К вопросу о противовоспалительных эффектах глюкокортикостероидов при экспериментальном остром повреждении легких

Полный текст

АКТУАЛЬНОСТЬ

В настоящее время в медицинском научном сообществе имеются противоречивые рекомендации по поводу режимов дозирования, выбора предпочтительного препарата, времени назначения и длительности глюкокортикостероидной (ГКС) терапии при тяжелых повреждениях легких, ассоциированных с такими заболеваниями, как острый респираторный дистресс-синдром взрослых (ОРДС), новая коронавирусная инфекция (НКИ) тяжелого течения, тяжелая пневмония.

Результаты клинических исследований свидетельствуют о снижении риска смерти, в частности при ОРДС, на фоне приема низких доз ГКС и, напротив, о повышении на фоне пульс-терапии [1, 2]. Например, сравнение пульс-терапии, проводимой в течение нескольких суток, со стандартными дозами ГКС в эквиваленте 0,5–1,5 мг/кг метилпреднизолона показало повышение риска смерти на фоне пульс-терапии [1, 3].

Высокая летальность (30–65 %) пациентов с заболеваниями, сопровождающимися тяжелым поражением легких, отсутствие высокоэффективных методов лечения вызывают потребность в поиске эффективных и безопасных схем фармакологической терапии [4, 5].

Один из методов поиска оптимальных средств диагностики, лечения и профилактики ОРДС у человека — это экспериментальное биомоделирование острого повреждения легких (ОПЛ) у лабораторных животных, которое максимально приближено к клиническим проявлениям ОРДС [6]. Известно, что модель липополисахарид-индуцированного ОПЛ у лабораторных животных обладает высокой воспроизводимостью и проявляется диффузным двусторонним легочным повреждением, что в полной мере отвечает современным научно-экспериментальным требованиям [7].

ГКС, согласно современным рекомендациям, входят в состав комплексного лечения ОРДС, НКИ тяжелого течения, тяжелой пневмонии у человека, осложненной ОРДС и/или септическим шоком, а также активно исследуются с целью оценки их эффективности при лечении экспериментального ОПЛ у животных [4, 5, 8–10].

Оценка воспалительного ответа с проведением целого спектра клинических, лабораторно-инструментальных, морфологических методов исследования, на наш взгляд, позволит дополнить представление о влиянии ГКС на организм.

Цель — исследование влияния различных доз дексаметазона как модулятора воспаления при экспериментальном липополисахарид-индуцированном остром повреждении легких у крыс.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Исследование выполнено на 170 белых беспородных крысах-самцах (возраст: 8–10 нед, масса тела: 310–320 г). Животные содержались в условиях вивария с соблюдением основных зоогигиенических требований: температурный режим 22–24 ^°С, 12-часовой световой день, свободный доступ к корму и воде. Исследование проводили в соответствии с требованиями приказа Минздрава России от 01.04.2016 № 199н «Об утверждении Правил надлежащей лабораторной практики».

ОПЛ моделировали посредством интратрахеального (и/т) ведения ЛПС клеточной стенки бактерии Salmonella enterica (Sigma-Aldrich) в дозе 20 мг/кг. Перед выполнением и/т введения животных наркотизировали с помощью внутрибрюшинной (в/б) инъекции препарата «Золетил 100» в дозе 4,0 мг/кг. Процедуру и/т введения ЛПС выполняли с помощью зонда для крыс (MicroSprayer® Aerosolizer, модель IA-1B, США) через 5 мин после наркотизации животных.

Животные были разделены случайным образом на 5 групп: интактная группа (n = 10), контрольная группа с ОПЛ (n = 40) и экспериментальные группы 1–3 (n = 10 в каждой группе), в которых животным через 3 ч после моделирования ОПЛ по лечебной схеме (внутрибрюшинно 1 р/сут в течение 3 сут) вводили дексаметазон в дозах 0,52, 1,71 и 8,00 мг/кг соответственно. Дозы дексаметазона для введения крысам были рассчитаны с помощью методики межвидового переноса доз с учетом площади поверхности тела и были эквивалентны суточным дозам ГКС, равным 6, 20 и 94 мг для человека [11].

