Poultry farm resistome: from genes to ecosystems

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

Интенсивное развитие птицеводства, направленное на удовлетворение растущих потребностей населения в животном белке, сопровождается массовым применением антимикробных препаратов (АМП), что представляет серьезную угрозу для общественного здравоохранения. Антибиотики применяются не только для лечения и профилактики инфекционных болезней, но и в качестве стимуляторов роста для повышения продуктивности птицы. Согласно последним исследованиям глобальное потребление антимикробных препаратов в животноводстве в 2020 году составило 99,5 тыс. тонн и к 2030 году прогнозируется увеличение на 8 % до 107,5 тыс. тонн, а к 2040 году – до 143 тыс. тонн [1, 2]. В Российской Федерации рынок противомикробных препаратов также демонстрировал интенсивный рост, по оценке экспертов Всемирной торговой организации (ВТО), использование антибиотиков в животноводстве нашей страны ежегодно растет примерно на 35-40 % [3]. Несмотря на глобальное признание проблемы и обязательство правительств сократить к 2030 году использование противомикробных препаратов в агропродовольственной системе [4], достижение поставленных целей осложняется необходимостью обеспечения продовольственной безопасности и ростом поголовья птицы.

Особую значимость имеет связь между использованием противомикробных препаратов в животноводстве и появлением значительного числа устойчивых к противомикробным препаратам бактерий, патогенных для человека, в результате двустороннего обмена генами резистентности к АМП между микробиомами животных и человека [5–7]. В концепции «Единое здоровье» подчеркивается, что формирование и распространение устойчивых микроорганизмов представляет собой сложный динамический процесс с множественными точками пересечения в системе «человек-животное-окружающая среда» [8].

Для анализа данной проблемы особую актуальность приобретает понятие «резистом», впервые предложенное Wright G.D. в 2007 году, которое определяет совокупность всех генов устойчивости к антимикробным препаратам, присутствующим в микробном сообществе [9]. Применительно к птицеводческим хозяйствам, резистом представляет собой сложную экосистему генов резистентности, распределенных между комменсальными и патогенными бактериями в кишечном тракте птицы, микроорганизмами подстилки, воды, кормов и окружающей среды [10]. Условия промышленного птицеводства (высокая плотность посадки, стрессовые факторы, интенсивный метаболизм и короткие производственные циклы) создают особые предпосылки для формирования и поддержания резистома. что дополнительно усугубляется образованием больших объемов органических отходов, являющихся источниками антибиотикоустойчивых микроорганизмов (ARM) и генов антибиотикоустойчивости (ARG) [11]. При этом одного лишь сокращения использования антибиотиков на птицефермах может быть недостаточно для борьбы с устойчивостью к противомикробным препаратам. Механизмы совместного отбора, такие как перекрёстная устойчивость, ко-устойчивость к другим химическим компонентам в экосистемах и ко-регуляция, позволяют бактериям приобретать множественные признаки устойчивости даже без прямого воздействия антибиотиков [12]. В этих условиях становится критически важным изучение структуры и динамики резистома кишечного микробиома птицы в условиях промышленного содержания, включая оценку влияния различных факторов (рацион, условия содержания, применение антимикробных препаратов) на формирование профиля генов резистентности.

Целью данного обзора является анализ современных научных данных о механизмах формирования экологических резервуаров генов антибиотикорезистентности в системе птицеводческих хозяйств и определение приоритетных направлений для разработки стратегий контроля.

РЕЗИСТОМ: ОПРЕДЕЛЕНИЕ, КОМПОНЕНТЫ, КЛАССИФИКАЦИЯ

Устойчивость бактерий к антибиотикам является естественным явлением и возникла ещё до того, как люди начали использовать антибиотики. Было обнаружено множество ARG, которые обеспечивают устойчивость к широкому спектру антибиотиков. ARG в естественной среде тесно интегрированы и строго регулируются в определённых бактериальных метаболических сетях. Однако давление отбора, вызванное использованием антибиотиков как в медицине, так и в сельском хозяйстве, приводит к значительному росту устойчивости к антибиотикам и постоянному накоплению ARG в бактериях [13].

Термин «резистом» был предложен для описания совокупности всех генов антибиотикорезистентности, присутствующих в микробном сообществе, независимо от их фенотипического проявления [9]. Резистом можно классифицировать в зависимости от происхождения, локализации и биологических функций генов, обеспечивающих устойчивость к антибактериальным препаратам. Внутренний резистом представляет собой совокупность хромосомных генов, влияющих на устойчивость всех штаммов определенного вида бактерий к АМП, при этом наличие этих генов в клетках не зависит от предыдущего воздействия антибиотиков и не связано с горизонтальным переносом генов (ГПГ). Многие из этих генов обеспечивают базовые физиологические функции бактериальной клетки, а развитие резистентности возникает за счет экзаптации – использования существующих генов в новых условиях для выполнения других функций [14]. Приобретенный резистом включает гены, которые были получены бактериями посредством горизонтального переноса генов и обычно локализованы на мобильных генетических элементах (МГЭ), таких как плазмиды, интегроны, транспозоны или геномные острова [15]. Резистом окружающей среды охватывает всю совокупность генов антибиотикорезистентности, присутствующих в природных экосистемах, включая почву, водные системы и микробиомы различных организмов [16].

СТРУКТУРА И РАЗНООБРАЗИЕ РЕЗИСТОМА ПТИЦЕВОДЧЕСКИХ ХОЗЯЙСТВ

Резистом птицеводческих хозяйств характеризуется высоким разнообразием ARG, распределение которых тесно связано с практиками применения антимикробных препаратов в промышленном птицеводстве. В результате современных метагеномных исследований идентифицировано более 600 различных типов генов антибиотикорезистентности в микробиоме птиц, кодирующих устойчивость к 25 классам антибиотиков, в том числе применяемых в медицине (тетрациклинам, макролидам, фторхинолонам, β-лактамам, гликопептидам) [17]. Концентрация генов устойчивости в птичьем помете достигает 10¹⁶ копий на грамм сухого вещества, что превышает аналогичные показатели для других типов животноводческого навоза и указывает на птицеводство как на один из наиболее значимых резервуаров антибиотикорезистентности в системе «животноводство-окружающая среда-человек» [18]. Примечательно, что наряду со значительной положительной корреляцией между распространенностью кластеров ARG и интенсивностью применения соответствующих антимикробных препаратов, в фекальном микробиоме содержится множество генов резистентности в отсутствие современного противомикробного давления, что свидетельствует о сложных механизмах формирования и поддержания резистома [19].

