Mechanisms of development of temporal lobe epilepsy: clinical and experimental studies

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

Among the many forms of epilepsy, one of the most studied is epilepsy of the temporal lobe (temporal lobe epilepsy) associated with the pathology of the limbic system, and especially the hippocampus. Sections of the limbic system are the source of epileptic seizures in this form of the disease, which is confirmed by electroencephalographic data, including those obtained using embedded electrodes [81], and the clinical effectiveness of surgery. Removal of certain parts of the medial temporal cortex, including part of the hippocampus, can heal or reduce the frequency and severity of seizures [92]. On the basis of structural changes, two main types of epilepsy of the temporal lobe are distinguished: 1) with the presence of a volumetric process (tumor, congenital pathology, blood vessel aneurysm, hemorrhage) affecting the limbic system; 2) without the presence of clearly verified volumetric changes in the medial temporal lobe [23]. In the latter case, the only structural manifestation of temporal lobe epilepsy is hippocampal sclerosis. The name reflects the most striking morphological manifestations of the disease - the loss of neurons primarily in the CA1 and CA3 zones of the horn of the ammonia and the development of replacement gliosis. Intravital brain imaging using functional positron emission tomography, magnetic resonance imaging, and magneto-encephalography confirms changes in the hippocampus in temporal lobe epilepsy, usually in the form of a decrease in its volume [60]. There is also a positive correlation between intravital structural and biochemical (in particular, the number of AMPA-A receptors and the intensity of absorption of F-fluoro-2-deoxy-D-glucose) changes in the sclerosed hippocampus and data from the study of surgical material [75].

Full Text

Среди многих форм эпилепсии одной из наиболее изученных является эпилепсия височной доли (височная эпилепсия), связанная с патологией лимбической системы, и прежде всего гиппокампа. Источником эпилептических приступов при этой форме болезни служат отделы лимбической системы, что подтверждается электроэнцефалографическими данными, в том числе полученными с использованием внедренных электродов [81], и клинической эффективностью оперативного вмешательства. Удаление определенных отделов медиальной височной коры, в том числе части гиппокампа, способствует излечению или уменьшению частоты и тяжести приступов [92]. На основании структурных изменений выделяют два основных вида эпилепсии височной доли: 1) с наличием объемного процесса (опухоль, врожденная патология, аневризма кровеносного сосуда, кровоизлияние), затрагивающего лимбическую систему; 2) без наличия четко верифицированных объемных изменений в области медиальной височной доли [23]. В последнем случае единственным структурным проявлением височной эпилепсии является склероз гиппокампа. Название отражает наиболее яркие морфологические проявления болезни — утрату нейронов прежде всего в СА1 и СА3 зонах аммонова рога и развитие заместительного глиоза. Прижизненная визуализация мозга с использованием функциональной позитронно-эмиссионной томографии, магнито-резонансного сканирования, магнито-энцефалографии подтверждает изменения гиппокампа при височной эпилепсии обычно в виде уменьшения его объема [60]. Наблюдается также положительная корреляция между прижизненными структурными и биохимическими (в частности, число АМРА-А рецепторов и интенсивность поглощения F-флуоро-2-деокси-D-глюкозы) изменениями в склерозированном гиппокампе и данными исследования операционного материала [75].

Типичной морфологической чертой склероза гиппокампа является перестройка синаптических связей — в первую очередь изменения в ветвлении аксонов клеток-зерен зубчатой извилины с образованием обратных коллатералей, формирующих синапсы с дендритами этих же клеток во внутреннем молекулярном слое, что обозначается как спраутинг моховидных волокон (СМВ) [1]. Наличие ярких и довольно однотипных морфологических изменений в гиппокампе при эпилепсии порождает принципиальный вопрос — что первично? Являются ли изменения гиппокампа причиной развития эпилепсии и судорожных припадков или же гибель нейронов и межнейронные перестройки в гиппокампе — следствие многократно повторяющихся периодов перевозбуждения и судорог? Многочисленные клинико-морфологические и эпидемиологические исследования не позволяют однозначно ответить на этот вопрос, а их результаты легли в основу двух концепций [12, 47, 80]. Согласно одной из них, гибель нейронов и развитие глиоза происходят в результате длительно повторяющихся судорог, источником которых могут быть различные отделы головного мозга. Вторая концепция предполагает, что склероз гиппокампа является следствием патологического воздействия во время родов или в раннем детстве и в последующем приводит к развитию эпилепсии. Использование магнито-резонансного сканирования у детей с лихорадочным судорожным синдромом показало большое разнообразие изменений: наряду с отсутствием видимой патологии наблюдались признаки склероза гиппокампа, врожденная патология лимбической области, отек гиппокампа [80]. Дальнейшее наблюдение над детьми, у которых вначале определялся отек гиппокампа, а судороги продолжали регистрироваться длительное время после первоначального наблюдения, особенно при повышении температуры, показало развитие атрофии гиппокампа [80]. Сторонники обоих концепций согласны с тем, что длительный эпилептический анамнез сопровождается, как правило, более выраженными морфологическими перестройками в гиппокампе. Таким образом, подтверждается известное высказывание французского невропатолога У. Говерса (1881): «Судороги порождают судороги».

Первоначальная причина развития перевозбуждения группы нейронов и механизмы генерализации возбуждения в гиппокампе остаются неясными и составляют центральное звено в современной эпилептологии. Большое значение в выяснении механизмов развития и прогрессирования эпилепсии имеют экспериментальные подходы, среди которых наибольшее распространение получили киндлинг, каиновая и пилокарпиновая модели [4, 49, 77]. В основе этих моделей лежит перевозбуждение нейронов, приводящее к гибели клеток (каиновая и пилокарпиновая модели) или к перестройке межнейронных связей и снижению порога возбудимости нейронов и синхронизации их возбуждения. Общим патогенетическим звеном являются кальциевая перегрузка нейронов, активация ранних генов с последующей перестройкой ионных каналов, ветвлением отростков и апоптозом [29]. Схема динамики развития основных клеточных и субклеточных изменений при экспериментальной эпилепсии представлены на рис. 1.

