Modern methods of detection and identification of microbial toxins that inhibit protein synthesis in cells

Full Text

Инфекционные заболевания с явно выраженным токсическим компонентом широко распространены в человеческой популяции. В этом случае токсин, как правило, определяет основные клинические симптомы, а также выраженность и тяжесть инфекции [1]. Основная масса известных на сегодняшний день биотоксинов представлена дериватами микроорганизмов, животных, растений, и других форм жизни. Вместе с тем их подлинная роль в природе изучена не до конца. Согласно биологическим мишеням воздействия выделяют нейротоксины, гепатотоксины, нефротоксины, гемотоксины и так далее. Кроме того, современные токсины классифицируют и по структуре, согласно которой их можно разделить на небелковые и белковые [2–4].

Общей характеристикой описанных белковых токсинов признается многообразие и тяжесть вызываемых ими патологических состояний при действии в ничтожно малых концентрациях [1, 5]. Клиническая картина поражения, как правило, развивается достаточно быстро, порой стремительно. Таким образом, мероприятия защиты должны формироваться либо заблаговременно, посредством введения средств иммунопрофилактики, либо экстренно, посредством использования специфических иммунных сывороток, а в случае отсутствия тех и других — паллиативными средствами (патогенетическими и симптоматическими) [6]. Вместе с тем применение патогенетических и симптоматических средств также не является панацеей в подобных ситуациях, поскольку в своем большинстве они неспецифичны и характеризуются формированием положительного эффекта только в случае раннего (возникновение первых симптомов поражения) введения [7]. В этой связи первостепенное значение приобретает создание новых и совершенствование имеющихся методик и средств быстрого выявления и идентификации токсинов в пробах из объектов окружающей среды и биологического материала.

Предлагаемый обзор посвящен сравнению классических способов детекции микробных токсинов с новыми направлениями в области токсикологического скрининга, занимающего одно из приоритетных мест в системе биологической защиты [8]. Особое внимание уделено методикам индикации и идентификации наиболее опасных токсинов бактериального происхождения, ингибирующих в эукариотической клетке процессы трансляции, так называемого синтеза белка.

В основе функциональной активности микробных токсинов, ингибирующих синтез белка в клетке, лежит блокирование роста полипептидной цепи за счет взаимодействия каталитической субъединицы с целевым субстратом — фактором элонгации 2 (ФЭ2) или рибосомальной рибонуклеиновой кислоты клетки-мишени. Способность модифицировать ФЭ2 описана для дифтерийного, холерного, синегнойного и коклюшного экзотоксинов [9]. И, хотя их транспортные субъединицы (субъединицы В) имеют сродство к разным рецепторам на поверхности клеток-мишеней, каталитические субъединицы (субъединицы А) обладают общей для всех аденозиндифосфатрибозилтрансферазной активностью [10]. Механизм действия, определяющий функциональную активность шигатоксинов (веро-, Stx-токсинов) Shigella dysenteriae и шигаподобных токсинов STEC штаммов Escherichia coli (Shiga Toxin-producing E. coli), основан на депуринизации самих рибосом клетки-хозяина [11]. Все упомянутые соединения входят в те или иные перечни и списки наиболее значимых агентов биологической опасности.

С точки зрения решений, разработанных для поиска целевого вещества, аналитические методики можно разделить на две группы. Первая объединяет различные формы прямого анализа, подобно биопробе на моделях чувствительных лабораторных животных или токсикологическому скринингу in vitro с использованием перевиваемых клеточных линий. Второй блок представлен опосредованными, непрямыми методиками, направленными на выявление организма, продуцирующего токсин. Так, классическая полимеразная цепная реакция (ПЦР) или ее модификации, позволяют детектировать в образце присутствие генетического материала токсинобразующих продуцентов, а не сам продукт метаболизма.