Гены резистентности к тетрациклину демонстрируют классическую картину эволюции резистома под селективным давлением, что связано с интенсивным использованием этого антибиотика в птицеводстве. Основными механизмами резистентности к тетрациклину являются: активный эффлюкс препарата (гены tetA, tetB, tetC, tetD) и защита рибосом (tetM, tetO, tetQ, tetW) [20]. Среди 46 известных генов tet в современных птицеводческих хозяйствах преобладали варианты tetA, tetB, tetK, tetM и tetX [21–23], при этом уровень детерминант tetA и tetB положительно коррелировал с использованием тетрациклина в качестве стимулятора роста [21]. Количественная оценка выявила значительную концентрацию тетрациклиновых ARG в птичьем помете – 2,24 × 10¹⁵ копий/г сухого вещества [18].

Фенотипические исследования подтверждают генетические данные: например, 70-85,7% изолятов Escherichia coli на птицефермах в странах Ближнего Востока резистентны к тетрациклину [24, 25]. Данные российских исследователей отражают глобальные тенденции: многолетний мониторинг промышленного стада бройлеров в Пермском крае демонстрировал крайне высокий и стабильный уровень устойчивости E. coli к тетрациклину – 98,7% в 2004-2009 гг. и 86,7% в 2010-2017 гг., что свидетельствует о закреплении этого признака в резистоме [26]. Масштаб проблемы подтверждается анализом энтеробактерий из мяса птицы с резистентностью к тетрациклину у 90% изолятов [27], а также данными с животноводческих комплексов, где устойчивость варьировала от 13,3% для Klebsiella pneumoniae до 66,6% для Citrobacter freundii среди энтеробактерий и достигала 50% у энтерококков из объектов внешней среды [28]. Спектр резистентных микроорганизмов охватывает как грамотрицательные энтеробактерии, так и грамположительные комменсалы: лактобациллы от больных колибактериозом бройлеров демонстрировали высокую устойчивость к тетрациклину, коррелирующую со статусом здоровья птицы [29], тогда как возбудители зоонозов р. Campylobacter показывали чрезвычайно высокий уровень резистентности до 96%, опосредованный преимущественно геном tetO [30]. Важным механизмом персистенции служат биопленки в системах поения, обеспечивающие сохранение генов резистентности даже в условиях минимального антибиотического давления [24]. Показательно, что на органических фермах резистентность сохранялась на уровне 44,4%, причем гены tetA и tetB локализовались как на плазмидах, так и в хромосоме [31].

Феномен перекрестной резистентности усложняет эпидемиологическую картину. Экспериментальное исследование на цыплятах-бройлерах продемонстрировало, что применение энрофлоксацина (фторхинолон) вызывало более чем 1000-кратное увеличение экспрессии гена tetA, указывая на перекрестную резистентность между этими классами антибиотиков [32]. Экологические последствия проявлялись в том, что использование компоста из куриного помёта в качестве удобрения статистически значимо увеличивало долю устойчивых к тетрациклину штаммов почвенных актиномицетов [33].

Особую беспокоенность вызывает широкое распространение генов семейства tetX, опосредующих ферментативную инактивацию тигециклина – антибиотика резерва. Исследования в Турции выявили распространенность tetX4 в 19 % культур энтеробактерий, изолированных из кишечника бройлеров и куриного мяса [34], что коррелировало с метагеномными данными о широкой циркуляции генов tetX2, tetX3, tetX4 в помете и почве бройлерных ферм [35]. Эпидемиологическую опасность усиливает локализация tetX4 на конъюгативных плазмидах типа IncX1 и на высокомобильных кольцевых промежуточных элементах, что обеспечивает эффективный горизонтальный перенос между таксономически отдаленными видами. Все tetX4-положительные изоляты демонстрировали 100% фенотипическую устойчивость как к тигециклину, так и к классическим тетрациклинам [34, 36]. Системная ко-локализация с детерминантами множественной резистентности создает платформу для формирования панрезистентных фенотипов, особенно учитывая связь появления этой устойчивости с широким использованием доксициклина [34].

Гены резистентности к β-лактамным антибиотикам представляют одну из наиболее важных групп детерминант в микробиоме птиц, кодируя три ключевых типа ферментов: β-лактамазы расширенного спектра (БЛРС), β-лактамазы AmpC и карбапенемазы. Количественная оценка Baghdadi et al. продемонстрировала экстремально высокую концентрацию генов устойчивости к β-лактамам в птичьем помете – 8,24 × 10¹⁵ копий/г сухого вещества, что представило один из наивысших показателей среди всех классов ARG [18].

Среди генетических детерминант БЛРС в кишечнике птиц доминируют три основные семейства генов: bla_TEM, bla_CTX-M и bla_SHV, что коррелирует с чрезвычайно высокой фенотипической устойчивостью к цефалоспоринам III поколения [19, 37, 38]. Количество изолятов E. coli, продуцирующих БЛРС, может превышать 70 %, что свидетельствует об интенсивном селективном давлении [39]. Исследования на территории Российской Федерации демонстрировали сходную картину: анализ E. coli из птицеводческих хозяйств Пермского края выявил ген bla_TEM во всех группах изолятов, при этом более половины штаммов от больных кур несли bla_CTX-M, а в органических отходах 63,2% E. coli содержали β-лактамазу SHV-типа [40]. Экспериментальные данные подтверждают продукцию БЛРС у штаммов E. coli от цыплят-бройлеров с колибактериозом: гены bla_TEM выявлены у 71,4% изолятов, а CTX-M – у 57,1% [41]. Фенотипические проявления включали устойчивость к ампициллину у 74,1% штаммов E. coli и цефотаксиму у 17,8%, при этом сохранялась чувствительность к карбапенемам [26]. В изолятах из мяса птицы наблюдалась 100% резистентность энтеробактерий к пенициллинам при частичной чувствительности к комбинации амоксициллина с клавулановой кислотой и цефтазидиму [27, 42]. На объектах внешней среды животноводческих комплексов 37,5-38,4% энтеробактерий и до 66,6% Staphylococcus aureus демонстрировали устойчивость к β-лактамам [28].