 

Рис. 1. Временная последовательность основных изменений в гиппокампе при экспериментальной модели височной эпилепсии у крыс (по A.J. Cole, 2000).

 

Каиновая кислота служит агонистом каинатных рецепторов, относящихся наряду с АМРА и NMDA к ионотропным глутаматным рецепторам. Клонирование генов, ответственных за синтез субъединиц каинатных рецепторов, и получение “нокаутированных” мышей позволило показать, что в клетках-зернах и пирамидных нейронах зоны САЗ аммонова рога преобладают рецепторы с большим числом субъединицы GluR6. Именно эта субъединица ответственна за эпилептогенные эффекты каиновой кислоты [53]. Повреждение нейронов при введении каиновой кислоты во многом связано с активацией c-jun N-концевой киназой 3 (JNK 3). “Нокаутированные” мыши, не экспрессирующие эту киназу, отличаются устойчивостью к нейротоксическому влиянию каиновой кислоты [90]. Взаимосвязь GluR6 и JNK 3 зависит от белка PSD-95, находящегося в постсинаптических активных зонах и выполняющего якорную функцию для киназы, активирующей JNK 3 [68].

Значение другого вида глутаматных рецепторов— «быстрых» ионотропных АМРА рецепторов — в гибели нейронов при каиновой модели эпилепсии было установлено после выяснения молекулярной структуры этих рецепторов и механизма синтеза их субъединиц. Канал представляет собой гетеротетрамер, образованный субъединицами GluR1, GluR2, GluR3 и GluR4 в различном соотношении. Обычно ионные каналы АМРА рецепторов не пропускают ионы кальция, что обеспечивается субъединицей GluR2 (GluR-B) [61]. Способность GluR2 препятствовать прохождению ионов кальция определяется только одной аминокислотой — аргинином во втором гидрофобном трансмембранном домене. Причина такого отличия

GluR2 от других субъединиц рецептора связана с посттрансляционной модификацией РНК еще до ее процессинга [71]. Этот процесс осуществляется ферментом семейства аденозин деаминаз (ADAR 1), который способен деаминировать аденозин в инозин в участке РНК, образующим двойную спираль, одна из цепей которой сформирована интроном, причем направленные мутации в последнем приводят к нарушению редактирования РНК. Различные нейроны могут иметь каналы с разным числом GluR2, что будет отражаться в первую очередь на их способности пропускать ионы кальция в клетку. Так, пирамидные нейроны и клетки-зерна гиппокампа содержат каналы с большим числом субъединицы GluR2, в то время как в интернейронах преобладают каналы с низким содержанием этой субъединицы [48]. Гетерозиготные и гомозиготные мыши с неполноценной субъединицей GluR2, как и “нокаутированные” мыши без ADAR отличались спонтанным развитием судорожной активности и погибали в первые недели после рождения вследствие кальциевой перегрузки нейронов [35]. Снижение экспрессии GluR2 установлено в эксперименте при воздействии каиновой кислотой [27], а также в операционном материале [8].

Изменения, развивающиеся в нейронах гиппокампа, — следствие их перевозбуждения и зависят от состояния сигнальных путей нейрона. Одним из первых проявлений ответной реакции нейрона на внешнее воздействие является активация системы ранних генов. Число подобных генов довольно велико и, по-видимому, будет возрастать по мере выяснения молекулярных процессов, однако сегодня можно считать, что наиболее значимы среди них, с точки зрения развития эпилепсии, гены семейств fos, jun и krox [36, 83]. Конкретные механизмы влияния продуктов ранних генов полностью не выяснены. Показано, что у “нокаутированных” мышей без c-fos киндлинг развивается хуже, чем в контрольной линии животных, а отсутствие NGFI-А (транскрипционный фактор А, представитель семейства krox, индуцируемый фактором роста нервов (NGF) не влияет на развитие судорожной активности [93]. Поскольку гибель нейронов при эпилепсии служит одним из определяющих факторов развития болезни, нельзя не отметить, что многие ранние гены и связанные с ними компоненты сигнальных путей имеют непосредственное отношение к развитию как повреждающего, так и нейропротекторного эффекта. Так, известный транскрипционный фактор CREB имеет выраженный нейропротекторный эффект [84]. Активацией CREB при фосфорилировании аминокислотного остатка в области SER 133 авторы объясняют интересное наблюдение о защитном эффекте «обогащенной» среды обитания крыс против судорожной активности, вызванной каиновой кислотой [90].

В основе спонтанной судорожной активности нейронов могут лежать следующие взаимонеисключающие причины: 1) изменения рецепторно-ионных свойств плазматической мембраны; 2) усиление притока афферентных импульсов; 3) снижение тормозного влияния интернейронов [25]. Большая часть исследований посвящена анализу причин и механизмов снижения торможения глутаматных нейронов. Это связано как с исторической последовательностью развития концептуальных представлений, так и с тем, что многие лекарственные противосудорожные препараты являются агонистами ГАМК рецепторов. В разных отделах гиппокампа механизмы торможения нейронов могут различаться. Так, при пилокарпиновой модели эпилепсии ГАМКергическое торможение усилено в клетках-зернах зубчатой извилины, но снижено в пирамидных нейронах зоны СА1 [31]. Операционный материал, взятый у больных эпилепсией, показал, что экспрессия субъединиц ГАМК-А рецепторов различалась в пирамидных нейронах СА1 и СА3, а также клетках-зернах зубчатой извилины, что позволяет предположить существование различий в тормозном влиянии на эти нейроны [45]. Интересные данные получены в отношении торможения в зоне СА1 аммонова рога в каиновой и пилокарпиновой моделях эпилепсии — наблюдались снижение тормозного влияния в дендритах и повышение ингибиции тела пирамидных нейронов [14]. Такую особенность авторы объясняют избирательной гибелью тормозных вставочных нейронов, что приводит к снижению уровня спонтанной возбудимости клеток.