Биологическая проба на экспериментальных моделях лабораторных животных является классической методикой индикации токсинов. Данная методика специфической индикации продолжает использоваться и в настоящее время в отношении шигатоксинов, ботулинических, гангренозных, сибиреязвенного, дифтерийного токсина и ряда других [1, 2]. Кроме того, в последнее время всё активнее применяют скрининг с использованием клеточных линий. Так, например, in vivo скрининг шига- и шигаподобных токсинов S. dysenteriae и E. coli группы STEC принято осуществлять на лабораторных линиях белых мышей, а in vitro — заражением чувствительной культуры клеток линии Vero. Однако интерпретировать результаты этих исследований следует с большой осторожностью. Для E. coli характерно проявление нестабильности генов, отвечающих за продукцию шигатоксинов: при контакте с факторами иммунитета и антибиотиками или в процессе культивирования они могут спонтанно утрачивать их. Кроме того, встает вопрос специфичности пробы, так как шигатоксины способны продуцировать и другие бактерии: Campylobacter spp., Citrobacter spp., Pseudomonas spp. и Edwardsiella spp. [12]. Для обнаружения экзотоксина А (ExoA), продуцируемого P. aeruginosa, используют тест «дилятации кишечника» на мышах-сосунках, плантарную и кожную пробы [13]. Вместе с тем эти методики не исключают возможности гибели экспериментальных животных от других, также секретируемых P. aeruginosa, факторов вирулентности. Другим примером использования описанных способов является выявление дифтерийного токсина у коринебактерий.

Использование классической методики нейтрализации трудоемко и требует длительного времени для постановки анализа, как и все токсикологические исследования, проводимые на животных. Исследования, выполненные на культуре клеток Vero, дают результаты, сопоставимые с полученными при постановке кожной пробы на кроликах, но также требуют нескольких дней для получения достоверного заключения. Таким образом, при всей информативности и объективности вышеописанных методик их важнейшими недостатками являются: длительность получения результата, зависимость от определенного вида биологических моделей (чувствительной линии животных или линии клеток), обязательное подтверждение результатов биопробы исследованием клинического материала на наличие того или иного токсина или специфических патоморфологических изменений [14].

Микробиологические методики, относящиеся к категории косвенных аналитических методик индикации и идентификации токсинов, по-прежнему остаются «золотым стандартом» для обнаружения токсинопродуцирующих микроорганизмов, так как прежде всего направлены на выявление возбудителя, а не целевого соединения. К их недостаткам можно отнести сам процесс культивирования исследуемого материала, отличающийся трудоемкостью, продолжительностью по времени, эффективностью только в отношении жизнеспособных микроорганизмов в образце, а также определенным негативным влиянием нормальной микрофлоры на бактерии-продуценты биотоксинов, заключающимся в маскировке присутствия последних в исследуемой пробе. При интерпретации результатов клинического анализа необходимо учитывать способность нормальной микрофлоры эффективно маскировать присутствие болезнетворных штаммов, а также возможность обнаружения лишь жизнеспособных форм микроорганизмов.

Для нивелирования этих недостатков, как правило, используют обогащенные среды, состоящие из селективных добавок (новобиоцин, акрифлавин или комбинацию ванкомицина, цефсулодина и цефиксима; комбинацию ванкомицина с теллуритом калия, новобиоцин в комплексе с ванкомицином, теллуритом калия и цефиксимом). Использование обогащенных сред позволяет более эффективно выявлять STEC-штаммы кишечной палочки серотипов О111, О26 и др., поскольку они ферментируют сорбит, в результате чего колонии приобретают характерную цветовую окраску, отличающую их от других возбудителей [15]. Помимо обогащенных сред применяют дифференциально-диагностические среды (Unipath и др.), преимущественно для выявления энтерогемолизинов, продуцируемых 90% штаммов STEC. Использование хромогенных сред (Fluorocult E. coli 0157, Rainbow O157 и др.) позволяет сократить время идентификации изолятов STEC по выявлению β-D-глюкуронидазы/β-D-галактозидазы [16]. Вместе с тем, использование селективных сред для выявления и идентификации продуцентов токсинов также не решает всех негативных моментов микробиологического индикационного подхода. В этом аспекте необходимо учитывать генетическую нестабильность продуцентов (в частности, энтеробактерий), определенную генотипическую и фенотипическую схожесть продуцентов, например, шигаподобных токсинов с комменсальными штаммами E. coli.