На 3-и сут эксперимента оценивали выживаемость крыс и после эвтаназии выживших животных из каудальной полой вены отбирали пробы крови для проведения общего анализа на автоматическом ветеринарном гематологическом анализаторе (Mythic 18 Vet, Швейцария) и оценки митохондриальной функции лейкоцитов при помощи анализатора Agilent Seahorse XF 96, США. Для этого выделяли лейкоциты и лимфоциты периферической крови, которые впоследствии были высеяны на культуральный микропланшет XF96 в количестве 1,5–2,0 × 10⁴ клеток на лунку, затем инкубированы в течение 1 сут при температуре 37 °C в атмосфере 5 % CO₂ в среде для инкубирования клеток XF. Клетки промывали путем двукратного удаления питательной среды и замены ее небуферизованной средой с pH 7,4, после чего проводили троекратное измерение уровня базального митохондриального дыхания. Далее последовательно в лунки с анализируемыми клетками были добавлены модуляторы дыхания: 1) ингибитор АТФ-синтазы — олигомицин; 2) протонофорный разобщитель — карбонилцианид 4 (трифторметокси)фенилгидразон; 3) ингибиторы переноса электронов — ротенон и антимицин А. На каждом этапе троекратно измерялся уровень базального митохондриального дыхания. На основании полученных данных построены графики изменения скорости потребления кислорода лейкоцитами и лимфоцитами.

После обескровливания животного легочный комплекс извлекали и взвешивали для определения массового коэффициента (МКЛ). Пробы бронхоальвеолярной лаважной жидкости (БАЛЖ) получали посредством трехкратной промывки правого легкого стерильным раствором фосфатно-солевого буфера в объеме 5 мл на 1 кг массы тела животного. Из осадка пробы после центрифугирования (2 раза по 15 мин, 1500 об./мин) изготавливали мазки для цитологического исследования (окраска по Романовскому–Гимзе), а также определяли общее количество клеток (Automated Cell Counter RWD C100, США). В мазках выполняли подсчет количества альвеолярных макрофагов, нейтрофильных гранулоцитов, эозинофильных гранулоцитов, лимфоцитов, эпителиальных клеток до 300 клеток суммарно, после чего определяли процентное соотношение каждой популяции и вычисляли абсолютные значения.

Левое легкое крыс разделяли на фрагменты и использовали для проведения гистологического исследования, а также оценки степени влагонасыщения.

Для гистологического анализа один фрагмент левой доли легких фиксировали в 10 % растворе формалина. Изготавливали тонкие срезы легких толщиной 5 µм и окрашивали гематоксилином и эозином. Морфометрический анализ осуществляли с помощью светового микроскопа Carl Zeiss Scope 1A с камерой Axiocam ERc 5s и использованием морфометрической лицензионной программы ZEN 2.3. Для оценки патоморфологических изменений легких крыс изготовленные срезы были проанализированы на всей площади стереометрическим методом на увеличении ×63 с наложением на каждое поле зрения сетки из 25 квадратов с подсчетом структур, попавших на их вершины. Анализ проводился по следующим параметрам: воспалительная внутри альвеолярная инфильтрация, воспалительная инфильтрация межальвеолярных перегородок, эмфизематозные участки, полнокровие, тромбозы и инфаркты.

С целью определения степени влагонасыщения второй фрагмент левого легкого взвешивали, а затем высушивали в термостате при температуре –60 ^°С в течение 5 сут.

Для проверки гипотез, представленных в данном исследовании, проводили статистический анализ результатов в программе Graph Pad Prism 8.0. Результаты представляли в виде медианы, верхнего и нижнего квартилей — Me [Q₁; Q₃]. Для множественного сравнения количественных переменных использовали критерий Краскела–Уоллиса с апостериорным анализом по Данну. Связь между качественными показателями (летальность) оценивали посредством построения четырехпольных таблиц сопряженности и расчета на их основе точного критерия Фишера. Статистически значимыми считали различия, при которых p < 0,05

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

После и/т введения ЛПС у крыс регистрировали двустороннее диффузное повреждение легких, приводящее к отеку с высокими показателями МКЛ и степени влагонасыщения, что сопровождалось гибелью 40 % контрольных животных. Летальность животных в группах 1 (дексаметазон, 0,52 мг/кг) и 2 (дексаметазон, 1,71 мг/кг) была ниже и составила 10 и 15 % соответственно (р = 0,0001 и 0,003). Летальность животных группы 3 (дексаметазон 8,0 мг/кг, пульс-терапия) равнялась 20 % и была выше, чем в контрольной группе, и ниже, чем в группах сравнения 1 и 2, однако это различие не было статистически значимым. В группах 1–3 у крыс в сравнении с контрольными животными регистрировали снижение показателей МКЛ (p = 0,002, 0,03 и 0,0001 соответственно) и степени влагонасыщения легких (p = 0,006, 0,04 и 0,02).