СМВ рассматривается как одна из основных причин возникновения спонтанной судорожной активности в клетках-зернах зубчатой извилины гиппокампа. При СМВ изменяются также характеристики тормозных ГАМК-А-рецепторов (возможно, и метаботропных ГАМК-В рецепторов) клеток-зерен. Плотность рецепторов значительно повышается [32], меняются также их функциональные свойства, в том числе значительно (почти в 2 раза) повышается способность ионов цинка блокировать их активность [11]. Блокада ГАМК-А рецепторов в возвратных коллатералях моховидных волокон ионами цинка показана также на операционном материале, полученном у больных с эпилепсией [73]. Последние наблюдения послужили основанием для гипотезы о выделяющемся в большом объеме из аксонов клеток-зерен цинке как причине снижения тормозного контроля клеток-зерен и развития вследствие этого судорожной активности [15]. “Нокаутированные” мыши, не содержащие один из видов трансмембранного переносчика цинка (ZnT3), оказались более лабильными к воздействию каиновой кислоты: выраженность судорог и повреждений нейронов у животных этой линии была выше, чем в исходной [13]. Следует отметить, что аксоны клеток-зерен отличаются очень высокой концентрацией ионов цинка. Именно по идентификации цинка после открытия методики гистохимического выявления тяжелых металлов по Timm впервые было показано существование СМВ при эпилепсии [28].

ГАМК-А-рецепторы являются гетерогенными полимерами и состоят из нескольких субъединиц, соотношение которых в разных рецепторах даже одной клетки варьирует [87]. Клонирование генов и анализ экспрессии разных субъединиц в модельных условиях позволили установить некоторые закономерности работы этих рецепторов и значение конкретного соотношения субъединиц для деятельности нейронов. В клетках-зернах у животных с эпилепсией снижается уровень мРНК α1-субъединицы и повышается содержание мРНК α4-субъединицы [10]. Кроме того, высокочастотная стимуляция ГАМК-А-рецепторов может приводить к парадоксальной реакции возбуждения нейронов вместо их торможения вследствие повышения выхода бикарбонатных ионов, компенсирующих эффекты входящих ионов хлора [74].

Кроме высокого содержания цинка клетки-зерна отличаются выраженной экспрессией динорфина — белка, влияющего на многие виды опиатных рецепторов и имеющего высокую аффинность к k-опиатным рецепторам [91]. Иммуногистохимическое определение динорфина, наряду с реакцией по Timm, признается достоверным критерием СМВ [62]. Динорфин способен оказывать нейропротекторный эффект вследствие уменьшения входа ионов кальция [33] и снижения выделения глутамата при возбуждении синапсов [76]. На операционном материале при эпилепсии было показано, что при выраженном СМВ динорфин не способен блокировать Са2+-каналы клеток-зерен, по-видимому, вследствие утраты ими к-рецепторов [39], что способствует перевозбуждению и синхронизации возбуждения в этой популяции нейронов.

В чем причина развития СМВ? В последнее время особое внимание уделяют активизации нейроногенеза при эпилепсии и измененным свойствам вновь образованных клеток-зерен. В норме предшественники клеток-зерен встраиваются в зубчатую извилину, а их аксоны растут в направлении СА3 и интернейронов хилуса. При эпилепсии, как полагали, именно эти вновь образовавшиеся нейроны вследствие нарушений в росте аксонов как раз и образуют обратные коллатерали. В пилокарпиновой модели эпилепсии многие нейроны, образовавшиеся во время судорожных припадков и соответствующие по электрофизиологическим параметрам клеткам-зернам, находятся в области хилуса, отличаются высоким содержанием кальбайндина D28K, повышенной возбудимостью, а их отростки образуют синаптические контакты с клетками-зернами [18].

Следует отметить, что кальбайндин D28K является кальций-связывающим белком и наряду с парвальбумином, кальретинином, белком S100 рассматривается как белок, «защищающий» клетки от кальциевых перегрузок [5]. Существование определенных взаимоотношений между экспрессией кальций-связывающих белков и уровнем кальция в нейронах было показано при анализе соотношения кальбайндин D28- и парвальбумин-иммунореактивности и числа АМРА рецепторов с «кальций-непропускающей» субъединицей GluR2. Оказалось, что экспрессия этих белков выше в клетках с минимальным содержанием GluR2 [40].

Среди многих факторов, участвующих в перестройке синаптических связей гиппокампа при эпилепсии, большое значение в последнее время придается тканевому активатору плазминогена (тАП). Наиболее ярко его роль в деятельности нейронов была впервые показана при исследованиях длительной синаптической потенциации (ДСП) в гиппокампе [65]. Оказалось, что ген тАП относится к ранним генам и служит необходимым звеном внутриклеточной сигнальной, системы в реализации поздней фазы ДСП [65]. Он является внеклеточной сериновой протеазой, наиболее известный субстрат которой плазминоген (ПГ) расщепляется тАП с образованием активного плазмина, способного влиять на многие компоненты внеклеточного матрикса. В ЦНС тАП синтезируется нейронами и клетками микроглии, а плазминоген — только нейронами [78]. Роль тАП в генезе эпилептогенных изменений может быть двоякой: во-первых, инициация процессов, приводящих к гибели нейронов, и во-вторых, участие в перестройке межнейронных связей, в частности в СМВ. Убедительное подтверждение участия тАП и ПГ в повреждении нейронов было получено на “нокаутированных” тАП (-/-) и ПГ (-/-) мышах. У тАП (-/-) и ПГ (-/-) мышей повреждение нейронов при введении каиновой кислоты было значительно менее выраженным, чем в исходной линии [78]. Нейротоксический эффект тАП определяется нарушением связи нейронов с компонентами внеклеточного матрикса, прежде всего с ламинином, деградирующим под влиянием плазмина [86], а также лизисом молекул клеточной адгезии нейронов (МКАН) [22]. Изменения внеклеточного матрикса под влиянием плазмина оказывают непосредственное влияние на ветвление и направленный рост аксонов.