Микробиологический подход остается «золотым стандартом» при выявлении P. aeruginosa и продуктов ее жизнедеятельности, со всеми ограничениями и преимуществами, свойственными данной методике. Для идентификации, типирования и оценки патогенного потенциала упомянутого возбудителя с применением микробиологического анализа разработаны диагностические системы, основанные на детекции его биохимической активности «НЕФЕРМ-тест 12/24» фирмы «Lachema» (Чехия), API NFT/API 20 NE фирмы «BioMerieux» (Франция), RapID NF Plus фирмы «IDS» (США). Учет результатов осуществляют визуально либо с помощью специфических ридеров. Объективность микробиологического подхода при выявлении и идентификации продуцентов во многом зависит от состояния среды культивирования [17, 18].

Схемы бактериологической диагностики дифтерии, применяемые в России для выявления токсигенных штаммов коринебактерий, признаны достаточно эффективными и информативными. Их перечень включает постановку пробы на токсигенность, позволяющую выявить продукцию дифтерийного токсина возбудителем, и определение цистиназной активности, с последующей оценкой биохимических свойств. Специфические колонии возбудителя оценивают по культуральным, морфологическим и биохимическим признакам, руководствуясь действующими нормативными и методическими документами [19, 20]. С целью выявления различий между различными видами коринебактерий определяют интраредуктазную и уреазную их активность. Максимально быстро результат может быть получен не ранее чем на 3-и сутки после постановки анализа, занимающего в среднем около 5 сут. Вместе с тем нельзя не признать, что объективность получаемого конечного результата зависит от качества питательной среды и других реагентов, условий их приготовления и хранения, квалификации персонала, что, в основном, проявляется в своевременности и правильности взятия материала на исследование и соблюдении сроков и требований его доставки в исследовательскую лабораторию.

Таким образом, при выявлении и идентификации токсинов микробного происхождения классическими микробиологическими методиками их нельзя признать в полной степени достаточными для получения объективных результатов анализа. Следовательно, в системе специфической индикации биотоксинов классические методики должны в обязательном порядке дополняться иммунологическими (в том числе серологическими) и/или молекулярно-генетическими.

Серологические методики индикации и идентификации токсинов микробного происхождения основаны на комплементарном взаимодействии специфических антител с соответствующим соединением, они общепризнаны, достаточно надежны и характеризуются удовлетворительной чувствительностью и специфичностью. Наиболее распространенными среди них являются реакция непрямой гемагглютинации (РНГА) с иммуноглобулиновыми эритроцитарными диагностикумами и радиоиммунный анализ (РИА). В 1960–1970 гг. вышеперечисленные методики широко использовались для индикации и идентификации биопатогенов и продуцируемых ими токсинов и ферментов [7, 21]. С появлением более современных диагностических приемов, отличающихся чувствительностью, специфичностью и экспрессностью в получении результатов, РНГА и РИА стали реже применяться в диагностической практике. Более того, РИА к настоящему времени полностью вытеснен более безопасным и не менее чувствительным твердофазным иммуноферментным анализом (ТИФА).

В Российской Федерации (РФ) по-прежнему используют реакцию латексной агглютинации, в частности при выявлении шига- и шигаподобных биотоксинов S. dysenteriae и E. coli из группы STEC, преимущественно серотипа О157:Н7. Типирование ведется по соматическому и жгутиковому антигенам, что дает возможность дифференцировать возбудитель серотипа О157:Н7 от возбудителей других серотипов группы. При этом, несмотря навысокую скорость выполнения анализа, методика не лишена недостатков, основным из которых является не высокая специфичность. При проведении реакции необходимо учитывать, что антиген Н7 присутствует не только у микробов серотипа О157, но и групп О1, О18 и О55 E. сoli. Кроме того, возможны перекрестные реакции между соматическими антигенами 50, 116 и 157. Следовательно, вероятность получения ложноположительных результатов обусловливает необходимость в дополнение к серологическим методикам использовать классический микробиологический подход для повышения объективности анализа.

