Гидрофобизация внутриполостных поверхностей фотобиореакторов под длительное выращивание клеточной массы микроводорослей

Полный текст

Для поддержания высокой рентабельности промышленного фотобиосинтеза важно минимизировать издержки, связанные с адгезией клеток выращиваемой культуры на стеклянных поверхностях работающей аппаратуры. Адгезия клеток приводит к снижению освещенности внутриполостного пространства и ухудшению теплообменных характеристик процесса; может оказаться причиной недостаточно полного извлечения наработанного клеточного продукта из аппарата и сделать необходимой завершающую (скорее всего, достаточно трудоёмкую) очистку стеклянных поверхностей от образовавшихся биоорганических наслоений. В то же время не менее важно, чтобы предпринятая гидрофобизация аппаратуры не повредила проводимому культивированию - в частности, через попадание в культуральную среду нежелательных соединений. В практике промышленной гидрофобизации широкое распространение получили кремнийорганические агенты, прежде всего - алкилсиланы. Обусловлено это тем, что молекулы последних, имея в центре четырёхвалентный кремний, через его пространственное окружение обладают, двойственной природой - с одной стороны гидрофобной, в химическом же отношении при этом инертной, с другой стороны - гидрофильной, активной в химическом плане, способной при определенных условиях обеспечить жесткое - на грани хемосорбции - взаимодействие силанов с поверхностью стекла. Так, в случае метилхлорсиланов [1] активными элементами являются ковалентно связанные с кремнием атомы хлора, тогда как метильные остатки - в случае состоявшейся сцепки молекул силана с поверхностью стекла - работают уже как структурные элементы гидрофобного квази-покрытия. При этом, чем больше атомов хлора в молекуле алкилсилана, тем гидрофобное покрытие окажется более устойчивым [1]. В то же время, если все четыре заместителя являются именно органическими радикалами (как, скажем, в случае тетраметилсилана), принимается, что такой сугубо гидрофобный силан к жесткой адгезии именно к стеклу не способен. Гидролиз метилхлорсиланов, заменяющий хлор в окружении кремния на гидроксил (частично или полностью), приводит к образованию алкилоксисиланов, активные группы которых способны работать в том числе по установлению водородных связей. К отечественным агентам подобного типа в частности относится антиадгезионная смазка К-21 [5]. Отдельный класс признанных гидрофобизаторов составляют полиалкилсилоксаны [1, 6] - полимерные структуры, в которых атомы кремния, несущие в каждом случае по два углеводородных радикала (как фактор гидрофобности) при этом связаны между собой через кислородные мостики. Именно последние, как принято считать [1], играют роль фактора гидрофильности - и, соответственно, множественного, в пределах одной молекулы, адгезионного фактора. К представителям данного класса соединений принадлежит, в частности, полидиметилсилоксан, известный под коммерческим названием «диметикон» [7]. Если же в полиалкилсилоксане один из двух углеводородных радикалов заменить на гидроксил, от соответствующего класса соединений - полиалкил-оксисилоксанов [1] - справедливо ожидать еще большей адгезионной способности - в том числе за счёт возможности образовывать водородные связи с поверхностью стекла. К числу отечественных агентов подобного типа относится препарат ГКЖ-94, поставляемый промышленностью в виде 50%-ой эмульсии. Стоит отметить, что современные композиты на основе кремний-органических полимеров с целью усиления адгезионной способности могут дополняться ингредиентами каталитического действия. К таковым, в частности, относится средство, выпускаемое под коммерческим названием «антидождь». Приоритетной задачей гидрофобизации является получение как можно более стойкого покрытия. В этой связи наряду с рассмотренным выше молекулярным аспектом существенную роль играет технология гидрофобизации - по сути же то, насколько полно заложенные в кремнийорганических агентах потенциальные возможности могут быть реализованы технически. Ознакомление с литературой убеждает, что какой либо стандартной методики не существует при том, что подготовка стеклянных поверхностей к гидрофобизации может предусматриваться весьма тщательной, а сами последующие воздействия - весьма жесткими. Так, в случае метил- и этилхлорсиланов стекло предварительно тщательно обезжиривают и выдерживают в гигростате; сама же обработка состоит в погружении стекла в раствор гидрофобизатора (с использованием в качестве растворителей толуола, уайтспирита, керосина и т.