Эпидемиологическое значение имеет циркуляция международного мультирезистентного клона Salmonella enterica подвид enterica серовар Kentucky ST198 (далее S. Kentucky ST198) на российских птицефермах. Филогенетический анализ выявил генетические кластеры штаммов, изолированных от птицы, из окружающей среды и кормов, доказывая клональное распространение. Основной механизм устойчивости связан с хромосомным геномным островом SGI1, несущим гены резистентности к β-лактамам (bla_TEM-1 у 5% штаммов), при этом у штаммов сублинии SLK-4 идентифицирован ген БЛРС bla_CTX-M-14, предположительно локализованный в структуре SGI1 [43]. Феномен перекрестной резистентности проявляется и здесь: применение энрофлоксацина у цыплят-бройлеров индуцирует значительный рост детерминант устойчивости к β-лактамам, в частности генов bla_SHV и ampC [32]. Вклад комменсальной микробиоты дополняет картину: лактобациллы от больных птиц демонстрировали устойчивость к ампициллину со статистически значимой положительной корреляцией с резистентностью к хлорамфениколу, эритромицину, тетрациклину и ванкомицину [29]. Наблюдалась временная динамика на органических фермах – гены bla_SHV, bla_CTX-M-1 и bla_TEM-1 выявлялись в больших концентрациях в фекалиях на начальном этапе выращивания с последующим снижением к концу цикла, указывая на роль материнского микробиома и вертикальной передачи [44].

Гены bla_CMY, преимущественно bla_CMY-2, представляют альтернативный механизм устойчивости к цефалоспоринам расширенного спектра, обнаруживаясь в исследованиях Chalmers et al. у 76-89% изолятов независимо от режима применения антибиотиков [45]. На органических фермах распространенность bla_CMY-2 достигала 63,75%, сопоставимо с конвенциональным производством [44]. Неоднократно зарегистрировано доминирование этих генов у суточных цыплят родительского стада, подтверждая занос резистентных штаммов из стран-поставщиков [37, 46]. Устойчивая циркуляция bla_CMY-2 даже в хозяйствах с минимальным использованием антибиотиков подчеркивает роль вертикальной передачи [47].

Ключевую роль в распространении генов резистентности, кодирующих БЛРС/AmpC (bla_CTX-M, bla_TEM, bla_CMY-2) играют эпидемические плазмиды, в частности IncI1-Iγ и IncF. Высокое сходство этих плазмид у энтеробактерий из мяса бройлеров с клиническими образцами от человека указывает на их потенциал для межвидовой передачи в рамках концепции «Единое здоровье» [48]. Исследования российских изолятов S. Kentucky ST198 выявили разнообразие плазмид типов IncX и Col, опосредующих передачу генов резистентности, включая qnrB19 и bla_CTX-M-14 [43]. Более половины штаммов птичьей патогенной E coli (Avian pathogenic E. coli, APEC) несли ген traJ – позитивный регулятор конъюгации, а 28,5% содержали участки интегронов 1-го класса, подчеркивая высокий потенциал горизонтального переноса [41].

Несмотря на запрет использования карбапенемов в животноводстве, выявление генов карбапенемаз (bla_OXA-48, bla_NDM, bla_IMP) в птицеводческих хозяйствах указывает на действие механизмов распространения, независимых от прямого селективного давления [49, 50]. Обнаружение штаммов, несущих bla_NDM-13 в составе плазмид типа IncFII, подчеркивает риск распространения резистентности к карбапенемам в системе «птицеферма-человек» [51]. Межсеротиповая диссеминация bla_NDM-5 среди S. enterica свидетельствует о горизонтальной передаче [52].

Резистентность к макролидам обусловлена тремя основными механизмами: модификацией мишени действия (23S рРНК), опосредованной в основном erm-генами; активным эффлюксом антибиотика, кодируемым генами mef и msr, и ферментативной инактивацией, связанной с генами ere и mph [53]. Количественная оценка выявила экстремально высокую концентрацию генов устойчивости к макролидам (erm) в птичьем помете – 7,72 × 10¹⁵ копий/г сухого вещества, что составило наивысший показатель среди всех типов животноводческого навоза и подчеркивает особую роль птицеводства как резервуара резистентности к макролидам [18].

В микробиоме птиц доминируют ermB, ermA и ermX, которые преимущественно характеризуются частой локализацией на мобильных генетических элементах [44, 54, 55]. Однако формирование резистома не ограничивается горизонтальным переносом. Для штаммов р. Bacillus, изолированных на птицефермах во Франции продемонстрирован вклад врожденных хромосомных детерминант: у B. licheniformis выявлен ген ermD. Причем эти гены не ассоциированы с мобильными элементами, что указывает на стабильный, видоспецифичный характер резистентности [56]. Для комменсальной микрофлоры показана выраженная зависимость профиля резистентности от статуса здоровья: штаммы р. Lactobacillus от здоровых птиц сохраняли чувствительность к эритромицину, тогда как изоляты от больных демонстрировали устойчивость со статистически значимой корреляцией с резистентностью к тетрациклину, указывая на ко-селекцию [29].

Резистентность к колистину представляет критическую угрозу, учитывая его статус антибиотика резерва. Плазмидные гены семейства mcr доминируют в спектре детерминант, при этом mcr-1 в некоторых регионах обнаруживался у 36,4% изолятов, а межвидовое распространение mcr-1 охватывало Proteus spp., Klebsiella spp., E. coli, Salmonella spp. и Enterobacter spp. [57, 58]. Важно, что 40,6-44,7% фенотипически устойчивых изолятов не содержали детектируемых генов mcr, указывая на значительный вклад альтернативных механизмов, включая хромосомные мутации в генах mgrB и pmrB/basS, идентифицированные у Klebsiella pneumoniae ST307 [31, 57]. Д.Г. Тюрина и соавт. выявили феномен перекрестной резистентности: применение энрофлоксацина у цыплят-бройлеров приводило к росту количества гена mcr-1, что ставит под сомнение эффективность комбинированного применения этих препаратов. При этом последующий прием колистина также индуцировал рост генов устойчивости к хинолонам, демонстрируя двунаправленную перекрестную резистентность [32]. Фенотипическая устойчивость к полимиксину выявлена среди почвенных актиномицетов из компоста и удобренной почвы [33]. В результате анализа пространственного распределения генов mcr продемонстрирована их циркуляция во всех экологических нишах на птицеферме [44], включая тушки после убоя, что подчеркивает риск передачи через пищевую цепь [47].