Иммунологические подходы при индикации и идентификации токсинов микробного происхождения ограничиваются в основном иммунофлюоресцентным (МФА) и иммуноферментным (ИФА) анализами [1]. Первый преимущественно применяется для выявления продуцентов, второй — собственно токсина. В основе МФА лежит реакция искомого микроорганизма с люминесцирующим иммуноглобулином, меченным специфическими красителями — флюорохромами. Образующийся комплекс «антиген — флюоресцирующее антитело» приобретает способность светиться в синих и ультрафиолетовых лучах спектра. Основное преимущество МФА — возможность быстрого выявления, локализации и идентификации биопатогена-продуцента в препаратах, окрашенных гомологичными флюоресцирующими иммуноглобулинами. Использование МФА в течение 1–2 ч позволяет обнаружить не только жизнеспособные клетки микроорганизма, но и нежизнеспособные клетки, содержащиеся в препарате. К недостаткам МФА следует отнести обязательное наличие в лаборатории высокоразрешающей оптической техники, а также определенных навыков у персонала, осуществляющего интерпретацию результатов.

ИФА рассматривают как высокоспецифичную и высокочувствительную методику, позволяющую выявлять как рекомбинантные, так и нативные экзотоксины (ботулинические, гангренозные, дифтерийные, столбнячный и др.). Первые иммунологические пробы для выявления токсигенных штаммов P. aeruginosa, с использованием поликлональных антител, предложены еще в 1980-х гг. Эритроцитарный диагностикум на основе формалинизированных эритроцитов кур и аффинноочищенных поликлональных иммунноглобулинов (Ig) G к экзотоксину А обеспечивал выявление его в концентрации 1,2 нг/мл [22].

Многие иммуноферментные диагностикумы основаны на поликлональных IgG кролика, сорбированных на твердую фазу или козьих поликлональных IgG, меченных пероксидазой хрена [23]. Помимо пероксидазы хрена в качестве метки используют биотин, дигоксигенин, наночастицы коллоидного золота и серебра [24]. Вместе с те, использование в дизайне системы поликлональных антител влечет за собой проблему неспецифичности, тем самым привнося в результаты анализа определенную погрешность и вызывая ложноположительные результаты. Решение данной проблемы было найдено после создания гибридомной технологии, обеспечивающей наработку моноклональных антител различной эпитопной направленности, что позволило создать более специфичные тест-системы. В качестве примеров реализации подобного подхода можно привести набор реагентов «Pseudomonas Exotoxin A, ELISA Kit» фирмы Cusabio Biotech (Китай) с пределом чувствительности 0,156 нг/мл и специфичностью 99%, позволяющий определять нативный ExoA в клинических материалах слюны, плазмы крови, а также других биологических жизкостях организма. Не менее чувствительным является набор реагентов «Immunotag^TM Human PEA ELISA» фирмы «G Biosciences» (США).

До недавнего времени применение ИФА для выявления и идентификации различных подтипов шига- и шигаподобных токсинов было ограниченным ввиду наличия перекрестных реакций и получения в связи с этим ложноположительных и ложноотрицательных результатов [25]. Ситуацию удалось исправить за счет получения более аффинных антител ко всем известным подтипам шигатоксинов, использование которых в ИФА тест-системах позволило существенно повысить их специфичность при проведении индикационных мероприятий [26]. В качестве примера можно привести тест-системы «ELISA kit Shigatoxin1/Shigatoxin2» фирмы «R-biopharm» (Германия) и «Alere Shiga Toxin Quik Chek Assay» фирмы «Thermo Fisher Scientific» (США).

