Исследование волос с целью диагностики употребления психоактивных веществ



Цитировать

Полный текст

Аннотация

Рассматривается возможность использования волос как одного из объектов исследования для диагностики употребления психоактивных веществ с целью установления не только факта употребления, но и выявления срока давности и продолжительности приема токсических веществ. Полученные результаты важны не только в медицинской практике для получения врачами полной картины ремиссии у пациентов, находящихся на диспансерном наблюдении (F10–F19), но и в судебной практике для решения социальных вопросов, например вопросов опеки. Для постановки эксперимента разработана модель длительного употребления лекарственных веществ (фенобарбитал и димедрол) на лабораторных животных – морских свинках белого, черного и рыжего природного окраса. Разработаны методики ферментативного гидролиза (химотрипсином, химопсином и папаином) для изолирования психоактивных веществ из шерсти лабораторных животных. Проведен эксперимент по обнаружению фенобарбитала и дифенгидрамина в шерсти животных через 28 дней после прекращения приема веществ. Фенобарбитал был обнаружен в количестве от 18,91 до 19,85 нг/мг, дифенгидрамин – от 5,71 до 7,04 нг/ мг. Разработанные методики ферментативного гидролиза апробированы на экспертном материале (волосы) освидетельствуемых лиц, собранных согласно рекомендациям Приказа Минздрава Российской Федерации от 27.01.2006 г. № 40. Всего за время исследования было проанализировано 118 проб волос, 14 образцов показали положительный анализ на наличие наркотических, психотропных и других токсических веществ, таких как метамфетамин, метилэкгонин, кокаин, амфетамин, форметорекс, пировалерон, метадон, тетрагидроканнабинол, фенобарбитал, тропикамид, димедрол, сальбутамол, никотин. Установлено, что данные методики изолирования позволяют проводить скрининговое исследование с целью обнаружения психоактивных веществ для последующей диагностики факта их употребления.

Полный текст

Введение. В настоящее время все более актуальными становятся проблемы наркотической зависимости как среди взрослых людей, так и среди подростков и молодежи [2]. Наркомания – это общее название болезней, проявляющихся влечением к постоянному приему в возрастающих количествах наркотических, психотропных и иных токсических веществ вследствие стойкой психической и физической зависимости от них с развитием абстиненции при прекращении их приема, что приводит к глубоким изменениям личности и другим расстройствам психики, а также к нарушениям функций внутренних органов. Масштабы и темпы распространения наркомании в стране таковы, что ставят под угрозу здоровье молодежи и будущее значительной ее части, социальную стабильность российского общества в уже ближайшей перспективе [3].

Согласно блоку F10–F19 класса V Международной классификации болезней 10-го пересмотра (МКБ-10), принятой в России в качестве единого нормативного документа для учета заболеваемости, причин об- ращений населения в медицинские учреждения всех ведомств, причин смерти, идентификация психоактивного вещества должна основываться на возможно большем числе источников информации. К ним относятся данные, сообщенные самим индивидом,
результаты лабораторных исследований биологических объектов (биологические жидкости, придатки кожи), характерные соматические и психологические признаки, клинические и поведенческие симптомы, а также другие очевидные данные, такие как вещество, находящееся в распоряжении пациента, или информация от третьих лиц [5]. Вопрос диагностики наркомании и токсикомании возникает в тех случаях, когда больной скрывает их наличие у него. При добровольном обращении за лечением, когда больной заявляет, какой препарат является предметом его злоупотребления, диагностика не представляет сложности. В случаях, когда больной скрывает наличие у него наркомании или токсикомании, диагностика крайне сложна. Приходится ориентироваться на обнаружение комплекса явлений, которые дали бы возможность диагностировать наличие заболевания. Диагностику наркомании или токсикомании можно проводить по следующим критериям [10]:

– выявление в анамнезе приема больным в качестве лечебного препарата какого-либо психоактивного вещества или самолечение этими веществами, сведения от родственников о регулярном употреблении обследуемым лицом психоактивного вещества;

– наличие на коже следов частых инъекций, рубцов от мелких абсцессов, пигментных пятен после кровоподтеков, в особенности на локтевых сгибах, на бедрах и т. д. Эти данные весьма характерны для людей, которые используют внутривенные вливания или подкожные инъекции;

– возникновение абстинентного синдрома после короткого периода госпитализации с прекращением доступа к психоактивным веществам или обращения больного к врачу за лечебной помощью в состоянии, которое можно расценивать как абстинентный синдром;

– наличие психических изменений, возникших в связи с длительным употреблением психоактивных веществ (изменение характера поведения, резкие перепады настроения, нарушение внутрисемейных отношений).