Резистентность к фторхинолонам представляет особую клиническую значимость, учитывая критическую роль этого класса в лечении тяжелых бактериальных инфекций у человека. Гены плазмидно-опосредованной резистентности к хинолонам (PMQR) включают три основные группы: qnr-гены (qnrA, qnrB, qnrS и др.), кодирующие белки защиты ДНК-гиразы и топоизомеразы IV от действия антибиотиков; ген aac(6')-Ib-cr, кодирующий ацетилтрансферазу, которая модифицирует и инактивирует ципрофлоксацин и норфлоксацин; гены эффлюксных насосов, такие как oqxAB и qepA, обеспечивающие активное выведение антибиотика из бактериальной клетки [59]. Наблюдается прямая корреляция между интенсивностью использования энрофлоксацина в птицеводстве и распространенностью PMQR-детерминант, что свидетельствует о селективном давлении [35, 60, 61]. Фенотипические исследования в разных странах выявили критические уровни резистентности изолятов E. coli к ципрофлоксацину до 64 % и энрофлоксацину до 57 %, что коррелирует с широкой циркуляцией плазмидных генов qnrS1, qnrB и qnrB4, характерных именно для птицеводческих изолятов [25, 31, 52].

Исследования российских авторов свидетельствуют о тревожной негативной динамике: доля штаммов E. coli, устойчивых к ципрофлоксацину, возросла с 47,4% до 75,9% в период 2010-2017 гг., при высокой устойчивости к левофлоксацину (43,2%), что связывается с длительным применением фторхинолонов [26]. В изолятах из мяса птицы резистентность к ципрофлоксацину выявлена у 20% энтеробактерий, а к моксифлоксацину – у 40% [27, 42]. На объектах внешней среды животноводческих комплексов резистентность к фторхинолонам была относительно низкой: лишь 1,2% Enterococcus faecalis с поверхностей и 5,2% Enterococcus faecium из почвы были устойчивы к ципрофлоксацину [28]. Основной механизм резистентности у российских штаммов S. Kentucky ST198 связан с хромосомными мутациями в генах gyrA и parC, наиболее частыми были мутации gyrA(S83F) и parC(S80I) (по 13,8%). У штаммов сублинии SLK-11 обнаружен плазмидный ген qnrB19 [43]. Более 20% E. coli из органических отходов несли гены qnrB и qnrS [40]. Экспериментально подтверждено, что применение энрофлоксацина у цыплят вызывало увеличение генов parC и parE, при этом последующий прием колистина (полимиксин) также индуцировал рост концентрации этих генов [32]. Метагеномные исследования на пицефермах разного типа в Италии выявили высокую распространенность генов qnrS до 76 %, сопровождаемого генами oqxA и oqxB, что указывает на устойчивую циркуляцию детерминант резистентности к хинолонам независимо от интенсивности применения антибиотиков [44, 47]. Примером неблагополучия служит 100% резистентность патогенной Escherichia albertii к фторхинолонам, выявленной на перепелиной ферме в России [62]. Особую тревогу вызывает ко-локализация qnr-генов с генами БЛРС на плазмидах типа IncF, создающая платформу для распространения множественной резистентности [63].

Резистентность к аминогликозидам базируется на широком спектре аминогликозид-модифицирующих ферментов (AME): ацетилтрансферазы (ген aac), нуклеотидилтрансферазы (гены ant/aad) и фосфотрансферазы (гены aph/aphA) [64]. Количественный анализ продемонстрировал доминирование аминогликозидных ARG в структуре резистома птичьего помета, составляя примерно 55% от всех детектированных генов с абсолютной концентрацией 2,77 × 10¹⁵ копий/г [18]. С высокой частотой выявлялись гены aph(3')-Ia (48,6%), aadA1, aadA2, aac(3)-VIa и aph(4)-Ia [52, 65]. Российские штаммы S. Kentucky ST198 демонстрировали устойчивость, опосредованную генами aac(3)-Id, aph(6)-Id, aph(3'')-Ib, aph(3')-Ia и aadA7, при этом ген aadA7 входил в характерный для острова SGI1 набор генов резистентности [43].

Отмечено значительное разнообразие этих детерминант в окружающей среде птицеферм: Shen et al. в почве идентифицировали 23 различных варианта ARG аминогликозидов, при этом их количество резко снижалось с увеличением расстояния от фермы, подтверждая роль птицехозяйства как точечного источника контаминации [61]. Примечательно, что высокое обилие генов устойчивости к аминогликозидам aadA, strB, aacC2 сохранялось даже при непостоянном обнаружении остатков самих антибиотиков, указывая на существование механизмов поддержания резистома, независимых от непосредственного селективного давления. Фенотипические проявления устойчивости E. coli достигали критических уровней: до 92,85% резистентности к неомицину, 64,6% – к гентамицину, при этом отдельные популяции K. pneumoniae демонстрировали 100% устойчивость [25, 66].

Однако исследования М.В. Кузнецовой и соавт. установили возможность снижения резистентности при прекращении использования аминогликозидов: при полном отказе: с 2013 года доля резистентных к гентамицину штаммов E. coli статистически значимо снизилась с 48,9% до 10,6%, а к амикацину – с 32,8% до 16,4%, что свидетельствует о возможности эффективной ротации антибиотиков [26]. На объектах внешней среды устойчивость варьировала в зависимости от вида бактерий и источника: в почве 21% E. faecium и 50% Enterobacter cloacae были устойчивы к гентамицину, в воде 100% штаммов E. cloacae и C. freundii демонстрировали устойчивость к канамицину и амикацину соответственно [28]. В изолятах из мяса птицы 90% энтеробактерий были резистентны к стрептомицину, а 70% демонстрировали промежуточную устойчивость к гентамицину [27, 42]. Примечательно, что даже при низкой фенотипической устойчивости к аминогликозидам бактерий р. Campylobacter, генетический анализ выявлял циркуляцию генов aph(3')-IIIa, aad9, ant(6)-Ia и sat4, причем эти гены часто ассоциированы с плазмидами [30]. Значимость плазмидной локализации генов, кодирующих AME, проявляется в их системной ко-локализации с детерминантами устойчивости к другим классам, формируя стабильные кластеры множественной лекарственной устойчивости (МЛУ) [31]. Хромосомные механизмы (мутация rrsD в гене 16S рРНК) дополняют плазмидный резистом [67].