ИФА тест-системы активно используются при индикации дифтерийного токсина. Эти диагностикумы отличаются более высокой чувствительностью и специфичностью, чем иммунохроматографический тест (ICS-тест), иммунопреципитация в агаре (Elek-тест), РНГА и реакция латекс-агглютинации. Однако параметры чувствительности и специфичности данной методики, как правило, варьируют в широком диапазоне, что связано с настройкой калибраторов, поставляемых их производителями. В связи с этим в качестве общих рекомендаций в странах Европейского Союза был принят Международный стандарт, заменяющий собой разнообразные, не сообразующиеся между собой внутренние стандарты производителей коммерческих тест-систем [27].

Успешным направлением разработки иммунологических экспресс-тестов стало конструирование диагностикумов на основе иммунохроматографической методики, с использованием нитроцеллюлозных полосок (в качестве твердой фазы) и меченных коллоидным золотом моноклональных антител [2]. В настоящее время подобные тест-системы используются, в частности, при идентификации экзотоксинов типа А и В, выделяемых C. difficile, вомитоксина, афлатоксина, фумонизинов, зераленона и др. Предпринимаются попытки количественного определения соединений в различных видах проб с использованием данной платформы. Простота и скорость выполнения анализа, высокие чувствительность и специфичность, возможность мультиплексирования выдвинули эту методику в число приоритетных при выявлении токсинов микробного происхождения.

Кроме вышеописанных классических фенотипических подходов принадлежность изолятов к токсигенным штаммам устанавливают с помощью методик молекулярной диагностики. Преимущества их заключаются прежде всего в скорости и стоимости при потоковом анализе. Наибольшее распространение в практике получила ПЦР, которая позволяет достаточно надежно подтвердить присутствие в образце гена-мишени, отвечающего за продукцию токсина [28, 29]. Описаны разнообразные варианты ПЦР-анализа для обнаружения определенных вариантов гена токсигенности stx, свойственных клинически значимым серотипам дизентерийного микроба [31]. Более совершенным подходом в настоящее время является петлевая изотермическая полимеразная цепная реакция (изо-ПЦР), позволившая значительно повысить не только чувствительность и специфичность ПЦР-анализа, но и увеличить скорость проведения анализа [32]. Заметим, что изо-ПЦР менее чувствительна к присутствию ингибирующих веществ в исследуемом материале в сравнении со стандартной ПЦР и менее требовательна к техническому оснащению лаборатории. Ее основной недостаток — сложность подбора специфических петлевых праймеров, что существенно ограничивает практическое использование данного подхода.

«VT-screening kits» фирмы «Eiken Chemical» (Япония) является одной из первых разработанных и зарегистрированных тест-систем на основе изо-ПЦР и предназначена для индикации токсинпродуцирующих STEC штаммов E. coli) [33, 34]. В настоящее время этот набор реагентов подвергся значительной модификации и позволяет выявлять STEC штаммы как в объектах окружающей среды, так и клинических материалах [35, 36], а кроме того, способен выявить в пробах жизнеспособные, но лишенные способности к культивированию микроорганизмы-продуценты [37, 38].

ПЦР-анализ является надежной и эффективной методикой индикации P. aeruginosa и Corynebacterium spp., являющихся продуцентами экзотоксина А и дифтерийного токсина соответственно [39–41]. При этом в настоящее время приоритетными в плане разработки и использования являются тест-системы для постановки мультиплексной ПЦР [42, 43]. Использование данных тест-систем позволяет выявить детерминанты вирулентности P. aeruginosa и гены, отвечающие за продукцию дифтерийного токсина коринебактериями.

Помимо традиционного ПЦР-анализа применяется изо-ПЦР в виде автоматизированной системы детекции результатов с помощью биосенсора LFNAB, позволяющего выявить присутствие в пробе токсинпродуцирующих P. aeruginosa без сложного дорогостоящего оборудования и экспресс-тестов, особенностью которых является верификация токсигенных и атоксигенных штаммов C. diphtheriae в клиническом материале [44–46]. Разработаны и внедрены в практику клинических исследований методические приемы на основе «Taqman» и гибридных зондов «LightCycler», характеризующиеся выраженной специфичностью [47–49].