При исследовании показателей общего анализа крови отмечено снижение абсолютного количества лимфоцитов во всех экспериментальных группах (1–3) животных после применения дексаметазона в сравнении с контрольной группой (p = 0,002, 0,02 и 0,04). Дозозависимое уменьшение количества лимфоцитов в крови, вероятнее всего, связано с угнетением процессов лимфопоэза и апоптозом лимфоцитов под влиянием ГКС. Кроме этого, в экспериментальных группах 1–3 регистрировали увеличение абсолютного количества гранулоцитов (p = 0,03, 0,007 и 0,01) и моноцитов (p = 0,08, 0,007 и 0,09), что может быть связано с повышением мобилизации этих клеток из костного мозга, уменьшением количества рецепторов к молекулам адгезии на поверхности гранулоцитов и моноцитов, приводящим к нарушению процесса миграции в очаг воспаления [12]. Следует отметить, что общее количество лейкоцитов во всех группах животных после применения дексаметазона не отличалось от показателей контрольных животных.

Несмотря на то что в количестве эритроцитов различий между группами не было, в группах, где моделировали ОПЛ (контрольная группа, группы 1–3), концентрация гемоглобина была значимо больше, чем у интактных животных, что, вероятнее всего, обусловлено компенсаторной реакцией на гипоксемию (p = 0,01, 0,03, 0,02 и 0,008).

Отмечали снижение количества тромбоцитов у крыс контрольной группы и у животных в группах 1–3 в сравнении с группой интактных животных (p = 0,004, 0,006, 0,002 и 0,001), при этом максимальное снижение исследуемого показателя определяли в группе 3 (пульс-терапия) (табл. 1). Уменьшение количества тромбоцитов в периферической крови на фоне ОПЛ и применения ГКС у животных может свидетельствовать об усиленном их потреблении в процессе тромбообразования.

 

Таблица 1. Показатели клинического анализа крови у крыс на 3-и сут после моделирования ОПЛ и лечения различными дозами дексаметазона, Me [Q₁; Q₃]

Показатели	Экспериментальные группы
	интактные животные (n = 10)	контрольная группа (без лечения) (n = 24)	группа 1 (Д 0,52 мг/кг) (n = 36)	группа 2 (Д 1,71 мг/кг) (n = 34)	группа 3 (Д 8,0 мг/кг) (n = 32)
Лейкоциты, 109/л	7,2 [6, 2; 9, 1]	8,6 [7, 0; 11, 0]	7,9 [6, 9; 8, 0]	8,3 [6, 7; 11, 0]	8,5 [7, 2; 10, 0]
Лимфоциты, 109/л	5,2 [4, 8; 5, 6]	5,4 [4, 6; 5, 8]	1,7*, ** [0, 8; 2, 2]	2,1*, ** [1, 4; 2, 8]	2,4*, ** [1, 6; 3, 0]
Моноциты, 109/л	0,15 [0, 1; 0, 2]	0,4 [0, 3; 0, 5]	0,9*, ** [0, 7; 1, 2]	1,0*, ** [0, 7; 1, 3]	1,0*, ** [1, 0; 1, 3]
Гранулоциты, 109/л	1,8 [1, 6; 2, 6]	1,5 [1, 3; 1, 7]	4,4*, ** [3, 3; 5, 0]	4,6*, ** [3, 6; 6, 0]	4,1*, ** [3, 7; 4, 5]
Эритроциты, 1012/л	7,3 [7, 2; 7, 3]	7,5 [7, 4; 7, 7]	6,9 [6, 5; 7, 8]	7,5 [7, 2; 8, 1]	7,7 [7, 3; 7, 9]
Гемоглобин, г/л	134,0 [126; 143]	154,0* [150, 0; 160, 0]	156,0* [147, 0; 166, 0]	153,0* [147, 0; 166, 0]	163,0* [155, 0; 164, 0]
Тромбоциты, 109/л	728,0# [711; 783]	519,0#* [515, 0; 592, 0]	548,0#* [506, 0; 598, 0]	511,0#* [443, 0; 586, 0]	410,0* [335, 0; 449, 0]
Примечание. Д — дексаметазон; * — различия статистически значимы относительно группы интактных животных; ** — различия статистически значимы относительно контрольной группы; # — различия статистически значимы относительно группы 3 (везде p < 0,05, критерий Краскела–Уоллиса).