– соматические, в том числе неврологические, изменения, которые могут дать основание считать их возникшими в связи с длительным употреблением вышеуказанных веществ.

– обнаружение в биологическом материале (слюна, моча, пот, кровь, волосы, ногти) психоактивных веществ или их специфических метаболитов – лабораторные методы исследования [10].

В последнее время появилось достаточно большое число публикаций на тему методов обнаружения наркотических, психотропных и иных токсических веществ, а также их основных метаболитов в биологическом материале человека с использованием высокочувствительного аналитического оборудования. Но самой главной остается проблема надлежащей пробоподготовки биологических объектов, так как это основной и наиболее важный этап в лабораторном исследовании наличия токсических веществ. Процесс пробоподготовки включает три основные стадии: изолирование токсиканта из биологического материала, очистку полученных извлечений и концентрирование экстракта с последующей в случае необходимости дериватизацией пробы. Самым важным этапом в процессе пробоподготовки является стадия изолирования ксенобиотика из биологического объекта, так как именно на данном этапе можно частично или полностью потерять токсикант и впоследствии не обнаружить его даже при использовании современного и высокочувствительного аналитического оборудования.

В практике химико-токсикологических и судебно-химических лабораторий в настоящее время наиболее часто применяют методику кислотного и щелочного гидролиза с последующей жидкость-жидкостной экстракцией для изолирования токсиканта из биологического объекта и анализа извлечений.

Некоторые авторы [7, 12–14] для исследования основных классов наркотических, психотропных и других токсических веществ предлагают метод мягкого энзиматического (ферментативного) гидролиза биообъектов. Условия проведения их подбирают таким образом, чтобы фермент проявлял свою максимальную активность и при этом лабильные вещества не подвергались гидролизу.

На базе Санкт-Петербургского государственного химико-фармацевтического университета начиная с 2009 г. проводятся исследования по разработке методик ферментативного гидролиза следующих биообъектов: плазма крови [9], волосы (шерсть) [8] с применением протеолитических ферментов (трипсин, химотрипсин, химопсин, пепсин и папаин).

Проведенные Н.А. Чувиной [9] исследования показали и доказали перспективность применения методик гидролиза трипсином, химотрипсином и химопсином для изолирования ряда лекарственных веществ из плазмы крови, что позволило продолжить исследования по разработке методик энзимного гидролиза, используя в качестве объектов волосы.

Цель исследования. Разработка методик изолирования ряда лекарственных средств из волос как объекта химико-токсикологического анализа с применением гидролиза протеолитическими ферментами (трипсин, химотрипсин, химопсин и папаин) и апробация их на экспертном материале.

Материалы и методы. Эксперименты проводили с использованием следующих реактивов: субстанция фенобарбитала по фармакопейной статье (ФС) 2.1.0041.15, субстанция дифенгидрамина гидрохлорид по ФС 42-0232-07, ферменты папаин фирмы «Вектон», трипсин, химотрипсин и химопсин фирмы «Самсон-Мед», субстанция трилона Б (чда), субстанция цистеина, микрогранулированная пудра для обесцвечивания волос (до 7 тонов) и 6% оксигент фирмы «Estel Princess Essex». Для проведения исследования использовали лабораторное оборудование: вибрационную шаровую мельницу «RetschMM-200», настольную центрифугу «Hettich Rotanta 460 R», роторную мешалку «Intelli — MixerRM-1L», аналитические весы «Sartorius СР224S», газовый хромато- граф с масс-селективным детектором «Agilent 7890 A/5977 MSD» на колонке «HP — 5 ms» (30м × 0,25мм × 0,25 мкм), управление с помощью программы Mass Hunter GCMS. Полученные данные обрабатывали в программах Mass Hunter Qualitative Analysis и Mass Hunter Quantitative Analysis.