Отдельное положение занимают методики, основанные на детекции продуктов эндопептидазной активности токсинов, служащие для оценки их функциональности. Разработаны FRET-биосенсоры (fluorescence resonance energy transfer), в основе действия которых лежит методика индуктивно-резонансного переноса энергии [50]. Технология использует синтетические олигопептиды — аналоги субстратов, несущие в качестве доноров и акцепторов (гасителей) флуоресценции две метки с двух концов от сайта расщепления. При расщеплении субстрата акцептор флуоресценции отделяется от донора, флуоресценцию которого становится возможным количественно измерить. Существенно повысить чувствительность FRET-биосенсорного определения эндопептидазной активности и снизить помехи, вызванные присутствием примесей в аналите, стало возможным за счет введения этапа иммунной адсорбции [51]. В настоящее время регистрацию эндопептидазной активности токсинов чаще проводят с применением масс-спектрометрии (МС).

Высокодостоверные способы, использующие для определения и углубленной характеристики белковых токсинов технологию высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) или матрично-активированной лазерной десорбции/ионизации (Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization — MALDI), представляют собой средства прямого инструментального токсикологического анализа. Так, идентификацию субстанций с использованием времяпролетной масс-спектрометрии с МАЛДИ (Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Time-of-Flight Mass Spectrometry — MALDI-Tof-MS) осуществляют на основании сравнительного анализа их белковых профилей. Собранные в процессе анализа спектры сравнивают с референтными, присутствующими в базе данных. Прямое белковое профилирование с MALDI-Tof-MS рассматривают в качестве альтернативного подхода, способного предложить быструю, автоматизированную и недорогую (без учета стоимости прибора) методику определения как известных, так и малоизученных биологически опасных соединений. Вместе с тем для MALDI-Tof-MS критическим и существенным фактором, ограничивающим эффективное внедрение данной технологии в повседневную практику, признается необходимость в наличии обширной базы данных, содержащей перечень референтных белковых спектров исследуемых токсинов или их продуцентов. Коммерчески доступные базы, в частности масс-спектрометрической платформы «BioTyper» фирмы «Bruker Daltonics» (Германия), поставляемой в РФ, не содержат спектров возбудителей особо опасных инфекций, что определяет необходимость в создании отечественных референтных баз данных. Кроме того, при детекции бинарных токсинов с применением МС значительные затруднения вызывает пробоподготовка исследуемого аналита. Этот процесс представляет собой наиболее существенный и трудоемкий этап, занимает большую часть времени проведения анализа, и включает в себя различные методы концентрирования и сепарации белка.

Разработаны протоколы, позволяющие использовать MALDI-Tof-MS для выявления, идентификации и количественного определения полноразмерного нативного Stx-токсина, и характеристики его изолированных A- и B-субъединиц [52]. Предложены схемы детекции шигаподобных токсинов на основе технологии ВЭЖХ в сочетании с тандемной масс-спектрометрией (ВЭЖХ-МС) [53]. В последнем случае пробоподготовка включает в себя обработку культур токсигенных штаммов с применением митомицина С (MMC), стимулирующего продукцию шигаподобных токсинов.