Одним из компонентов внеклеточного матрикса, ответственных за этот эффект, является DSD-1-PG/фосфакан—представитель хондроитинсульфат протеогликанов, которые служат лигандами МКАН. В результате детальных исследований на тАП (-/-) и ПГ (-/-) мышах было показано, что плазмин способен лизировать DSD-1-PG/фосфакан (но не другие представители этого класса протеогликанов, например нейрокан). DSD-1-PG/фосфакан не поддерживает рост аксонов клеток-зерен зубчатой извилины, а СМВ значительно редуцирован у тАП (-/-), но не у ПГ (-/-) мышей [89]. Авторы полагают, что при развитии СМВ тАП выделяется из конуса роста аксонов, активирует плазминоген, который, в свою очередь, разрушает DSD-1 -PG/фосфакан, делая тем самым МКАН доступными для конусов роста, что способствует росту аксонов. Следует отметить, что имеется мощная система ингибиции тАП — так называемые серпины, в частности протеаза нексин 1 (PN-1), нейросерпин (NSP), ингибитор активатора плазминогена (PAI-1), способные образовывать стабильные комплексы с сериновыми протеазами, блокируя их ферментативную активность. В свою очередь, экспрессия серпинов во многом зависит от трансформирующего фактора роста бета 1 (TGFb1) [79].

Большое значение в СМВ играют молекулы клеточной адгезии нейронов (МКАН), связанные с полисиаловыми кислотами (пСК-МКАН). Эта форма МКАН преобладает в эмбриональном периоде и имеет большое значение в развитии цито- и миелоархитектоники нервной системы, контролируя адресную миграцию клеток и направленный рост аксонов и дендритов [67]. В зрелой ЦНС пСК-МКАН обнаруживаются только в некоторых отделах головного мозга, где сохраняется деление предшественников нервных клеток, в частности в юных клетках-зернах зубчатой извилины гиппокампа [72]. Большое значение пСК-МКАН имеет в процессах, определяющих пластичность нервной системы. При снижении их содержания (введение специфического литического фермента эндонейраминидазы) или отсутствии у животных (“нокаутированные” мыши) наблюдаются нарушения памяти, обучения, процессов длительной синпатической потенциации и торможения в гиппокампе [6, 55]. Гистологически в этих случаях отмечены усиленная арборизация моховидных волокон, их дефасцикуляция, образование большого числа синапсов нетипичной локализации в области СА3 аммонова рога [16]. При височной эпилепсии на операционном материале также установлено повышение иммунореактивности на пСК-МКАН в молекулярном слое зубчатой извилины, куда врастают возвратные коллатерали клеток-зерен [51].

Одним из возможных механизмов участия пСК-МКАН в регуляции пластичности нервной ткани может являться их способность взаимодействовать с мозговым нейротрофическим фактором (BDNF) и инициировать внутриклеточные сигнальных пути этого лиганда [54]. Ростовым факторам придается большое значение как в развитии СМВ, так и в изменениях свойств других типов нейронов гиппокампа при эпилепсии [38]. Показано, что при возбуждении клеток-зерен (при многих экспериментальных моделях эпилепсии и в операционном материале) наблюдается значительное повышение экспрессии BDNF, NGF, фактора роста фибробластов (FGF) и нейротрофина-3 (NT-3) [37]. Экспрессия BDNF начинается очень быстро после возбуждения нейронов и поэтому не без основания ген BDNF относят к ранним генам [83]. У гетерозиготных мышей с резко сниженным содержанием BDNF (+/-) и NT-3 (+/-) развитие киндлинга существенно замедляется [21, 41], однако СМВ в BDNF (+/-) мышах не отличается от контрольных нормальных мышей [41]. Показано также, что BDNF при эпилепсии способствует экспрессии нейропептида Y в клетках-зернах [58], а аппликация BDNF на срезы гиппокампа от животных со СМВ приводит к возникновению спонтанных судорожных разрядов в зубчатой извилине [69].

Параллельно с экспрессией факторов роста при эпилепсии наблюдается повышенная экспрессия тирозинкиназных рецепторов (Trk), в частности в клетках-зернах, что позволяет предположить возможность ауто- или паракринного влияния их лигандов [21]. Основное значение при эпилепсии имеют рецепторы TrkB. Подтверждением их роли в развитии судорожного синдрома могут служить эксперименты с введением в желудочки мозга своеобразных антител, так называемых “рецепторных телец”, представляющих собой дивалентные гомодимеры, имеющие места связывания для лигандов, в частности для BDNF, и выполняющих таким образом роль искусственных рецепторов, связывающих лиганд. В этом случае наблюдалось выраженное угнетение киндлинга, а введение “рецепторных телец” к другим типам рецепторов Trk не влияло на его развитие [7].