 

На 3-и сут после моделирования ОПЛ общее количество клеток в БАЛЖ крыс контрольной группы было значимо больше, чем в группе интактных животных (р = 0,03), что говорит о закономерной миграции лейкоцитов (в том числе и лимфоцитов) в очаг воспаления легочной ткани (табл. 2).

 

Таблица 2. Цитоз и количество лейкоцитов в БАЛЖ на 3-и сутки после моделирования ОПЛ и лечения различными дозами дексаметазона, Me [Q₁; Q₃]

Показатели	Экспериментальные группы
	интактные животные (n = 10)	контрольная группа (без лечения) (n = 24)	группа 1 (Д 0,52 мг/кг) (n = 36)	группа 2 (Д 1,71 мг/кг) (n = 34)	группа 3 (Д 8,0 мг/кг) (n = 32)
Общее количество клеток, 106 в 1 мл	19,7* [18, 8; 20, 6]	24,5 [21, 2; 26, 4]	22,4 [19, 8; 22, 9]	14,0* [13, 7; 16, 6]	10,2*, **, *** [9, 0;11, 4]
Живые клетки, 106 в 1 мл	18,3* [16, 5; 18, 4]	23,2 [21, 2; 25, 6]	19,0 [17, 5; 19, 8]	13,3* [12, 4;13, 8]	7,6*, **, *** [5, 7; 9, 0]
Общее количество лейкоцитов, 106 в 1 мл	10,3 [9, 2; 15, 4]	14,3 [13, 0; 17, 3]	12,8 [11, 7; 13, 7]	8,3 [7, 1; 10, 1]	4,0*, **, *** [3, 0; 5, 4]
Количество живых лейкоцитов, 106 в 1 мл	8,9 [7, 6; 10, 3]	9,2 [7, 6; 9, 6]	7,2 [4, 8; 8, 9]	4,0* [3, 0; 5, 4]	2,9*, **, *** [2, 1; 3, 2]
Примечание. Д — дексаметазон; * — различия статистически значимы относительно контрольной группы; ** — различия статистически значимы относительно группы интактных животных; *** — различия статистически значимы относительно группы 1.

 

Общее количество клеток, как и количество лейкоцитов, в том числе живых, в БАЛЖ животных группы 3 было статистически значимо ниже в сравнении с интактными и контрольными животными и, что примечательно, в сравнении с животными из группы 1 (p = 0,008, 0,001 и 0,0002; p = 0,02, 0,0001 и 0,0002 соответственно). Кроме этого, все указанные показатели у крыс в группе 2 были ниже, чем в контрольной группе (p = 0,02 и 0,007 соответственно).

Выявленные изменения в цитозе и количестве лейкоцитов, вероятнее всего, являются следствием апоптоза этих клеток на фоне применения ГКС [12].

Абсолютное количество нейтрофилов в БАЛЖ у животных группы 3 было меньше, чем у интактных, контрольных животных и у животных из группы 1 (p = 0,004, 0,0007 и 0,0002), при этом у крыс из группы 2 исследуемый показатель был ниже только в сравнении с контрольной группой (p = 0,007). Схожие изменения наблюдали при анализе количества лимфоцитов (за исключением различий между группой 3 и группой интактных животных). Количество макрофагов было самым большим в контрольной группе и регистрировалось значимое дозозависимое снижение их количества у животных групп, где применяли дексаметазон в дозах 1,71 и 8,0 мг/кг (p = 0,001 и 0,009).

При исследовании количества эпителиальных клеток (маркер выраженности повреждения бронхиального и альвеолярного эпителия) отмечено значимое увеличение исследуемого показателя у крыс контрольной группы и у всех животных после назначения ГКС по сравнению с интактными крысами (p = 0,001, 0,01, 0,02 и 0,05) (табл. 3).