В проводимом эксперименте использовали шерсть лабораторных животных – морских свинок белого, рыжего и черного природного окраса, срезанную по истечении каждых 28 дней эксперимента. Животные ежедневно получали раствор фенобарбитала и димедрола в дозе, соответствующей суточной дозе для человека. Протеолитические ферменты: трипсин, химотрипсин, химопсин и папаин – выбирали, основываясь на аминокислотном составе белков шерсти (волос). В качестве модельных лекарственных веществ (МЛВ) выбрали фенобарбитал и димедрол, которые ежедневно в виде 0,1 % водного раствора перорально вводили лабораторным животным [8].

Полученные навески шерсти промывали от внешних загрязнений (вода очищенная, метанол) и измельчали в шаровой мельнице до порошкообразной массы (23 ГГц, 15 мин). Метанол, полученный после промывки образцов шерсти, анализировали в представленных ниже условиях.

Гидролиз химопсином, трипсином и химотрипсином проводили по следующей методике: к навеске шерсти добавляли раствор фермента в фосфатном буфере (рН 7,4) в соотношении 1:100, термостатировали (37ОС, 3 ч), пробы центрифугировали (4600 об/мин, 10 мин), центрифугат отбирали. К осадку добавляли вторую порцию раствора фермента, выдерживали следующие 3 ч в аналогичных условиях. Гидролиз папаином выполняли в следующих условиях: к навеске шерсти добавляли раствор фермента в ацетатном буфере (рН 4,7) в соотношении 1:100, термостатировали (37ОС, 3 ч), пробы центрифугировали (4600 об/мин, 10 мин), центрифугат отбирали. К осадку добавляли вторую порцию раствора фермента, выдерживали следующие 3 ч в аналогичных условиях. Общее время ферментативного гидролиза составило 6 ч. Извлечение фенобарбитала (рН=2) и дифенгидрамина (рН=9–10) проводили жидкость-жидкостной экстракцией порциями хлороформа по 3 мл 3 раза [8].

Для сравнения эффективности работы методик ферментативного гидролиза белков шерсти (волос) использовали методики кислотного и щелочного гидролиза как наиболее часто используемые в практике химико-токсикологических лабораторий и судебно- химических отделений [6, 7].

Полученные экстракты из проб шерсти исследовали с помощью газовой хроматографии на хроматографе «Agilent 7890 A/5977 MSD». Ввод пробы осуществляли автоматически. Условия анализа: газ-носитель – гелий, скорость потока через колонку 0,8 мл/мин, температура испарителя 280ОС, температура интерфейса МС детектора 290ОС, температура колонки программируемая: начальная – 80ОС в течение 0,4 мин, нагревание со скоростью 50ОС/мин до 100ОС, далее 30ОС /мин до 300ОС с выдержкой при конечной температуре 5 мин. Режим сканирования: по полному ионному току в диапазоне масс m\z 40–500 а. е. м.

Количественное определение дифенгидрамина и фенобарбитала проводили с помощью газовой хроматографии с масс-селективным детектированием (ГХ МС), расчет вели по градуировочному графику, построенному по стандартным растворам субстанции дифенгидрамина гидрохлорида и фенобарбитала. Методики количественного определения ГХ МС были валидированы [8]. На начальном этапе эксперимента проводили изучение фонового уровня эндогенных веществ в природно окрашенной (белая, черная и рыжая) шерсти контрольных животных, которым в течение эксперимента вводили воду очищенную.

Результаты и их обсуждение. Установлено, что состав белых, черных и рыжих образцов шерсти сопоставимый, но интенсивность пиков существенно выше у природно рыжих образцов (рис. 1, 2).