Ярким проявлением компенсаторных изменений в зубчатой извилине при эпилепсии является значительное повышение экспрессии нейропептида Y (NPY) в клетках-зернах. В норме NPY определяется только в некоторых интернейронах хилуса гиппокампа и отсутствует в клетках-зернах. При СМВ NPY обнаруживается в возвратных коллатералях аксонов, и его распределение аналогично локализации осадка при реакции на тяжелые металлы по Timm [46]. Полагают, что экспрессия NPY служит защитным механизмом от кальциевой перегрузки при перевозбуждении нейронов. “Нокаутированные” мыши без NPY менее устойчивы к эпилептогенным воздействиям [19], а введение NPY в гиппокамп ингибирует судорожную активность [88]. Антисудорожное действие NPY может быть связано с влиянием как на пресинаптические NPY-Y2 рецепторы, ингибирующие выделение глутамата, так и на NPY-Y1 рецепторы (в пре- и постсинаптической структуре), уменьшающие вход ионов кальция и выделение глутамата [82]. В экспрессии NPY, как полагают, большое значение имеет BDNF, и его защитный эффект во многом опосредуется NPY [66].

Большое число исследований посвящено анализу экспрессии белка GAP-43, принимающему участие в росте отростков нейронов и являющемуся маркером конусов роста. В экспериментальном и операционном материале при эпилепсии значительно возрастает экспрессия мРНК и белка GAP-43 в клетках-зернах, причем максимальный уровень иммунореактивности совпадал с областями, где развивается спраутинг аксонов клеток-зерен [63]. Экспрессия GAP-43 зависит от возбуждения нейронов и уровня ионов кальция, поскольку ингибируется введением блокаторов NMDA рецепторов [50]. В гетерозиготных мышах с повышенной экспрессией GAP-43 СМВ развивается спонтанно даже без возбуждения клеток-зерен [2].

Как уже отмечалось, избирательная гибель нейронов является типичной чертой эпилепсии. Среди многих факторов, которые могут иметь значение в повреждении нервных клеток, большое внимание уделяется оксиду азота (NO) — высокоактивному межклеточному посреднику в нервной системе. Хотя данные о роли NO в реализации судорожной активности не всегда однозначны, тем не менее большинство исследований подтверждают проэпилептогенный эффект ингибиторов NO синтазы и защитный эффект при введении субстрата (1-аргинина) для продукции NO [30]. Подобные эффекты объясняют образованием при эпилепсии большего количества NO, оказывающего нейротоксический эффект [56], а также усилением кровотока и развитием окислительного стресса с образованием реактивных форм кислорода [52].

Широкое внедрение в эксперимент генетически модифицированных линий мышей и различия между линиями животных в степени повреждения нейронов, интенсивности судорожного синдрома, развитии СМВ позволяют картировать гены, ответственные за устойчивость или лабильность линии мышей. Так, было показано, что за повышенную лабильность животных к эпилептогенному эффекту препаратов ответственны определенные области 5 и 1-й хромосом [24]. В «эпилептогенных» линиях мышей (например, DBA/2, EL, ducky, lathergic, stargaze, tottering) установлены гены и характер мутаций, которые приводят к повышенной спонтанной возбудимости и судорожной активности. Многие из этих мутаций (спонтанных или индуцированных) затрагивают ионные каналы, рецепторы или компоненты основных сигнальных путей [26, 64].

Участие астроцитов в развитии и поддержании судорожной активности нейронов привлекает большое внимание исследователей [34]. Значение астроцитов в этих процессах связано прежде всего с тем, что они, обладая системами активного и пассивного трансмембранного транспорта для многих ионов и нейроактивных агентов, как и рецепторами к большинству нейротропных веществ, играют весьма большую роль в регуляции ионного гемеостаза и уровня нейромедиаторов, в первую очередь, ионов калия и глутамата, в перинейрональном межклеточном пространстве, объем которого они также контролируют. Кроме того, астроциты являются источником большого числа нейроактивных веществ — цитокинов и нейротрофических факторов, влияющих на рост и арборизацию отростков нейронов.

Основное значение в регуляции поглощения ионов калия имеют блокирующиеся барием входящие выпрямляющие калиевые каналы (I Kir). При эпилепсии в области глиоза в астроцитах снижается активность этих каналов, что может отражать уменьшение буферных свойств клеток [34]. Для буферных свойств астроцитов в отношении калия большое значение имеет протяженная межклеточная связь посредством щелевых контактов, что позволяет равномерно распределять ионы в большом объеме клеток и устранять в клеточных ансамблях перепады в концентрации этого иона вследствие нейронной активности [3]. Вопрос о способности реактивных астроцитов поддерживать калиевый баланс имеет принципиальное значение, и долгое время считалось, что компенсаторные способности реактивных астроцитов снижены. Однако последние исследования показывают, что реактивные астроциты в зоне СА1 гиппокампа после развития глиоза вследствие введения каиновой кислоты способны поглощать ионы калия в значительных количествах [85]. Кроме того, реактивные астроциты связаны между собой большим числом щелевых контактов, что увеличивает их буферную способность. Следует отметить, что повышение числа щелевых контактов отмечено также на операционном материале, полученном у больных [43]. Еще одним отличием астроцитов при эпилепсии является появление клеток с потенциалзависимыми каналами [9]. Такие астроциты обнаруживаются и в нормальных условиях и обозначаются как «активные», в отличие от «пассивных», лишенных потенциал-зависимых каналов. Следует отметить, что и в норме в гиппокампе астроциты не составляют однородную популяцию — в зоне СА1 преобладают «активные», а в СА3 —«пассивные» клетки [17], что свидетельствует об участии этих видов астроцитов в защите нейронов от токсических воздействий.