 

Таблица 3. Клеточный состав БАЛЖ на 3-и сут после моделирования ОПЛ и лечения различными дозами дексаметазона, Me [Q₁; Q₃]

Показатели	Экспериментальные группы
	интактные животные (n = 10)	контрольная группа (без лечения) (n = 24)	группа 1 (Д 0,52 мг/кг) (n = 36)	группа 2 (Д 1,71 мг/кг) (n = 34)	группа 3 (Д 8,0 мг/кг) (n = 32)
Нейтрофилы, абс. в 10 мкл	7,0 [6, 1; 8, 9]	12,0* [11, 3; 13, 2]	7,1 [6, 2; 7, 3]	5,0**, *** [4, 6; 5, 4]	2,1*, **, *** [1, 5; 2, 9]
Лимфоциты, абс. в 10 мкл	2,1 [1, 2; 3, 2]	3,2 [1, 8; 3, 2]	3,2 [2, 5; 3, 4]	0,9** [0, 7; 0, 9]	1,1**, *** [0, 7; 1, 3]
Макрофаги, абс. в 10 мкл	0,7**, *** [0, 5; 1, 3]	3,1 [2, 0; 3, 2]	2,8 [2, 1; 3, 2]	1,5** [1, 2; 2, 0]	1,3** [0, 9; 1, 5]
Эпителий, абс. в 10 мкл	0,4 [0, 2; 0, 5]	2,2*, *** [2, 0; 3, 1]	1,2* [0, 9; 1, 4]	1,2* [1, 2; 1, 5]	1,5*, *** [1, 4; 2, 0]
Примечание. Д — дексаметазон; * — различия статистически значимы относительно группы интактных животных; ** — различия статистически значимы относительно контрольной группы; *** — различия статистически значимы относительно группы 1 (везде p < 0,05, критерий Краскела–Уоллиса).

 

Анализ митохондриальной функции позволил выявить, что скорость потребления кислорода лейкоцитами (рис. 1) была значимо меньше у животных в группах 2 и 3 в сравнении с интактными животными (p = 0,001 и 0,0009), а у крыс из группы 3 еще и в сравнении с контрольными животными (p = 0,005).

 

Рис. 1. Оценка митохондриальной функции лейкоцитов периферической крови у крыс на 3-и сут после моделирования ОПЛ и применения различных доз дексаметазона. * — различия статистически значимы относительно группы интактных животных (p < 0,05, критерий Краскела–Уоллиса)

 

Аналогичные дозозависимые изменения наблюдали в показателях резервной мощности митохондриального дыхания: мощность значимо была меньше в группах 2 и 3 при сравнении с интактными животными и группой контрольных животных (p < 0,05).

При проведении патоморфологического исследования вначале оценивали гистологическую картину ткани легких у интактных животных, у которых не наблюдали каких-либо патологических изменений (рис. 2, a). На фоне ОПЛ у контрольных животных в 87 % исследованных полей (рис. 2, b) определяли выраженную продуктивную воспалительную реакцию в межальвеолярных перегородках с интерстициальным отеком и изменением гистологической структуры. Кроме этого, отмечали увеличение толщины участков аэрогематического барьера и разрушение отростков альвеолоцитов I типа, что характеризовалось уменьшением площади аэрогематического гистиона. Клеточный инфильтрат этих зон был представлен клетками лейкоцитарной группы, в основном нейтрофилами и макрофагами. В бронхах выявлены очаги фокальной или полной деструкции с оголением подслизистого слоя и кровоизлияниями. В сосудах крупного и среднего калибров регистрировали формирующиеся и свежие тромбы, при этом в паренхиме исследованных микропрепаратов легкого встречались единичные очаговые кровоизлияния. В 14 % полей зрения отмечали спадание альвеол, чередующееся в 35 % с зонами компенсаторных эмфизематозных расширений альвеол.