 

Рис. 1. Хроматограмма и масс-спектр экстракта после ферментативного гидролиза образцов белой шерсти контрольного животного

 

Рис. 2. Хроматограммы извлечений эндогенных веществ из черной (а) и рыжей (б) шерсти контрольных животных после ферментативного гидролиза

 

Таблица 1. Количественное содержание фенобарбитала и дифенгидрамина в образцах шерсти после ферментативного гидролиза, n=6 (р=95%)

Окрас шерсти

Метрологические характеристики

Протеолитические ферменты

химопсин

химотрипсин

папаин

Фенобарбитал

Белая

Х±ЛХ, нг/мг

29,26±0,65

30,78±0,91

29,13±0,43

Е, %

2,23

2,94

1,48

CV, %

0,87

1,15

0,57

Черная

Х±ЛХ, нг/мг

20,23±1,24

22,60±1,51

24,07±1,08

Е, %

6,15

6,70

4,49

CV, %

2,67

2,74

1,95

Рыжая

Х±ДХ, нг/мг

22,19±0,75

6,95±3,58

26,11±3,49

Е, %

3,37

13,29

13,36

CV, %

1,31

4,18

5,19

Дифенгидрамин

Белая

Х±ЛХ, нг/мг

23,07±0,92

23,20±0,95

25,47±0,75

Е, %

3,98

4,11

2,96

CV, %

1,55

1,60

1,15

Черная

Х±ЛХ, нг/мг

23,66±3,26

32,24±3,15

23,64±2,81

Е, %

13,79

9,78

11,89

CV, %

5,36

4,24

5,16

Рыжая

Х±ЛХ, нг/мг

17,60±2,11

19,95±1,23

18,74±2,54

Е, %

11,98

6,17

13,54

CV, %

5,19

2,40

6,72

 

Показано, что наибольшее содержание фенобарбитала и дифенгидрамина в пробах шерсти получено в экстрактах после гидролиза папаином, химотрипсином и химопсином, что объясняется низкой специфичностью данных ферментов и сродством их к аминокислотам в последовательностях белков волос (шерсти) (табл. 1).

После последней стрижки животным прекратили давать раствор димедрола и фенобарбитала, отбор шерсти провели через 28 дней. Параллельно после прекращения приема веществ проводили забор мочи в течение нескольких дней. Из мочи проводили прямую жидкость-жидкостную экстракцию хлороформом при рН 9–10 (для дифенгидрамина), при рН 2 (для фенобарбитала) и исследовали ГХ МС (табл. 2). Димедрол в моче был обнаружен на 4-й день, фенобарбитал – на 11-й день в следовых количествах 2,40 мкг/мл и 0,90 – 1,50 мкг/мл соответственно. Эти результаты согласуются с данными литературы о фармакокинетических параметрах данных веществ [14, 15].

 

Таблица 2. Количественное содержание фенобарбитала и дифенгидрамина в образцах черной шерсти после ферментативного гидролиза через 28 дней после прекращения приема веществ, n=6 (р=95%)

Фермент

Метрологические характеристики

Фенобарбитал

Дифенгидрамин

Химопсин

±ΔX, нг/мг

19,85±0,81

7,04±1,11

Химопсин

ɛ, %

4,07

15,71

Химопсин

CV, %

1,77

6,11

Папаин

±ΔX, нг/мг

18,91±0,73

5,71±1,68

Папаин

ɛ, %

3,88

29,39

Папаин

CV, %

1,93

11,43

 

Разработанные методики ферментативного гидролиза были апробированы на образцах волос освидетельствуемых лиц, собранных согласно рекомендациям Приказа Минздрава Российской Федерации от 27.01.2006 г. № 40. Если масса образцов волос была 300 мг и более, проводили параллельно кислотный, щелочной и ферментативный гидролиз. При наличии массы образцов волос 100 мг и менее проводили только ферментативный гидролиз. Всего за время исследования было проанализировано 118 проб волос. 14 образцов показали положительный анализ на наличие наркотических, психотропных и других токсических веществ, таких как метамфетамин, метилэкгонин, кокаин, амфетамин, форметорекс, пировалерон, метадон, тетрагидроканнабинол, фенобарбитал, тропикамид, димедрол, сальбутамол, никотин.

Применение разработанной методики гидролиза папаином в образцах волос обследуемых лиц также позволило обнаружить в пробе флюконазол, который характеризуется длительным периодом полувыведения, что позволяет назначать его однократно при вагинальном кандидозе и 1 раз в сутки или 1 раз в неделю – по другим показаниям [4].