Значений астроцитов при эпилепсии может проявляться в синтезе трофических факторов, участвующих в росте и арборизации отростков нейронов. Так, на операционном материале, полученном у больных с эпилепсией, показано выраженное усиление экспрессии и секреции тенасцина С, компонента внеклеточного матрикса, необходимого для направленного роста и ветвления аксонов [70]. Максимальное повышение иммунореактивности зарегистрировано в области ветвления аксонов зернистых нейронов зубчатой извилины. Астроциты также могут экспрессировать пСК-МКАН [59], которые, как уже отмечалось, определяют рост аксонов клеток-зерен. Кроме того, астроциты могут синтезировать нейротрофические факторы семейства трансформирующего фактора роста бета (TGF-beta), в частности нейртурин (NTN) и глиальный нейротрофический фактор (GDNF) [42, 44]. При развитии киндлинга экспрессия этих факторов повышается, а “нокаутированные” мыши без рецептора к этим факторам оказались более устойчивыми к развитию судорожной активности [57].

Накопленные многочисленные данные не позволяют однозначно утверждать, что то или иное изменение является необходимым условием развития спонтанной судорожной активности в гиппокампе. По-видимому, в основе возникновения эпилептических приступов лежит сочетание многих факторов и условий, причем в разных случаях (вид животного, использованная модель, клинический случай) могут быть разные сочетания и/или преобладание того или иного ведущего звена. Весомые достижения в генетике, молекулярной и клеточной биологии и межклеточных взаимоотношений принципиально меняют методологию научных исследований в области эпилепсии (рис. 2) и позволяют надеяться на прогресс не только в познании механизмов, но и в терапии эпилептического судорожного синдрома. Как одно из последних достижений в этом направлении можно выделить успешное экспериментальное использование вакцины, состоящей из аденовируса и связанного с ним гена субъединицы NR1 NMDA-рецептора [20]. Пероральное введение вакцины крысам приводило к выработке аутоантител к данной субъединице рецептора и способствовало нейро-протекторному эффекту при эпилепсии и ишемии головного мозга.

 

Рис. 2. Две стратегии в изучении эпилепсии: А – «классическая» - до 90-х годов, Б – современная – с 90-х годов (по Delgado – Escnto et al., 1999).

×

About the authors

O. P. Balykova

Columbia University; Mordovia State University N.P. Ogareva; Kazan State Medical University

Author for correspondence.
Email: info@eco-vector.com
United States, New York; Saransk; Kazan

N. P. Shikhanov

Columbia University; Mordovia State University N.P. Ogareva; Kazan State Medical University

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation, New York; Saransk; Kazan

V. S. Inozemtseva

Columbia University; Mordovia State University N.P. Ogareva; Kazan State Medical University

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation, New York; Saransk; Kazan

A. A. Sosunov

Columbia University; Mordovia State University N.P. Ogareva; Kazan State Medical University

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation, New York; Saransk; Kazan

G. McKhann

Columbia University; Mordovia State University N.P. Ogareva; Kazan State Medical University

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation, New York; Saransk; Kazan

Yu. A. Chelyshev

Columbia University; Mordovia State University N.P. Ogareva; Kazan State Medical University