Устойчивость к комбинации сульфаниламид-триметоприм характеризуется доминированием генов sul1, sul2, sul3 и dfrA, обеспечивающих фенотипическую резистентность от 64% до 100% бактериальных изолятов [25, 34, 52]. Российские штаммы S. Kentucky ST198 несут гены sul1 и sul2, а также dfrA14, при этом sul1 стабильно обнаруживается в составе острова SGI1, содержащего область МЛУ [43]. Фенотипические исследования показывают 100% резистентность изолятов E. coli из мяса птицы к триметоприму/сульфаметоксазолу [27, 42]. Концентрация генов устойчивости к сульфаниламидам составляла в исследованиях птичьего помета до 7,04 × 10⁹ копий/г, при этом остатки самих сульфаниламидов обнаруживаются в значительных концентрациях [18, 35]. Ключевой особенностью является частая интеграция генов sul в состав интегронов и их ко-локализация с другими детерминантами на плазмидах, обеспечивая стабильное поддержание даже при отсутствии прямого селективного давления [45].

Особую озабоченность вызывает широкое распространение МЛУ в российских птицеводческих хозяйствах. Среди штаммов E. coli мультирезистентные изоляты встречались у 18,8% здоровых птиц, у 75% кур с колибактериозом и у 73,7% в органических отходах, при этом детектировалось до 6 генов антибиотикорезистентности [40]. Установлена статистически значимая положительная корреляция между вирулентностью и антибиотикорезистентностью: штаммы APEC, несущие 3-4 гена вирулентности, в 64,3% демонстрировали устойчивость к пяти и более антибиотикам. Большинство E. coli несли комбинации генов-маркеров как экстраинтестинальных, так и интестинальных патогенов (85,7%), указывая на их высокий зоонозный потенциал [41]. Скрининг изолятов из мяса птицы выявил штаммы с МЛУ с частотой 27%, демонстрирующие одновременную резистентность к хинолонам/фторхинолонам и аминогликозидам [27]. Кластерный анализ почвенных актиномицетов показал, что изоляты из компоста формируют отдельный кластер с характерным профилем резистентности, при этом 37,5% изолятов демонстрировали МЛУ к шести и более антибактериальным препаратам. Использование компоста из куриного помёта статистически значимо повышало устойчивость к тетрациклинам, рифампицинам и хинолонам в агроценозах [33].

Критическое значение имеет выявление резистентности к гликопептидам (ванкомицину) – препаратам резерва. А.С. Метлевой и соавт. обнаружена устойчивость у 15,3% культур энтерококков, изолированных из объектов внешней среды животноводческих комплексов, что представляет серьезную угрозу для здоровья человека. Исследования продемонстрировали широкое распространение антибиотикорезистентных штаммов условно-патогенных микроорганизмов родов Enterococcus, Escherichia, Klebsiella, Citrobacter, Staphylococcus на всех объектах внешней среды птицеводческих комплексов, причем выявлена резистентность ко всем протестированным группам антибиотиков [28].

ЭКОЛОГИЧЕСКИЕ РЕЗЕРВУАРЫ ГЕНОВ АНТИБИОТИКОРЕЗИСТЕНТНОСТИ

Распространение и сохранение антибиотикорезистентности на птицефермах представляет собой сложный многоуровневый процесс, в котором взаимодействуют микробиологические, экологические и технологические факторы. Современные молекулярно-эпидемиологические исследования выявили два фундаментальных механизма персистенции резистома в условиях промышленного птицеводства: вертикальную передачу клональных штаммов и горизонтальное распространение генетических детерминант устойчивости посредством мобильных элементов. Критически важным является понимание того, что эти процессы не ограничиваются кишечным микробиомом птиц, но охватывают множественные экологические ниши – от инкубаторов до окружающей среды за пределами ферм, формируя единую взаимосвязанную систему циркуляции резистентности.

Продольные исследования убедительно продемонстрировали, что основным путем интродукции множественно-резистентных патогенов на птицефермы является поступление инфицированного молодняка из инкубаториев. Работа Korves et al. на органической бройлерной ферме показала, что клональные штаммы E. coli ST162, ST57 и K. pneumoniae ST307, несущие гены БЛРС и МЛУ, обнаруживались в меконии суточных цыплят при их прибытии и персистировали в течение всего производственного цикла. Экспериментальное подтверждение этой гипотезы было получено при смене поставщика: четвертое стадо, полученное из другого инкубатория, демонстрировало резкое снижение встречаемости резистентных энтеробактерий [31]. Аналогично, исследование Yousef et al. (2023) выявило высокую контаминацию различных экологических ниш инкубаторов: E. coli обнаруживалась в меконии (48,4%), на полах (42,1%), в клетках (35%), пробах воды (35,3%) и на руках персонала (26,3%). Примечательно, что тип инкубатора оказывал прямое влияние на уровень микробной нагрузки — в ручных системах распространенность достигала 57,1% против 33,3% в автоматических, что указывает на технологические факторы как модуляторы контаминации [68]. Piccirillo et al. показали высокую распространенность ARG в фекалиях цыплят в начале цикла выращивания, что позволяет предположить вертикальную передачу от родительского стада или ГПГ в инкубаторе и при транспортировке [44]. Даже в отсутствие текущего применения антибиотиков ранняя колонизация резистентными штаммами бактерий может создавать устойчивый фундамент для их последующего распространения в популяции.

Динамика накопления резистентных бактерий в течение производственного цикла следует четкой траектории. Ahmed et al. зафиксировали статистически значимое возрастание количества E. coli резистентных к цефалоспоринам в фекалиях с log₁₀ КОЕ/г на 1-й день до log₁₀ КОЕ/г к 28-му дню, при этом распространенность в образцах из объектов на ферме увеличилась с 20% до 85%, свидетельствуя о быстрой селекции и распространении резистентных клонов в производственных условиях [38]. Структурный анализ резистома выявил его зависимость от типа производства и стадии производственного цикла. Бройлерное производство, характеризующееся более интенсивным применением антимикробных препаратов, демонстрировало значимо более высокое обилие и разнообразие ARG по сравнению с производством яиц, что коррелирует с повышенными концентрациями остатков тетрациклинов (хлортетрациклина до 75 667 мкг/кг и доксициклина до 3 536,7 мкг/кг), фторхинолонов (энрофлоксацина до 10 700 мкг/кг) и макролидов в помете бройлеров [35, 61]. Временная динамика резистома несушек характеризовалось пиками количества ARG в критические фазы производства – инкубацию и период высокой яйценоскости, совпадающие с интенсивным применением антибиотиков, что указывает на быстрый ответ микробного сообщества на селективное давление [61]. На фермах органического птицеводства со свободным выгулом, несмотря на отсутствие терапевтического применения антибиотиков, сохранялась высокая распространенность генов резистентности к разным классам, включая карбапенемы, при этом их распределение демонстрировало четкую стратификацию по экологическим нишам: гены устойчивости к β-лактамам расширенного спектра были более обильны в фекалиях на начальном этапе выращивания, тогда как гены карбапенемаз (bla_NDM) циркулировали в питьевой воде и биопленках систем водоснабжения [44]. Эта пространственная и временная гетерогенность резистома отражает сложность селективных факторов и путей передачи, действующих в условиях птицеводческих хозяйств.