п.), после чего гидрофобизированное изделие подвергается нагреву при температуре 150-180 ºС в течение часа [1]. При использовании метилбутоксидиаминсилана (СН3Si(NH2)2OC4H9) [13] обрабатываемое изделие также сначала тщательно обезжиривают, после чего выдерживают в 10%-ом растворе агента (с использованием в качестве растворителя CCl4) в течение часа, далее подвергают воздушной сушке - также в течение часа - после чего выдерживают при температуре 120 ºС еще три часа. Вместе с тем, напротив, гидрофобизация таким средством, как «антидождь» предусматривает процедуру вполне мягкую (нанесение средства на поверхность стекла с последующим лёгким втиранием и т.п.); надо думать, что высокая стойкость покрытия обеспечивается в данном случае эффектом каталитической добавки. Что же касается пределов термической и химической стойкости алкилсилановых покрытий, нанесённых по технологиям подобного рода, речь идёт о выдерживании температур порядка 300-400 ºС в случае полисилоксановых плёнок [1] и способности разрушаться разве что крепкой щёлочью, а также крепкой минеральной либо плавиковой кислотой. Задачей настоящего исследования является разработка низкозатратного и одновременно технологичного способа борьбы с загрязнениями внутриполостных стенок фотобиореакторов - а именно, с отложениями микроводорослей, которые чаще всего имеют место в аппаратах данного типа при высоком накоплении биомассы в процессе культивирования промышленных штаммов-продуцентов. С учётом изложенного, решение задачи видится на основе гидрофобизации аппаратов кремнийорганическими агентами и при этом предусматривается реализация в два этапа: на первом этапе в лабораторном исполнении (на колбах) опробуется по некой стандартной - при этом достаточно простой - технологии ряд коммерчески доступных гидрофобизирующих агентов, тогда как на втором этапе оптимально проявивший себя агент (или агенты) проверяется аналогичным образом, но уже в условиях реально работающей аппаратуры. В качестве критерия действенности каждого испытуемого гидрофобизатора предлагается к использованию наиболее естественный при такой целевой установке показатель - визуально наблюдаемая загрязненность стеклянных стенок биоорганическим материалом. В то же время в процессе культивирования важно было убедиться, с одной стороны, в том, что обработка стеклянной поверхности кремнийорганическими агентами сама по себе не влияет как-либо негативно на ход культивирования, с другой стороны, в том, что кремнийорганическая защита стеклянной поверхности в должной мере устойчива к абразивному воздействию со стороны перемешиваемой биомассы. В силу того и другого естественно было сопоставлять накопление биомассы в тестовых экспериментах с аналогичным показателем в контрольных опытах. Экспериментальная часть. Материалы и методы Подготовку колб, и позже фотобиореактора, к гидрофобизации проводили, сначала тщательно вымыв их и ополоснув их дистиллированной водой. Затем ёмкости подвергли стерилизации в лабораторном автоклаве ВК-75, при температуре 121 ºС в течение 1 часа затем колбы высушили. В случае контрольных опытов соответствующие рабочие ёмкости также были вымыты и далее простерилизованы - с той, однако, разницей, что какая-либо дополнительная их обработка не проводилась. Последующая гидрофобизация осуществлялась так: внутренние стенки каждой отдельной колбы объёмом 250 мл и, соответственно, внутренняя поверхность фотобиореактора «сэндвичного» типа тщательно (повторяющимися круговыми движениями), в течение 3-5 минут, ополаскивались тестируемым гидрофобизатором, после чего ёмкости высушивались под вакуумом при температуре 100 - 110 ºС в течение 1 часа; завершающим действием являлось досушивание колб и, соответственно, фотобиореактора в течение 3 суток - однако уже при комнатной температуре. В качестве гидрофобизаторов были использованы следующие агенты: 1. гидрофобизатор отсутствует (контрольный опыт); 2. диметикон (альфа-(Триметилсилил)-омега-метил-поли [окси(диметилсилилен)]) в виде 10% эмульсии в изопропаноле, приготовленной по рецептуре согласно коду CAS 9006-65-9 с вязкостью 350 сп; 3. аналогичный агент, но с вязкостью 100 сп; 4. средство «Антидождь» фирмы «SAPFIRE Professional» (ТУ 2384-012-53928498-2010); 5. «Очиститель-антизапотеватель» фирмы «SAPFIRE Professional» (ТУ: 2384-005-53928498-2010); 6. гидрофобная жидкость 136-41 в виде 10% эмульсии в изопропаноле (ГОСТ 10834-76 с изменениями 1-3); 7. гидрофобная жидкость 136-157М в виде 10% эмульсии в изопропаноле (ТУ У 24.6-23849235-086-2001); 8. антиадгезионная смазка К-21 в виде 50% раствора в изопропаноле (ТУ 6-02-909-79 с изменениями 1-6); 9. 