Email: info@eco-vector.com
Russian Federation, New York; Saransk; Kazan

References

  1. Чепурнов С.А., Чепурнова Н.Е. // Успехи физиол. наук. — 1997.—Т. 28.—С. 3—50.
  2. Aigner L., Arber S., Kapfhammer J.P. et al. // Cell. — 1995. — Vol. 83. — P. 269—78.
  3. Araque A., Parpura V., Sanzgiri R.P. et al. // Trends Neurosci. — 1999. — Vol. 22. — P. 208—215.
  4. Avanzini G., Moshe S.L., Schwartzkroin P.A. et al. Animal models of localization-related epilepsy. In: Epilepsy: A comprehensive textbook. / Ed. J. Engel and T.A. Pedley. — Philadelphia, Lippincott-Raven Publishers, 1997. — P. 427—442.
  5. Baimbridge K.G., Celio M.R., Rogers J.H. // Trends Neurosci. — 1992. —Vol. 15. — P. 303—308.
  6. Becker C.G., Artola A., Gerardy-Schahn R. et al. // J. Neurosci. — 1996. — P. 143—152.
  7. Binder D.K., Routbort M.J., McNamara J.O. // J. Neurosci. — 1999. — Vol. 19. — P. 4616—4626.
  8. Blumcke I., Beck H., Scheffler B. et al. // Acta Neuropathol. — 1996. — Vol. 92. — P. 576—87.
  9. Bordey A., Sontheimer H. // Epilepsy Res. — 1998. — Vol. 32. — P. 286—303.
  10. Brooks—Kayal A.R., Shumate M.D., Jin H. et al. // J. Neurosci. — 1999. — P. 8312—8318.
  11. Buhl E.H., Otis T.S., Mody I. // Science. — 1996. - Vol. 271. — P. 369—373.
  12. Cole A.J. // Epilepsia. 2000. — Vol. 41. — P. S13—22.
  13. Cole T.B., Robbins C.A., Wenzel H.J. et al. // Epilepsy Res. — 2000. — Vol. 39. — P. 53—69.
  14. Cossart R., Dinocourt C., Hirsch J.C. et al. // Nat. Neurosci. — 2001. — Vol. 4. — P. 52—62.
  15. Coulter D.A. //Epilepsia. — 2000. — Vol. 41. —P. S96—99.
  16. Cremer H., Chazal G., Lledo P.M. et al. // Int. J. Dev. Neurosci. — 2000. — Vol. 18. — P. 213—220.
  17. D’Ambrosio R., Wenzel J., Schwartzkroin P.A. et al. // J. Neurosci. — 1998. — Vol. 18. — P. 4425—4438.
  18. Dashtipour K., Tran P.H., Okazaki M.M., Nadler J.V., Ribak C.E. // Brain Res. — 2001. — Vol. 890. — P. 261—271.
  19. DePrato Primeaux S., Holmes P.V., Martin R.J. et al. //Neurosci. Lett. — 2000. — Vol. 287. — P. 61—64.
  20. During M.J., Symes C.W., Lawlor P.A. et al. // Science. — 2000. — Vol. 287. — P. 1453—1460.
  21. Elmer E., Kokaia M., Ernfors P. et al. // Exp. Neurol. — 1997. — Vol. 145. — P. 93—103.
  22. Endo A., Nagai N., Urano T. et al. // Neurosci Res. — 1999.— Vol. 33.—P. 1—8.
  23. Engel J. Jr. // Epilepsy Res. — 1996. — Vol.26. — P.141—150.
  24. Ferraro T.N., Golden G.T., Smith G.G. et al. // J. Neurosci. — 1999. — Vol. 19. — P. 6733—6739.
  25. Fisher P.D., Sperber E.F., Moshe S.L. // Brain Dev. — 1998. — Vol. 20. — P. 563—573.
  26. Fletcher C.F., Frankel W.N. // Hum. Mol. Genet. — 1999. — Vol. 8. — P. 1907—1912.
  27. Friedman L.K., Pellegrini—Giampietro D.E., Sperber E.F. et al. // J. Neurosci. — 1994. — Vol. 14. — P. 2697—2707.
  28. Frotscher M., Zimmer // J Comp. Neurol. — 1983. — Vol. 215.—P. 299—311.
  29. Fujikawa D.G., Shinmei S.S., Cai B. // Epilepsia. — 2000. — Vol. 41. —P. 9—13.
  30. Gabriel C., Friguls B., Sureda F.X. et al. // J. Neurosci. Res. — 2000. — Vol. 59. — P. 797—805.
  31. Gibbs J.W. 3rd, Shumate M.D., Coulter D.A. // J. Neurophysiol. — 1997. — Vol. 77. — P. 1924—1938.
  32. Gibbs J.W. 3rd, Sombati S., DeLorenzo R.J. et al. // J. Neurophysiol. — 1997. — Vol. 77. — P. 2139—2152.
  33. Hauser K.F., Foldes J.K., Turbek C.S. // Exp. Neurol. — 1999. Vol. 160. — P. 361—375.
  34. Heinemann U., Gabriel S., Jauch R. et al. // Epilepsia. — 2000. — Vol. 41. Suppl 6. — P. 185—189.
  35. Higuchi M., Maas S., Single F.N. et al. // Nature. — 2000. — Vol. 406. — P. 78—81.
  36. Hughes P.E., Alexi T., Walton M. et al. // Prog. Neurobiol. 1999. Vol. 57. — P. 421—450.
  37. Inoue T., Hirai H., Onteniente B. et al. // Neuroscience. — 1998. - Vol. 86. — P. 723—728.
  38. Jankowsky J.L., Patterson P.H. // Prog. Neurobiol. — 2001. — Vol. 63. — P. 125—149.
  39. Jeub M., Lie A., Blumcke I. et al. // Neuroscience. — 1999. - Vol. 94. —P. 465—71.
  40. Kondo M., Okabe S., Sumino R., Okado H. // Eur. J. Neurosci. — 2000. — Vol. 12. — P. 2812—2822.
  41. Kokaia M., Ernfors P., Kokaia Z. et al. // Exp. Neurol. — 1995. - Vol. 133. — P. 215—24.
  42. Kotzbauer P.T., Lampe P.A., Heuckeroth R.O. et al. // Nature. — 1996. — Vol. 384. — P. 467—470.
  43. Lee S.H., Magge S., Spencer D.D. et al. //. Glia. —1995. — Vol. 15. —P. 195—202.
  44. Lin L.F., Doherty D.H., Lile J.D. et al. //. Science. — 1993.—Vol. 260.—P. 1130—1132.
  45. Loup F., Wieser H.G., Yonekawa Y. et al. // J. Neurosci. — 2000. — Vol. 20: — P. 5401—5419.
  46. Makiura Y., Suzuki F., Chevalier E., Onteniente В. // Exp. Neurol. — 1999. — Vol. 159. — P. 73—83.
  47. Mathern G.W., Babb T.L., Armstrong D.L. Hippocampal sclerosis. In: Epilepsy: A comprehensive textbook. / Eds. J. Engel and T.A. Pedley. — Philadelphia, Lippincott-Raven Publishers, 1997. —P. 133—155.
  48. McBain C.J., Fisahn A. // J. Neurosci. — 1994. — Vol. 14. — P. 3413—3425.
  49. McNamara, J.O., Bonhaus, D.W., Shin C. Epilepsy: Models, Mechanisms and Concepts. / Ed. P.A. Schwartzkroin. - Cambridge Univ. Press, Cambridge, U.K., 1993. — P. 27—47.