Вирусные коинфекции выступали как модулятор резистома. Установлено, что наличие лабораторно подтвержденных респираторных вирусных инфекций (болезнь Ньюкасла, инфекционный бронхит, птичий грипп) увеличивало риск выделения колистин-резистентных бактерий в 4,8 раза, что связывают с повреждением слизистых и иммуносупрессией, облегчающими бактериальную колонизацию. Напротив, ежедневная выбраковка больных птиц снижала риск [58]. Cреди штаммов от здоровых птиц мультирезистентные штаммы E. coli встречались в 18,8% случаев, тогда как среди изолятов от кур с признаками колибактериоза — в 75%, а в органических отходах — в 73,7% случаев [26].

Межвидовое взаимодействие в микробиоме также способствует персистенции резистентности. Khalid et al. выявили сильную положительную корреляцию между профилями устойчивости Lactobacillus spp. и APEC от больных птиц, свидетельствуя о ко-возникновении резистентности и потенциальном горизонтальном переносе между комменсальными и патогенными популяциями [29]. Идентифицированы некоторые пробиотические штаммы р. Lactobacillus, р. Limosilactobacillus как носители ARG, что указывает на потенциальный риск их использования [35]. Guéneau et al. показали, что у штаммов р. Bacillus с поверхностей птицеферм ARG являются хромосомными, врожденными для вида и не связаны с мобильными элементами, демонстрируя, что часть резистома представляет собой стабильный фоновый компонент экосистемы фермы [56]. Вместе с тем, возможность управления резистомом через модуляцию микробиоты открывает альтернативные стратегии контроля. Применение метапробиотика на основе бактерий р. Bacillus способствовало значительному снижению количества генов антибиотикорезистентности, особенно ampC и tetA [32].

Окружающая среда птичников является основным резервуаром, обеспечивающим персистенцию ARG и их передачу между последовательными циклами производства. В своем исследовании Leclercq et al. (2024), в которой экспериментально проверялись четыре гипотезы (вертикальная наследственная передача, приобретение ARG в инкубаторе, рециркуляция из среды выращивания и занос извне), убедительно доказали, что основным фактором сохранения E. coli с МЛУ на протяжении трёх поколений птицы является рециркуляция штаммов из окружающей среды помещений. Клональные штаммы систематически обнаруживались на поверхностях птичников после дезинфекции и до заселения новой партии, при этом вертикальная передача и заражение в инкубаторе исследователями были исключены. Примечательно, что этот механизм функционировал даже на ферме, где антибиотики не применялись в течение 10 лет, что указывает на независимость персистенции от текущего селективного давления антибиотиков [69]. БЛРС/AmpC-продуцирующие E. coli выживали после стандартной очистки и дезинфекции в 4 из 5 птичников, причем ключевыми резервуарами являлись труднодоступные места: трещины в бетонном полу, стыки пол-стена, сливы в тамбурах, шины тракторов и территория вокруг птичников. Более того, была зафиксирована передача идентичных штаммов между разными птичниками через общее оборудование. Высокое содержание БЛРС-продуцирующих энтерококков в пробах связывает циркуляцию ARG с остаточным органическим загрязнением и формированием защитных ниш [70]. Почва прилегающей территории, вода из децентрализованных источников водоснабжения и поверхности производственных объектов также участвуют в формировании замкнутого цикла циркуляции устойчивых микроорганизмов [28].

Формирование биопленок является центральным механизмом, обеспечивающим долгосрочное сохранение антибиотикорезистентных бактерий в условиях птицеводческих хозяйств. Биопленки создают защищенную микросреду, в которой бактерии приобретают толерантность к стрессовым воздействиям и противомикробным агентам. Биопленки в замкнутых системах водоснабжения служат "кумулятивным локусом" для E. coli, несущих ARG [24]. Sasoon et al. выявили, что 96,4% изолятов E. coli птицеводческого происхождения способны формировать мощные биопленки, что значительно превышает аналогичный показатель клинических изолятов и отражает адаптацию к условиям фермерской среды [25]. Ю.С. Поспеловой и соавт. у 67,8% изолятов E.coli был обнаружен ген upaG, который опосредует не только адгезию к клеткам хозяина, но и агрегацию бактерий и образование биопленок [41]. Структурная организация биопленок также способствует персистенции резистентности. Внеклеточная ДНК является элементом матрикса биопленок Bacillus licheniformis и Bacillus subtilis, выделенных с поверхностей птицеферм, и является потенциальным пулом генетической информации для горизонтального переноса [56].

Критическим аспектом является радикальное повышение толерантности биопленок к дезинфектантам, минимальная бактерицидная концентрация гипохлорита натрия для биопленок р. Salmonella в 4-8 раз превышала таковую для планктонных клеток. Более того, в ответ на осмотический стресс, имитирующий высыхание поверхностей, промышленные изоляты бактерий значительно усиливали образование биопленок и продукцию внеклеточного полисахаридного матрикса [71]. Это создает порочный круг: селекция устойчивых штаммов антибиотиками сопровождается усилением биопленкообразования, что обеспечивает их выживание после санитарной обработки.

Питьевая вода и система водоснабжения представляют собой специфический резервуар резистентности. Piccirillo et al. установили, что микробиом воды и биопленки в трубопроводах существенно отличался от фекального, но являлся резервуаром условно-патогенных бактерий сем. Comamonadaceae, Sphingomonadaceae, Staphylococcaceae и генов устойчивости, включая ermB, blaNDM и mcr-5. Биопленка служила стабильной средой для накопления ARG даже без прямого антимикробного давления, а трубопроводы выступали связующим звеном между животными и окружающей средой. Важным наблюдением является локализация генов blaNDM в питьевой воде и биопленках систем водоснабжения органических ферм при их отсутствии в фекалиях, что определяет системы водоснабжения как специфический резервуар и потенциальный вектор распространения резистентности к карбапенемам [44]. Данные российских исследователей подтверждают роль систем поения как важного резервуара и пути передачи энтеробактерий: в пробах воды бактерии выделялись более чем в 80% случаев [26].

