийорганическая плёнка, кроме следующих двух: в случае «Антидождя» №4 сформированная плёнка оказалась мутной, а в случае очистителя-антизапотевателя №5 не образовалась вообще. Стерильная дистиллированная вода, налитая в колбы не смачивала стенки, кроме варианта №5, рН водного смыва с обработанных колб в пределах от 5,7 до 6,7, за исключением варианта №4 (рН 2,2). Таблица 1. Данные аналитико-визуального контроля колбочных опытов в случае культивирования Chlorella sp. №№ варианта ОП СВ % Зарастание стекла биомассой 1 1,185 1,01 Ободок имеется 2 1,095 1,02 Обрастания не выявлено 3 1,41 1,05 Обрастания не выявлено 4 1,32 0,97 Ободок имеется 5 1,2 0,95 Ободок имеется 6 1,5 1,04 Имеется ободок и нарост на дне 7 0,87 1,14 Имеется средний ободок и нарост на дне 8 1,5 1,06 Имеется слабый ободок и нарост на дне 9 1,44 1,05 Обрастания не выявлено Этап культивирования на колбах. Данные аналитико-визуального контроля по завершении проведенных процессов (по истечении девяти суток культивирования) - приведены ниже в таблицах 1 и 2. Рассматривая в качестве приоритета именно данные визуального контроля (последний столбец каждой таблицы), можно с достаточной уверенностью утверждать, что вариант гидрофобизации метилхлорсиланом выгодно отличается от всех других вариантов - прежде всего ввиду того, что артефакты загрязнения стеклянной поверхности в этом случае полностью отсутствуют. При этом не обнаружено также и каких-либо признаков (низких значений ОП и СВ), указывающих на замедление роста биомассы. И то и другое в совокупности, согласно сделанному нами выводу, сделало данный агент безальтернативным претендентом на дальнейшее использование в эксперименте - то есть, уже на этапе культивирования обеих культур непосредственно в фотобиореакторе. При этом предлагаемая нами процедура обработки внутриполостных поверхностей аппаратов предусматривает кратковременное ополаскивание 5% раствором данного агента в изопропаноле с последующей термической обработкой и далее полным высушиванием. Установлено, что поставленная таким образом защита предотвращает загрязнение стеклянных стенок аппаратуры в течение всего многодневного (по меньшей мере, в пределах 9 суток) культивирования и не оказывает при этом какого-либо негативного влияния на процесс. Таблица 2. Данные аналитико-визуального контроля колбочных опытов в случае культивирования Scenedesmus quadricauda №№ варианта ОП СВ % Зарастание стекла биомассой 1 0,57 0,086 Ободок имеется 2 0,61 0,126 Имеется средний ободок и нарост на дне 3 0,61 0,155 Имеется средний ободок и нарост на дне 4 0,59 0,072 Имеется слабый нарост на дне 5 0,6 0,072 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 6 0,4 0,085 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 7 0,41 0,13 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 8 0,62 0,387 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 9 0,65 0,109 Обрастания не выявлено

作者简介

V. Biryukov

Moscow State University of Mechanical Engineering (MAMI)

Email: birval@rambler.ru
Dr.Eng. Prof.

O. Petrischeva

Moscow State University of Mechanical Engineering (MAMI)

N. Maltsevskaya

Moscow State University of Mechanical Engineering (MAMI)

Ph.D.

E. Baranov

Moscow State University of Mechanical Engineering (MAMI)

N. Kovalenko

Moscow State University of Mechanical Engineering (MAMI)

参考

补充文件