Идентификацию Stx-токсинов проводят с использованием продуктов прямого гидролиза белков из лизатов или супернанантов бактериальных культур. С улучшением процедуры пробоподготовки и расширением баз данных подобные физико-химические методики смогут применяться в качестве способа быстрого целевого скрининга шига- и шигаподобных токсинов [54]. Также на основе MALDI-Tof-MS разрабатывают методики для идентификации токсигенных штаммов коринебактерий, включая C. diphtheriae. Доступны две системы, содержащие коммерческие базы данных, — «Bruker Biotyper» («Bruker Daltonics»), с использованием программного обеспечения «Flex-control», и «VITEK® MS» (bioMerieux) — для определения представителей рода Corynebacterium до уровня вида [55–57]. Одиночные и множественные изоляты могут быть исследованы параллельно, что существенно влияет на сроки идентификации, сокращая его до 24–72 ч. При этом аналитическое время оборота пробы составляет около 3 мин на образец. Вместе с тем эта технология, за редкими исключениями, неприменима к пробам клинического материала, поскольку прямой анализ мазка не отработан, что сохраняет необходимость выращивания чистой культуры и дополнительной пробоподготовки [58, 59].

В целом токсикологический скрининг белковых токсинов бактериального происхождения предполагает применение различных подходов, поскольку не существует единой, эффективной, однозначно точной и экономически целесообразной методики для выявления всего спектра этих соединений. В арсенал современного исследователя входит множество методик, от классических микробиологических, фенотипических и серологических до иммуноферментных, молекулярно-генетических и физико-химических методик современной протеомики, различающихся по стоимости, сложности, чувствительности, скорости проведения анализа и специфичности.

На сегодняшний день золотым стандартом в области идентификации белковых токсинов и их продуцентов признается ИФА и молекулярные методики, основанные на амплификации генетического материала организма-продуцента. Одной из наиболее перспективных платформ для автоматизированного инструментального анализа рассматривают методику ВЭЖХ-МС-детектированием в режиме высокого разрешения, которая позволяет анализировать сложные биологические соединения в самых разных матрицах. При этом полного отказа одних методик в пользу других, как правило, не происходит, и специфическая индикация белковых токсинов бактериального происхождения идет по интегративному пути, объединяя все положительные стороны существующих методов, комбинируя и дополняя их в зависимости от определяемого аналита.

Таким образом, на современном этапе представляется оправданным параллельное существование и развитие одновременно двух стратегий в области исследований, посвященной разработке методик детекции и идентификации белковых токсинов. Один подход представлен трудоемкими высокотехнологичными методиками аналитической протеомики, второй обеспечивает создание быстрых скрининговых систем на основе синтеза иммуноферментных и молекулярно-биологических подходов, пригодных для работы в ограниченных условиях или предварительной диагностики. Иммунологические методы наиболее эффективны в рамках скрининговых мультианалитных исследований, тогда как для селективного определения токсичных соединений более перспективным представляется применение физико-химических способов детекции, основанных на электрофоретических, спектрографических и спектрометрических подходах.

About the authors

Olga A. Miteva

State Research and Testing Institute of Military Medicine of the Ministry of Defense of the Russian Federation

Author for correspondence.
Email: letto2004@inbox.ru
ORCID iD: 0000-0002-3874-6954
SPIN-code: 2070-7250
Scopus Author ID: 55195685300

applicant for an academic degree

Russian Federation, Saint Petersburg

Nadezhda S. Yudina

State Research and Testing Institute of Military Medicine of the Ministry of Defense of the Russian Federation

Email: www.gniii_2@mil.ru
SPIN-code: 1915-2194

applicant for an academic degree

Russian Federation, Saint Petersburg

Vadim A. Myasnikov

State Research and Testing Institute of Military Medicine of the Ministry of Defense of the Russian Federation

Email: www.gniii_2@mil.ru
SPIN-code: 5084-2723

candidate of medical sciences

Russian Federation, Saint Petersburg

Alexander V. Stepanov

State Research and Testing Institute of Military Medicine of the Ministry of Defense of the Russian Federation

Email: www.gniii_2@mil.ru
SPIN-code: 7279-7055

doctor of medical sciences, professor

Russian Federation, Saint Petersburg

Sergey V. Chepur

State Research and Testing Institute of Military Medicine of the Ministry of Defense of the Russian Federation

Email: www.gniii_2@mil.ru
SPIN-code: 3828-6730

doctor of medical sciences, professor

Russian Federation, Saint Petersburg

References

Supplementary files