Подстилка представляет собой сложную экологическую систему, отличающуюся от кишечного микробиома птиц и служащую важным звеном в обмене ARM и ARG между животными и окружающей средой. В исследованиях Pin Viso et al. таксономическое ядро подстилки включало 19 уникальных таксонов, не обнаруженных в кишечнике, включая устойчивые к солёности бактерии сем. Halomonadaceae и условно-патогенные бактерии сем. Corynebacteriaceae, сем. Sphingobacteriaceae, сем. Xanthomonadaceae [72]. Это подтверждает значительный вклад внешних источников таких как почва, вода и др., в формирование микробиома подстилки. Продемонстрирована способность патогенов персистировать в подстилке в течение всего производственного цикл. Мультирезистентный штамм S. enterica подвид enterica серовар Infantis (S. Infantis) сохранялся в модели, имитирующей подстилку, в течение 42 дней благодаря генетическим адаптациям, включая гены биопленкообразования (csgA, csgD), инвазии (invA) и стрессоустойчивости (RpoS), позволяющим переносить колебания pH, влажности и температуры. Важно, что местное микробное сообщество подстилки способно модулировать численность патогенов: наибольшее снижение количества S. Infantis наблюдалось на заключительном этапе откорма при увеличении общего разнообразия [73].

Процесс убоя представляет собой критическую точку для масштабной диссеминации ARG из кишечного микробиома птиц на туши и поверхности предприятий. Для микробиоты туш и поверхностей после убоя показано сходство по β-разнообразию, указывающее на перекрестную контаминацию. Рост микробной нагрузки и распространенности большинства ARG на поверхностях после убоя по сравнению с исходным уровнем подтвердил, что потрошение является ключевым этапом загрязнения. Примечательно обнаружение генов mcr и bla_NDM преимущественно на тушах и поверхностях при их отсутствии в фекалиях птиц, что позволяет предположить возможное антропогенное происхождение этих детерминант, связанное с персоналом. [47]. Полногеномное секвенирование позволило проследить пути распространения по производственной цепочке, были выявлены идентичные изоляты Campylobacter jejuni и Campylobacter coli на различных, не связанных фермах и в розничной торговле, доказывая передачу доминирующих клонов от ферм к потребителю. При этом 47% изолятов содержали плазмиды с генами устойчивости tetO и aph(3')-IIIa, свидетельствуя о потенциале горизонтального переноса [30]. Данные М.М. Сибиркиной и соавт. наглядно демонстрируют, что мясо птицы является значительным резервуаром и каналом передачи антибиотикорезистентных бактерий и генов. Выделенные из продукции штаммы E. coli и E. faecium с МЛУ встречались с частотой 27%. Энтерококки и энтеробактерии выступают не только как потенциальные патогены, но и как ключевой резервуар генов резистентности, способных к горизонтальному переносу вплоть до потребителя. Была также отмечена также контаминация на этапе продажи, что является дополнительным фактором риска распространения резистентности [27].

Сточные воды представляют собой нишу, аккумулирующую резистом из множественных источников на птицеферме. Williams et al. установили, что сточные воды обладают наибольшим разнообразием ARG, включая гены клинически значимых карбапенемаз. Однако исследователями было показано, что лишь 22% резистома городских сточных вод объясняется вкладом от птицы, что свидетельствует о наличии других значимых источников, в том числе других сельскохозяйственных животных. [74].

Использование птичьего помета в качестве удобрения представляет собой один из основных путей выхода резистома за пределы птицеферм и его интеграции в агроэкосистемы. МЛУ клоны E. coli и K. pneumoniae из помета обнаруживались в сельскохозяйственных почвах и на листовых овощах. Эффективность обработки навоза оказалась важной: 40-дневное хранение снижало контаминацию, тогда как быстрое внесение (через 4 дня) коррелировало с максимальной бактериальной нагрузкой. Однако даже 6-недельного срока оказалось недостаточно для полного устранения ARG, что подчеркивает устойчивость резистома к биодеградации [66].

Почва функционирует не только как пассивный реципиент, но и как самостоятельный резервуар: в результате исследования почв на удобренных и неудобренных пометом сельскохозяйственных полях обнаружены сходные клинически значимые изоляты бактерий, несущие гены устойчивости к β-лактамам (bla_TEM, bla_SHV) и фторхинолонам (qnrA, qnrB). Авторы предполагают, что перенос устойчивых бактерий и ARG происходит через эрозию почвы, поверхностный сток и воздушные потоки, чему способствует близкое расположение сельскохозяйственных участков. Это подтверждается тем, что на участке в 10 метрах от удобренного сходство микробиома и резистома было значительно выше, чем при удалении на 200 метров [75]. Роль в распространении ARG в почвенной среде играют мобильные генетические элементы, в частности транспозазы tnpA-02, tnpA-04 и tnpA-05, а также интеграз intI1 и intI2, с которыми была выявлена сильная положительная корреляция для большинства ARG [61, 75]. Исследования И.Г. Широких и соавт. подтверждают эту закономерность: компост на основе куриного помета служил мощным резервуаром антибиотикорезистентных бактерий р. Streptomyces, а в удобренной почве наблюдали значительное увеличение мультирезистентных изолятов с преимущественной устойчивостью к тетрациклинам, рифампицинам и хинолонам. Примечательно, что резистентные штаммы накапливались даже в почве под буртом компоста без прямого перемешивания, что объясняется просачиванием обогащенной влаги и последующим горизонтальным переносом в аутохтонные почвенныемикробные сообщества [33].

Химическая персистенция антибиотиков создает длительное селективное давление. Показано, что фторхинолоны сохраняются в почве минимум 112 дней, при этом обнаружение гена aac(6')Ib-cr после внесения загрязненного помета доказывает, что сельскохозяйственные предприятия являются прямым каналом передачи плазмидных генов, персистирующих независимо от деградации антибиотика [76]. Геологическая структура территории модулирует пути миграции ARG. Установлено, что в карстовых ландшафтах вымывание tetW и ermB в грунтовые воды превышало некарстовые на 1,5 порядка [77].

Распространение резистома выходит за пределы почвенных экосистем. Операция разбрасывания помета при удобрении сельскохозяйственных угодий генерирует мощную эмиссию бактерий и ARG в атмосферу [18]. Биологические векторы усиливают распространение резистома. Показано, что комнатные мухи Musca domestica являются активными механическими переносчиками и резервуарами штаммов микроорганизмов с МЛУ, в том числе на фермах [78]. Tawakol et al. установили роль перелетных птиц как трансграничных переносчиков бактерий р. Salmonella и E. coli с МЛУ. В результате генотипирования выявлено генетическое сходство между штаммами от диких птиц и из бройлерных ферм, демонстрируя прямой обмен клонами, минуя географические барьеры [79].