Патоморфологические изменения легких на 3-и сут с введением дексаметазона в дозировке 0,52 мг/кг характеризовались воспалительной инфильтрацией лейкоцитами и макрофагами в зонах деструкции и занимали до 66 % изученной площади (рис. 2, c). Установлено, что тромбозы сосудов 4 % и полнокровие 8 % встречаются значительно реже относительно контрольной группы (без лечения) и группы 3 (пульс-терапия) (рис. 2, b, e, f). Зоны со спаданием межальвеолярных перегородок, ателектазы определялись в 2 % изученной площади. Участки повышения воздушности легкого занимают на 12 % больше площади, нежели в контрольной группе без лечения.

В патоморфологических изменениях легких животных группы 2 (1,71 мг/кг) наиболее значимыми являются снижение воспалительной реакции на 6 % относительно группы 1 с дозировкой 0,52 мг/кг. Однако в перибронхиальных зонах выражена инфильтрация, а в просветах бронхов определяется лейкоцитарный экссудат (рис. 2, d). Достоверно установлено снижение площади эмфизематозных участков на 13 % относительно контрольной группы. В сосудах крупного и среднего калибров отсутствовали тромбозы.

В группе 3 (8,0 мг/кг) характерным патоморфологическим изменением легких на 3-и сут являлось снижение площади воспалительной реакции (рис. 2, e, f), которое отличалось от контрольной группы (рис. 2, b) на 33 и 12 % от группы 1 (рис. 2, c). Так же зоны эмфизематозных изменений уменьшились на 16 %, а полнокровие сосудов — на 12 %. Количество сосудистых тромбозов, выявляемых в паренхиме легких, значимо возросло — на 11 % относительно контрольной группы и на 8 % относительно групп сравнения 1 и 2.

 

Рис. 2. Микрофотографии легких крыс на 3-и сут эксперимента; a — нормальная легочная ткань животных контрольной группы (без и/т введения ЛПС); b — ОПЛ без лечения (контрольная группа); c — ОПЛ, группа № 1 (декса-метазон 0,52 мг/кг); d — ОПЛ, группа 2 (дексаметазон 1,71 мг/кг); e, f — ОПЛ, группа 3 (дексаметазон 8,0 мг/кг), пульс-терапия). Окраска: гематоксилин и эозин. Ув. ×50

 

И/т введение ЛПС крысам приводило к двустороннему диффузному повреждению легких, которое характеризовалось выраженным отеком (по данным МКЛ и влагонасыщения) и сопровождалось гибелью 40 % животных в группе, что сопоставимо с результатами современных исследований ОПЛ [6, 7, 9, 13].

На фоне ОПЛ и применения дексаметазона во всех исследованных дозах у крыс отмечали положительные лечебные эффекты: снижение летальности, уменьшение степени выраженности отека легких и лейкоцитарной инфильтрации легочной ткани, а также количества эмфизематозно-ателектатических участков.

В БАЛЖ животных после моделирования ОПЛ и назначения дексаметазона регистрировали дозозависимое снижение количества лимфоцитов и повышение количества гранулоцитов и моноцитов в периферической крови, а в БАЛ наблюдали снижение как общего количества живых клеток, так и абсолютного количества нейтрофилов, лимфоцитов, макрофагов. Важным патогенетическим фактором является и снижение функциональной активности (способность адекватно отвечать в условиях стресса (в нашем исследовании — воспаления)) лейкоцитов и лимфоцитов периферической крови по данным оценки митохондриальной функции. Снижение функции митохондрий носило также дозозависимый характер.

ВЫВОДЫ

Дексаметазон обладает высокой эффективностью для лечения животных с экспериментально смоделированным ЛПС-индуцированным ОПЛ и имеет отчетливый дозозависимый противовоспалительный эффект.

Применение дексаметазона в дозе 0,52 мг/кг (эквивалент 6 мг/сут для человека) сопровождается лучшей выживаемостью, минимальным влиянием на жизнеспособность и функциональную активность клеток воспаления; в свою очередь, применение 8,0 мг/кг (эквивалент пульс-терапии для человека) приводит к максимальному снижению количества лейкоцитов, лимфоцитов, макрофагов в очаге воспаления.

На фоне дозы эквивалентной пульс-терапии ГКС регистрируется большее количество тромбозов в легких, что, вероятнее всего, послужило причиной нарушения системы гемостаза и обусловливало более высокую летальность у животных этой группы.

При назначении глюкокортикостероидов необходимо осуществлять постоянный мониторинг нежелательных явлений данной терапии, так как из-за крайне выраженного угнетения клеток иммунной системы, особенно при использовании высоких доз (пульс-терапия), увеличивается вероятность инфицирования и/или активации латентных и оппортунистических инфекций.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Источник финансирования. Авторы заявляют об отсутствии финансирования.

Вклад авторов. Все авторы внесли существенный вклад в проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией.

Соответствие принципам этики. Исследование было выполнено с соблюдением принципов Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов и других научных целей (Страсбург, 1986), в соответствии с правилами надлежащей лабораторной практики и Директивой 2010/63/EU Европейского парламента и Совета Европейского союза от 22 сентября 2010 г. по охране животных, используемых в научных целях. Также оно было одобрено локальными этическими комитетами Военно-медицинской академии им. С.М. Кирова (протокол № 258 от 21.12.2021). Исследование выполнено в соответствии со стандартами «ARRIVE», принятыми для проведения доклинических исследованиях на животных.

Об авторах

Никита Игоревич Волошин

Военно-медицинская академия

Автор, ответственный за переписку.
Email: nikitavoloshin1990@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-3880-9548
SPIN-код: 6061-4342
Scopus Author ID: 57926549500
ResearcherId: HSG-7925-2023

адъюнкт первой кафедры (Терапии усовершенствования врачей)

Россия, Санкт-Петербург

Юлия Александровна Замиралова

Военно-медицинская академия

Email: yulia_nikolaeva@hotmail.com
ORCID iD: 0009-0000-5631-9932
SPIN-код: 7692-9410
ResearcherId: HSG-9775-2023

студентка

Россия, Санкт-Петербург

Виктория Александровна Пугач

Государственный научно-исследовательский испытательный институт военной медицины

Email: gniiivm_7@mil.ru
ORCID iD: 0000-0003-4290-350X
SPIN-код: 3739-3699
Scopus Author ID: 57195201128
ResearcherId: ACD-0418-2022

канд. биол. наук, старший научный сотрудник

Россия, Санкт-Петербург

Владимир Владимирович Салухов

Военно-медицинская академия

Email: vlasaluk@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-1851-0941
SPIN-код: 4531-6011
Scopus Author ID: 55804184100

докт. мед. наук, доцент, начальник первой кафедры (Терапии усовершенствования врачей)

Россия, Санкт-Петербург

Михаил Александрович Тюнин

Государственный научно-исследовательский испытательный институт военной медицины

Email: gniiivm_7@mil.ru
ORCID iD: 0000-0002-6974-5583
SPIN-код: 6161-7029
Scopus Author ID: 25032311600

канд. мед. наук, заместитель начальника центра

Россия, Санкт-Петербург

Михаил Анатольевич Харитонов

Военно-медицинская академия

Email: micjul11@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-6521-7986
SPIN-код: 7678-2278
Scopus Author ID: 57521284600
ResearcherId: H-6056-2015

докт. мед. наук, профессор, первая кафедра (Терапии усовершенствования врачей)

Россия, Санкт-Петербург

Ирина Алексеевна Одинцова

Военно-медицинская академия

Email: odintsova-irina@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-0143-7402
SPIN-код: 1523-8394
Scopus Author ID: 6603745712
ResearcherId: 96874

докт. биол. наук, профессор, заведующая, кафедра гистологии с курсом эмбриологии

Россия, Санкт-Петербург

Павел Алексеевич Слижов

Военно-медицинская академия

Email: maidel@bk.ru
ORCID iD: 0000-0001-6885-5273
SPIN-код: 3626-6262
Scopus Author ID: 57203389614
ResearcherId: X-5497-2018

младший научный сотрудник отдела (медико-биологических исследований) научно-исследовательского центра

Россия, Санкт-Петербург

Алексей Александрович Минаков

Военно-медицинская академия

Email: minacom@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-1525-3601
SPIN-код: 5344-7883
Scopus Author ID: 57926549400
ResearcherId: HSG-9445-2023

адъюнкт первой кафедры (Терапии усовершенствования врачей)

Россия, Санкт-Петербург

Дина Радиковна Слуцкая

Военно-медицинская академия

Email: dina_hanieva@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3910-2621
SPIN-код: 2546-9393
ResearcherId: 882535

канд. биол. наук, доцент, преподаватель, кафедра гистологии с курсом эмбриологии

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

Дополнительные файлы