При проведении апробации разработанных методик ферментативного гидролиза были получены следующие результаты. У пациента «А» был произведен отбор волос в количестве, достаточном для проведения параллельно кислотного, щелочного и ферментативного гидролиза. На хроматограммах после кислотного (рис. 3 а) и щелочного гидролиза (рис. 3 б), кроме пиков эндогенных веществ, был обнаружен пик никотина. На хроматограмме после гидролиза папаином (рис. 3 в), кроме пиков эндогенных веществ и пика никотина, был идентифицирован пик пировалерона. Данное психотропное вещество (пировалерон) не было обнаружено в пробах волос после проведения кислотного и щелочного гидролиза даже на уровне базовой линии (на уровне шума) (рис. 3).

 

Рис. 3. Хроматограммы и масс-спектры экстрактов после кислотного (а), щелочного (б) и ферментативного гидролиза папаином (в) образцов волос пациента «А»

 

Полученные результаты показали достоинства и возможности методики ферментативного гидролиза папаином с целью проведения скринингового исследования проб волос. В некоторых случаях (согласно направлению на химико-токсикологическое исследование) забор биоматериала (волос) осуществляли параллельно отбору другого биообъекта – мочи. Дополнительно забор волос проводили с целью доказательства наличия и отсутствия факта употребления наркотических, психотропных и иных токсических веществ или для подтверждения продолжительной ремиссии у пациентов, находящихся на диспансер- ном наблюдении, так как обнаружение большинства токсических веществ в моче возможно лишь в сроки до 7 дней с момента последнего употребления. При проведении параллельного исследования проб мочи и волос пациента «Б», направленного для подтверждения ремиссии, были обнаружены только никотин и его метаболиты: котинин и гидроксикотинин. В образцах волос пациента «В», помимо никотина, был обнаружен амфетамин, что является доказательством факта употребления пациентом психотропного вещества (эпизодическое употребление без выраженной клинической картины и психического расстройства). Данный результат является основанием для продолжения диспансерного наблюдения пациента «В» и повторного направления на химико-токсикологическое исследование.

Заключение. В последнее время вопросы, связанные с исследованием волос на предмет обнаружения психоактивных веществ, являются актуальными. Анализ волос позволяет не только установить факт употребления наркотических средств, психотропных и других токсических веществ, но и выявить продолжи- тельность, периодичность и срок давности их приема (обнаружение токсикантов в организме спустя недели, месяцы после окончания их приема). Все вышеизложенное показывает преимущество исследования волос перед исследованиями биожидкостей (плазма крови, кровь, моча).

В последнее время с целью установления факта употребления запрещенных и (или) лекарственных веществ для решения социальных вопросов в рамках судебного разбирательства (опекунство, судебные разбирательства по вопросам наследства, уголовные преступления, связанные с употреблением наркотических или иных психотропных веществ) граждан по решению суда направляют для обязательного прохождения исследования на факт употребления психоактивных веществ, где в качестве биологического материала указаны волосы. Данная практика уже давно введена в странах Европы, например в Германии, где исследование волос является обязательным в случае окончания срока лишения лицензии на право управления транспортным средством водителем по причине управления в состоянии наркотического опьянения [11].

Химико-токсикологическое исследование волос позволяет психиатрам-наркологам контролировать ремиссию у пациента благодаря возможности установления эпизодического употребления (без выраженной клинической картины) психоактивных веществ в сроки от 1 до 6 месяцев (в зависимости от длины материала).

Отравления химическими веществами остаются весьма значимыми не только для гражданских лиц, но и для военнослужащих, являясь одной из ведущих причин инвалидизации и смертности [1]. В этой связи использование волос в качестве объекта химико-токсикологического анализа в рамках проведения предварительных и периодических медицинских осмотров, включая медицинское освидетельствование, для военнослужащих частей постоянной боевой готовности и ряда военно-учетных специальностей (операторы боевых расчетов ракетных войск стратегического назначения, летчики военно-космических войск, личный состав надводных и подводных кораблей Военно-морского флота) является весьма актуальным. Проведение данного медицинского контроля позволяет диагностировать как острое, так и хроническое отравление различными токсикантами. Это позволит не только своевременно назначить соответствующее лечение, но и провести профилактические мероприятия по предупреждению распространения данных профессиональных заболеваний химической этиологии [1].