ПЕРСПЕКТИВНЫЕ НАПРАВЛЕНИЯ КОНТРОЛЯ РЕЗИСТОМА

Эффективный контроль резистома в птицеводческих хозяйствах требует комплексного подхода, объединяющего регуляторные меры, технологические инновации и системный мониторинг. Опыт отдельных стран демонстрирует высокую результативность целенаправленных ограничений применения критически важных антибиотиков. Запрет использования колистина в качестве кормовой добавки в Китае в 2017 году привел к существенному снижению концентрации остатков препарата и относительного количества гена устойчивости mcr-1, подтверждая обратимость селективного давления [80]. Аналогично, прекращение применения аминогликозидов способствовало статистически значимому снижению резистентности к гентамицину и амикацину среди штаммов E. coli, что указывает на эффективность стратегии ротации антимикробных препаратов и возможность целенаправленного управления резистомом [26].

Переход от профилактического массового применения антибиотиков к целенаправленной терапии на основе микробиологического мониторинга представляет собой фундаментальный элемент стратегии контроля. Однако, в условиях промышленного птицеводства России сегодня невозможно обойтись без применения антимикробных препаратов [81]. Перспективным направлением снижения селективного давления является внедрение альтернативных подходов профилактики инфекционных заболеваний. Например, пребиотики на основе рафинированных функциональных углеводов из дрожей р. Saccharomyces продемонстрировали способность полностью заменять кормовые антибиотики, обеспечивая подавление патогенов за счет их конкурентного исключения и стимуляции аутохтонной микрофлоры [82]. Особый интерес представляют метапробиотики на основе спорообразующих бактерий рода Bacillus, способные не только предотвращать колонизацию резистентными штаммами, но и активно снижать уровень генов антибиотикорезистентности. Механизм такого действия связывают с подавлением SOS-ответа бактерий, что снижает частоту мутаций и горизонтального переноса детерминант устойчивости [32].

Необходимо создание национальной системы непрерывного мониторинга резистентности, интегрирующей данные от инкубаторов, производственных объектов, готовой продукции и объектов окружающей среды [83]. Опыт ФГБУ «ВГНКИ» по использованию онлайн-платформы AMRcloud демонстрирует эффективность цифровых инструментов для систематизации и анализа данных эпиднадзора [84]. Необходима разработка стандартизированных протоколов с внедрением молекулярных методов для рутинного скрининга критически важных генов устойчивости в ключевых резервуарах.

Модернизация систем биобезопасности должна включать совершенствование протоколов дезинфекции с учетом способности резистентных штаммов персистировать в биопленках, оптимизацию систем водоснабжения и эффективную обработку помета перед использованием в качестве удобрения. Термическая обработка, контролируемое компостирование и анаэробное сбраживание органических отходов способны значительно редуцировать концентрации генов резистентности, минимизируя их миграцию в агроэкосистемы. Реализация междисциплинарного подхода к управлению резистомом позволит обеспечить не только снижение эпидемиологических и экологических рисков, но и устойчивость производственных систем в долгосрочной перспективе.

Заключение

Экологические резервуары генов антибиотикорезистентности на птицефермах формируют многоуровневую, взаимосвязанную систему, в которой каждый компонент – от инкубаторов до сточных вод, от биопленок в водопроводах до почв агроэкосистем – играет специфическую роль в поддержании и распространении резистома. Масштабы проблемы проявляются в экстремально высоких концентрациях генов резистентности, их широком разнообразии, включая гены к критически важным препаратам, и формировании множественно-резистентных фенотипов у клинически значимых патогенов. Особую тревогу вызывает циркуляция генов устойчивости к антибиотикам резерва (карбапенемы, колистин, тигециклин) даже в отсутствие их применения в птицеводческих хозяйствах. Этот факт свидетельствует о сложных путях передачи, включающих антропогенные, биологические и экологические векторы.

Неэффективность традиционных санитарных мероприятий, способность резистентных штаммов персистировать в биопленках, активный горизонтальный перенос генов с помощью эпидемических плазмид и ко-селекция под действием тяжелых металлов и биоцидов создают условия для долгосрочной циркуляции резистома даже без прямого давления антибиотиков. Дальнейшему распространению способствуют массовый вынос резистентных генов с пометом в агроэкосистемы, их атмосферная диссеминация, передача через биологические векторы и пищевую продукцию. В результате резистом выходит за пределы ферм и интегрируется в глобальную циркуляцию, создавая угрозу здоровью человека и экологической безопасности.

Для противодействия этой угрозе в рамках концепции «Единое здоровье» необходима консолидация усилий. Несмотря на методологический прогресс, обеспечивший беспрецедентное понимание структуры резистома, приоритетными задачами остаются изучение регуляции экспрессии генов резистентности, количественная оценка горизонтального переноса in situ и разработка прогностических моделей. Критически важным шагом является интеграция данных в системы эпиднадзора, что требует создания стандартизированных протоколов мониторинга и развертывания систем раннего предупреждения.

About the authors

Olga S. Chemisova

Don State Technical University

Email: chemisova@inbox.ru
ORCID iD: 0000-0002-4059-2878
SPIN-code: 1129-7436

Cand. Sci. (Biol.), Head of the laboratory "Collection of pathogenic microorganisms"

Russian Federation, building 6, 1 Gagarina Square, 344003, Rostov-on-Don, Russia

Darya A. Sedova

Don State Technical University

Email: dased0va@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-1194-7251
SPIN-code: 6197-7220

Senior Lecturer, Department of Bioengineering

Russian Federation, building 6, 1 Gagarina Square, 344003, Rostov-on-Don, Russia

Alina A. Sereda

Don State Technical University

Author for correspondence.
Email: alina.sereda2001@mail.ru
ORCID iD: 0009-0007-2130-0175
SPIN-code: 2638-2848

Graduate Student, Faculty of Bioengineering and Veterinary Medicine

Russian Federation, building 6, 1 Gagarina Square, 344003, Rostov-on-Don, Russia

Yuliia P. Gordeeva

Don State Technical University

Email: GordeevaYP@yandex.ru
ORCID iD: 0009-0003-0888-2861
SPIN-code: 1440-6753

Graduate Student, Faculty of Bioengineering and Veterinary Medicine

Russian Federation, building 6, 1 Gagarina Square, 344003, Rostov-on-Don, Russia

References

Supplementary files