  50. McNamara R.K., Routtenberg A. // Mol. Brain Res. — 1995. —Vol. 33.—P. 22—28.
  51. Mikkonen M., Soininen H., Kalvianen R. et al. // Ann. Neurol. 1998. — Vol. 44. — P. 923—934.
  52. Montecot C., Rondi—Reig L., Springhetti V. et al. // Neuroscience. — 1998. — Vol. 84. — P. 791—800.
  53. Mulle C., Sailer A., Perez-Otano I. et al. // Nature. — 1998. — Vol. 392. — P. 601—605.
  54. Muller D., Djebbara-Hannas Z., Jourdain P. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 2000. — Vol. 97. — P. 4315—4320.
  55. Muller D., Wang C., Skibo G. et al. // Neuron. — 1996. — Vol. 17. —P. 413-422.
  56. Mulsch A., Busse R., Mordvintcev P.I. et al. // Neuroreport. — 1994. — Vol. 5. — P. 2325—2328.
  57. Nanobashvili A., Airaksinen M.S., Kokaia M. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 2000. — Vol. 97. — P. 12312— 12317.
  58. Nawa H., Pelleymounter M.A., Carnahan J. // J. Neurosci. — 1994. — Vol.14. — P.3751—3765.
  59. Nomura T., Yabe T., Rosenthal E.S. et al. // J. Neurosci. Res. — 2000. Vol. 61. — P. 588—596.
  60. Otsuki T., Yoshimoto T. // Epilepsia. — 2000. — Vol. 41. Suppl 9. — P. 26—27.
  61. Pellegrini-Giampietro D.E., Gorter J.A., Bennett M.V., Zukin R.S. // Trends Neurosci. - 1997. — Vol. 20. — P. 464—470.
  62. Pierce J.P., Kurucz O.S., Milner T.A. // Hippocampus. — 1999. — Vol. 9. — P. 255—276.
  63. Proper E.A., Oestreicher A.B., Jansen G.H. et al. // Brain. — 2000 — Vol. 123. — P. 19—30.
  64. Puranam R.S., McNamara J.O. // Curr. Opin. Neurobiol. — 1999. — Vol. 9. — P. 281—287.
  65. Qian Z., Gilbert M.E., Colicos M.A. et al. // Nature. — 1993. — Vol. 361. — P. 453—457.
  66. Reibel S., Larmet Y., Carnahan J. et al. // Epilepsia. — 2000. — Vol. 41. Suppl 6. — P. 127—133.
  67. Rutishauser U., Landmesser L. // Trends Neurosci. — 1996. — Vol. 19. — P. 422—427.
  68. Savinainen A., Garcia E.P., Dorow D. et al. // J. Biol. Chem. —2001 (№ M 100190200 в электронной версии)
  69. Scharfman H.E., Goodman J.H., Sollas A.L. // J. Neurosci. — 1999.—Vol. 19.— P. 5619—5631.
  70. Scheffler B., Faissner A., Beck Het al. // Glia. — 1997. — Vol. 19. —P. 35—46.
  71. Seeburg P.H., Higuchi M., Sprengel R. // Brain Res. Rev. — 1998. — Vol. 26. — P. 217—229.
  72. Seki T., Arai Y. // Neuroreport. — 1995. — Vol. 6. — P. 2479—2482.
  73. Shumate M.D., Lin D.D., Gibbs J.W. 3rd et al. // Epilepsy Res. — 1998. — Vol. 32. — P. 114—128.
  74. Staley K.J., Soldo B.L., Proctor W.R. // Science. — 1995. — Vol. 269.— P. 977—981.
  75. Szelies B., Weber—Luxenburger G., Mielke R. et al. //. Eur. J. Neurol. — 2000. — Vol. 7. — P. 393—400.
  76. Terman G.W., Drake C.T., Simmons M.L. et al. // J. Neurosci. — 2000. — Vol. 20. — P. 4379—4388.
  77. Treiman D.M., Heinemann U. Experimental models of status epilepticus. In: Epilepsy: A comprehensive textbook. / Eds. J. Engel and T.A. Pedley. — Philadelphia, Lippincott-Raven Publishers, 1997. — P. 443-455.
  78. Tsirka S.E., Rogove A.D., Bugge T.H. et al. // J. Neurosci. — 1997. — Vol. 17. — P. 543—552.
  79. Turgeon V.L., Houenou L.J. // Brain Res. Rev. —1997. — Vol. 25. — P. 85—95.
  80. VanLandingham K.E., Heinz E.R., Cavazos J.E., Lewis D.V. // Ann. Neurol. - 1998. — Vol. 43. — P. 413-426.
  81. Van Roost D., Solymosi L., Schramm J. et al. // Neurosurgery. — 1998.Vol. 43. — P. 819—826.
  82. Vezzani A., Sperk G., Colmers W.F. // Trends Neurosci. — 1999. — Vol. 22. — P. 25—30.
  83. Walton M., Henderson C., Mason—Parker S. et al. // J. Neurosci. Res. — 1999. — Vol. 58. — P. 96—106.
  84. Walton M., Woodgate A.M., Muravlev A. et al. // J. Neurochem. — 1999. — Vol. 73. — P. 1836—1842.
  85. Walz W., Wuttke W.A. // J. Neurosci. Res. — 1999. — Vol. 56. —P. 595—603.
  86. Werb Z. // Cell. — 1997. — Vol. 91. — P. 439-442.
  87. Whiting P.J., Bonnert T.P., McKernan R.M. et al. // Ann. NY Acad. Sci. — 1999. — Vol. 868. — P. 645—653.
  88. Woldbye D.P., Madsen T.M., Larsen P.J. et al. // Brain Res. — 1996. — Vol. 737. — P. 162—168.
  89. Wu Y.P., Siao C.J., Lu W. et al. // J. Cell Biol. - 2000. — Vol. 148. —P. 1295—1304.
  90. Young D., Lawlor P.A., Leone P. et al. // Nat. Med. — 1999. - Vol. 5. — P. 448-453.
  91. Zang N., Houser C.R. // J. Comp. Neurol. — 1999 — Vol. 405. — P. 472—490.
  92. Zentner J., Hufnagel A., Wolf H.K. et al. //. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. — 1995. — Vol. 58 — P. 666—763.
  93. Zheng D., Butler L.S., McNamara J.O. // Neuroscience. — 1998. — Vol. 83. — P. 251—258.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
2. Fig. 1

Download (245KB)
3. Fig. 2

Download (276KB)

Copyright (c) 2002 Balykova O.P., Shikhanov N.P., Inozemtseva V.S., Sosunov A.A., McKhann G., Chelyshev Y.A.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International License.

СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 75562 от 12 апреля 2019 года.


This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies