Use of Demineralized Bone Matrix to Repair Damaged Long Bones with Significant Defects

Full Text

Проблема восстановления целости длинных костей с обширными диафизарными дефектами заключается в обеспечении оптимальных условий для течения репаративного остеогенеза.

Лечение травматических диафизарных дефектов и осложненной ими костной патологии проводится с помощью моно-или билокального дистракционно-компрессионного остеосинтеза. Метод в целом дает удовлетворительные результаты [4], однако он достаточно сложен в исполнении и, кроме того, нередко даже при строгом соблюдении методики исход лечения оказывается неудачным. В этих случаях в регенерате появляются очаги кровоизлияний, замещающиеся фиброзной и хрящевой тканью. Несоответствие темпов дистракции и процесса регенерации вызывает значительные дистрофические изменения в окружающих тканях, восстановление поврежденной кости затягивается на многие месяцы [9].

Другой способ лечения — свободная костная пластика. Для этого применяются массивный имплантат, временно замещающий дефект, костная крошка, обработанные различными физическими (замораживание, лиофилизация) и химическими (формалин, антисептики) методами. Возможные отторжения, медленное и неполное замещение имплантата, случаи позднего нагноения и переломов в области бывшего дефекта — отрицательные стороны данного способа лечения [5]. Продольная фрагментация имплантата из нативной аллокости несколько ускоряла процесс рассасывания, нарушая при этом жесткость фиксации [1].

В эксперименте исследовалась возможность стимулировать остеогенез различными органическими и неорганическими веществами и композитами. Гидроксиапатит, трикальцийфосфат, некоторые «стекла» обладают стимулирущим действием, однако в виде порошка в костном дефекте они малоэффективны — закрытия дефекта не происходит [10]. Использование поливинилпирролидона в различных формах также не приводит к желаемому результату: неуправляемое быстрое рассасывание его, слабая стимуляционная способность не позволяют восстановить структуру кости в области дефекта [2]. Попытка не допустить интерпозицию мягких тканей в зоне дефекта и создать благоприятные условия для регенерации с помощью трубки из политетрафторэтилена (надеваемой на отломки кости) оказалась безуспешной [14] из-за отсутствия остеоиндуктивных свойств у этого материала и методики имплантации, приводящей к образованию замыкательных пластинок на концах костных отломков.

В клинической практике широко применяется деминерализованный костный матрикс. Так, например, костным банком ЛНИИТО им. Р.Р. Вредена (Санкт-Петербург) только до 1984 г. выдано для практических целей 830 деминерализованных костных трансплантатов [7]. Продолжается совершенствование способов получения деминерализованного костного матрикса, его консервации, сохранения стимулирующих свойств [3]. Исследование деминерализованной кости и ее способности вызывать остеогенез ведется многие годы [11, 15].

Наиболее удачная, на наш взгляд, модель имплантата — трубчатая деминерализованная костная матрица с нанесенными на нее микроперфорациями, которую в эксперименте на кроликах помещали в дефект длинной кости [12]. Однако такой способ установки имплантата не позволяет процессам регенерации протекать достаточно быстро. Наличие относительно массивного деминерализованного матрикса в зоне построения новой кости тормозит формообразование. Восстановление происходит многостадийно, с образованием обширной костной мозоли.

Анализ представленных в литературе клинических и экспериментальных данных, а также собственного экспериментального материала позволил нам определить исходные условия для разработки более адекватной матрицы, предназначенной для восстановления поврежденных длинных костей в области значительных дефектов. Матрица должна препятствовать неупорядоченному костеобразованию в дефекте и заполнению всего дефекта новообразованной костью. Для этого необходимо: 1) обеспечить образование продольно ориентированной (органоспецифичной) кости только между свободными кортикальными частями дистального и проксимального костных отломков; 2) создать условия для функционирования костного мозга в области дефекта; 3) обеспечить свободную циркуляцию тканевой жидкости в области дефекта и миграцию предшественников костных клеток в зону остеогенеза; 4) полученная матрица должна обладать низкими антигенными свойствами и способностью к постепенному рассасыванию (в случае постоянного присутствия матрица должна быть абсолютно инертной по отношению к организму).

Материал и методы

Материалом в данной работе служила компактная ткань большеберцовых костей теленка.

Деминерализованный матрикс готовили по методике M.R. Urist (обработка 0,6 н соляной кислотой до полной деминерализации, определяемой рентгенографически) [15]. Проводили инертное обезвоживание деминерализованного матрикса с целью сохранения его объема. Для получения матриц из компактной кости использовали специальный инструментарий — костную фрезу для изготовления костной трубки заданных размеров [6] и микродрель с широкими пределами регулирования оборотов. Все процессы механической обработки кости и матрикса проводились при постоянном охлаждении образцов и инструмента.

Пористость компактной костной ткани и деминерализованного костного матрикса исследовали с помощью порометра Аккупор-9200.

Матрицы имели форму трубок с многочисленными просверленными отверстиями в стенках. Диаметр их составлял 2—3 мм, длина — 20~25 мм, диаметр канала в трубчатой матрице — 1~1,5 мм, диаметр отверстий в стенках — около 0,3 мм.

В эксперименте были использованы две группы кроликов породы шиншилла в возрасте 1 года, массой около 2,5 кг. У всех кроликов производили резекцию участка лучевой кости длиной 1 см в центральной части диафиза. У животных 1-й группы (16) в дефект кости помещали деминерализованный перфорированный трубчатый имплантат (рис. 1, а, б). Концевые участки матрицы по 5 мм вводили в костномозговые каналы дистального и проксимального костных отломков (рис. 1 и 2). Во 2-й (контрольной) группе (8 кроликов) костный дефект оставался незамещенным. Каждый месяц проводили рентгенографию оперированных конечностей, визуальный контроль области операции.

Животных выводили из эксперимента воздушной эмболизацией под наркозом через 1, 2 и 4 мес после операции. Оперированные конечности отсекали и исследовали с помощью световой микроскопии, сканирующей и трансмиссионной электронной микроскопии (электронные микроскопы СЭМ S-800 «Хитачи», Япония; ТЭМ ЕМ-902 «Карл Цейс», Германия).

Результаты и обсуждение

Через 30 дней после имплантации матрицы в костный дефект на ее поверхности между кортикальными частями дистального и проксимального костных отломков отмечалось образование слоя губчатой кости, покрытой продольно ориентированными коллагеновыми волокнами. Наблюдалась частичная очаговая резорбция имплантата.

К 60-му дню слой компактной кости соединял кортикальные части дистального и проксимального отломков, т.е. происходило восстановление целости кортикального слоя лучевой кости в области остеоэктомии. В костномозговом канале выявлялись остатки имплантата, окруженные костным мозгом. В некоторых препаратах обнаруживались «мостики» из компактной костной ткани внутри лучевой кости, расположенные перпендикулярно длинной оси кости и соединяющие кортикальную часть по диаметру (рис. 3).

 

Рис. 1. Схема модели трубчатого перфорированного им­плантата (а) и его установки (б). Имплантат помещен в дефект лучевой кости кролика (в).

 

Рис. 2. Фрагмент предплечья кролика, 1-й день после операции.

 

Рис. 3. Фрагмент предплечья кролика, 2 мес после опе­рации.a — гистологический срез (окраска по Ван-Гизону, ув. 10): ново­образованная кость (I) на месте костного дефекта, локальная консолидация лучевой и локтевой костей (II), остаток имплан­тата (III), внутрикостный мостик (IV); б — рентгенограмма.

 

Рис. 4. Фрагмент предплечья кролика, 4 мес после опе­рации.a — гистологический срез (окраска по Ван-Гизону, ув. 10): пол­ностью восстановлена лучевая кость. Кортикальная часть (I) и костный мозг (II), утолщение кортикальной части (III); б — рентгенограмма.

 

Через 120 дней наблюдалось полное восстановление поврежденной кости. Кортикальная часть новообразованного костного сегмента имела остеонную структуру, характерную для компактной костной ткани. Граница между этим сегментом и «старой» костью не определялась. В отдельных препаратах обнаруживалось утолщение кортикальной части новообразованного костного сегмента на границе с локтевой костью. Костный мозг полностью заполнял костномозговой канал новообразованного фрагмента и без видимых границ переходил в костный мозг дистальной и проксимальной части лучевой кости. Остатков имплантата в костномозговом канале не выявлялось (рис. 4).

В контрольной группе животных через 60 и 120 дней полноценного восстановления поврежденной кости не происходило. Костные регенераты, образовавшиеся у проксимального и дистального костных отломков, формировали свободные культи, лишь частично заполняя дефект. Таким образом, костная замыкательная пластинка закрывала костномозговой канал.

Полученные результаты подтвердили логичность обозначенных условий формирования полноценной костной структуры, необходимой для восстановления поврежденной кости. Из литературы известно, что деминерализованный костный матрикс легко резорбируеся и обладает выраженными остеоиндуктивными свойсвами [8, 13, 15], которые, вероятно, определяются наличием костного морфогенетического протеина. Следовательно, использование его в качестве исходного материала вполне оправданно как с теоретической точки зрения, так и с позиций многолетнего опыта применения в клинической практике [8]. Деминерализованный костный матрикс имеет неоспоримое преимущество перед другими биодеградируемыми материалами и тем более перед нерассасывающимися имплантатами.

Трубчатая форма и перфорированность матрицы обеспечивают возможность перемещения предшественников костных клеток из костного мозга дистального и проксимального отломков в область остеоэктомии. Однако восстановление полноценной структуры и функции поврежденной кости при установке в костный дефект деминерализованного перфорированного трубчатого костного имплантата, одинакового по диаметру с костными отломками, имеет достаточно длительный, многостадийный характер. Этот процесс проходит стадии образования соединительнотканной «муфты» вокруг имплантата, часть которой в дальнейшем перестраивается в губчатую и далее в компактную костную ткань. Эта костная мозоль выходит за естественные анатомические границы лучевой кости в области повреждения. Имплантат в определенной степени может препятствовать интрамедиарному костеобразованию между кортикальными частями костных отломков. Этот процесс будет пороходить полноценно только после резорбции имплантата. Последней стадией будет ремоделирование костной мозоли, образовавшейся в области повреждения, в органоспецифичную костную ткань и полноценную кость. При использовании предложенного в настоящей работе имплантата пространство между кортикальными частями дистального и проксимального отломков остается свободным и, кроме того, имеется направляющая поверхность для формирования нового кортикального слоя.

Таким образом, помещение в костный дефект трубчатого перфорированного имплантата из деминерализованного костного матрикса обеспечило формирование органоспецифичного костного регенерата и восстановление анатомически полноценной структуры поврежденной кости. Форма, материал и способ имплантации матрицы создали условия для образования продольно ориентированной компактной кости между свободными кортикальными частями дистального и проксимального костных отломков, а также для восстановления целости костного мозга в области дефекта и его интеграции с костным мозгом всей кости. Структура имплантата, имеющего многоуровневую широко разветвленную систему каналов, предполагает возможность свободной микроциркуляции тканевой жидкости и миграции предшественников костных клеток в зону остеогенеза.

Мы отдаем себе отчет в том, что данные, полученные на кроликах, не могут быть в полной мере экстраполированы на человеке. Однако в аналогичных экспериментах на собаках также получен положительный результат, что дает основание говорить о целесообразности клинических испытаний предложенного имплантата.

About the authors

N. P. Omelianenko

Central Institute of Traumatology and Orthopedics. N.N. Priorov

Author for correspondence.
Email: info@eco-vector.com
Russian Federation

N. N. Karpov

Central Institute of Traumatology and Orthopedics. N.N. Priorov

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation

I. V. Matveychuk

Research Center for Biological Structures NPO VILAR

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation, Moscow

A. I. Dorokhin

Central Institute of Traumatology and Orthopedics. N.N. Priorov

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation

References

Supplementary files