5% раствор диметилдихлорсилана в изопропаноле (ГОСТ 16485-87). На этапе культивирования в колбах вышеперечисленные 9 вариантов были реализованы в процессах выращивания микроводорослей двух видов - Chlorella sp. и Scenedesmus quadricauda, в каждом случае в двух повторностях. Каждый из этих опытов проводился в стерильном исполнении - соответственно, со стерильным отбором проб через определённые промежутки времени. При этом культивирование Chlorella sp. и Scenedesmus quadricauda осуществлялось на питательных средах Тамия [3] и Прата [4], соответственно, при том, что объём исходной среды с посевным материалом в колбах каждый раз составлял 100 мл. Контроль проводимого эксперимента осуществлялся сначала по завершении гидрофобизации (оценочные критерии - результаты визуального осмотра покрытия, уровень рН промывочной воды) и далее уже в процессе собственно культивирования. При этом фиксировались рН среды (на предмет возможного закисления в связи с лизисом культуры) и её оптическая плотность (ОП) - как показатель накопления биомассы. В последнем случае проба разбавлялась в 1-4 раза в зависимости от ОП и далее фотометрировалась при длине волны 660 нм в кювете с длиной оптического пути 0,5 см. Параллельно проводилось прямое определение сухих веществ (СВ), для чего аликвота среды в обьеме 10 мл высушивалась при 105 ºС до постоянного веса, сухой же остаток M2 (найденный вес за вычетом пустой тары), при этом определялся с точностью до четвёртого знака - с вычислением требуемого показателя по формуле СВ= M2 / M1 х100%. Наконец, осуществлялся и визуальный контроль внутриполостной стеклянной поверхности (устанавливалось наличие ободка сверху и отложений снизу), о чём уже говорилось выше. Результаты и обсуждение. Визуальный и аналитический контроль гидрофобизации. Из восьми вариантов обработки колб во всех случаях образовалась прозрачная кремнийорганическая плёнка, кроме следующих двух: в случае «Антидождя» №4 сформированная плёнка оказалась мутной, а в случае очистителя-антизапотевателя №5 не образовалась вообще. Стерильная дистиллированная вода, налитая в колбы не смачивала стенки, кроме варианта №5, рН водного смыва с обработанных колб в пределах от 5,7 до 6,7, за исключением варианта №4 (рН 2,2). Таблица 1. Данные аналитико-визуального контроля колбочных опытов в случае культивирования Chlorella sp. №№ варианта ОП СВ % Зарастание стекла биомассой 1 1,185 1,01 Ободок имеется 2 1,095 1,02 Обрастания не выявлено 3 1,41 1,05 Обрастания не выявлено 4 1,32 0,97 Ободок имеется 5 1,2 0,95 Ободок имеется 6 1,5 1,04 Имеется ободок и нарост на дне 7 0,87 1,14 Имеется средний ободок и нарост на дне 8 1,5 1,06 Имеется слабый ободок и нарост на дне 9 1,44 1,05 Обрастания не выявлено Этап культивирования на колбах. Данные аналитико-визуального контроля по завершении проведенных процессов (по истечении девяти суток культивирования) - приведены ниже в таблицах 1 и 2. Рассматривая в качестве приоритета именно данные визуального контроля (последний столбец каждой таблицы), можно с достаточной уверенностью утверждать, что вариант гидрофобизации метилхлорсиланом выгодно отличается от всех других вариантов - прежде всего ввиду того, что артефакты загрязнения стеклянной поверхности в этом случае полностью отсутствуют. При этом не обнаружено также и каких-либо признаков (низких значений ОП и СВ), указывающих на замедление роста биомассы. И то и другое в совокупности, согласно сделанному нами выводу, сделало данный агент безальтернативным претендентом на дальнейшее использование в эксперименте - то есть, уже на этапе культивирования обеих культур непосредственно в фотобиореакторе. При этом предлагаемая нами процедура обработки внутриполостных поверхностей аппаратов предусматривает кратковременное ополаскивание 5% раствором данного агента в изопропаноле с последующей термической обработкой и далее полным высушиванием. Установлено, что поставленная таким образом защита предотвращает загрязнение стеклянных стенок аппаратуры в течение всего многодневного (по меньшей мере, в пределах 9 суток) культивирования и не оказывает при этом какого-либо негативного влияния на процесс. Таблица 2. Данные аналитико-визуального контроля колбочных опытов в случае культивирования Scenedesmus quadricauda №№ варианта ОП СВ % Зарастание стекла биомассой 1 0,57 0,086 Ободок имеется 2 0,61 0,126 Имеется средний ободок и нарост на дне 3 0,61 0,155 Имеется средний ободок и нарост на дне 4 0,59 0,072 Имеется слабый нарост на дне 5 0,6 0,072 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 6 0,4 0,085 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 7 0,41 0,13 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 8 0,62 0,387 Ободок имеется, культура не гомогенна, биомасса в виде хлопьев 9 0,65 0,109 Обрастания не выявлено

Об авторах

В. В Бирюков

Университет машиностроения

Email: birval@rambler.ru
д.т.н. проф.

О. А Петрищева

Университет машиностроения

Н. В Мальцевская

Университет машиностроения

к.т.н.

Е. Р Баранов

Университет машиностроения

Н. В Коваленко

Университет машиностроения

Список литературы

Дополнительные файлы