×

Об авторах

Ю. В. Слустовская

Санкт-Петербургский государственный химико-фармацевтический университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: vmeda-nio@mil.ru
Россия, Санкт-Петербург

М. В. Крысько

Санкт-Петербургский государственный химико-фармацевтический университет

Email: vmeda-nio@mil.ru
Россия, Санкт-Петербург

О. Ю. Стрелова

Санкт-Петербургский государственный химико-фармацевтический университет

Email: vmeda-nio@mil.ru
Россия, Санкт-Петербург

В. Н. Куклин

Санкт-Петербургский государственный химико-фармацевтический университет

Email: vmeda-nio@mil.ru
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Гребенюк, А.Н. Профилактика отравлений химическими веществами в армии и на флоте / А.Н. Гребенюк [и др.] // Воен.-мед. журн. – 2009. – Т. 330, № 11. – С. 15–19.
  2. Исламова, А.А. Проблемы подростковой наркомании / А.А. Исламова // Психол., социол. и педагог. – 2016. – № 10 (61). – С. 78–80.
  3. Ишимова, А.Е. Проблема наркомании в России / А.Е. Ишимова // Молодой ученый. — 2015. — № 6 (4). — С. 48–52.
  4. Машковский, М.Д. Лекарственные средства / М.Д. Машковский. – 16-е изд. – М.: РИА Новая волна, 2012. – 1216 с.
  5. Международная статистическая классификация болезней и проблем, связанных со здоровьем. Десятый пересмотр. – М.: Медицина, 2003. – 2466 с.
  6. Савчук, С.А. Идентификация наркотических и психоактивных веществ в биологических жидкостях и волосах методом газовой хроматографии с масс-селективным детектированием: информационное письмо / С.А. Савчук [и др.]. – М.: ННЦ Наркологии, 2014. – 42 c.
  7. Симонов, Е.А. Наркотики: методы анализа на коже, в её придатках и выделениях / Е.А. Симонов [и др.]. – М.: Анахарсис, 2000. – 130 с.
  8. Слустовская, Ю.В. Изолирование лекарственных средств из волос с применением протеолитических ферментов для химико-токсикологических исследований: автореф. дис. … канд. фарм. наук / Ю.В. Слустовская. – СПб., 2018. – 24 с.
  9. Чувина, Н.А. Изолирование лекарственных средств из плазмы крови с применением протеолитических ферментов: дис.… канд. фарм. наук / Н.А. Чувина. – СПб., 2013. – 140 с.
  10. Шабанов, П.Д. Наркология: руководство / П.Д. Шабанов. – 2-е изд. – М.: ГЭОТАР-Медиа, 2012. – 832 с.
  11. Balikova, M. Hair analysis for drugs of abuse. Plausibility of interpretation / M. Balikova // Biomedical papers. – 2005. – № 149 (2). – P. 199–207.
  12. Kintz, P. Analytical and practical aspects of drug testing in hair / ed. by P. Kintz. – New York: Taylor & Francis Group, 2007. – 382 p.
  13. Míguez-Framil, M. Enzymatic hydrolysis of human hair for illicit drug determination by gas chromatography mass-spectrometry / M. Míguez–Framil [and etc.] // Analytical Chemistry. – 2007. – № 79 (22). – P. 8564–8570.
  14. Moffat, A.C. Clarke’s analysis of drug and poisons / A.C. Moffat [and etc.]. – 4th edition. – London: The Pharmaceutical press, 2011. – 615 p.
  15. Tomlin, M. Pharmacology and pharmacokinetics: A basic reader / M. Tomlin. – United Kingdom: Springer-Verlag London Limited, 2010. – 70 p.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2. Рис. 1. Хроматограмма и масс-спектр экстракта после ферментативного гидролиза образцов белой шерсти контрольного животного

Скачать (120KB)
3. Рис. 2. Хроматограммы извлечений эндогенных веществ из черной (а) и рыжей (б) шерсти контрольных животных после ферментативного гидролиза

Скачать (137KB)
4. Рис. 3. Хроматограммы и масс-спектры экстрактов после кислотного (а), щелочного (б) и ферментативного гидролиза папаином (в) образцов волос пациента «А»

Скачать (629KB)

© Слустовская Ю.В., Крысько М.В., Стрелова О.Ю., Куклин В.Н., 2019

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 77762 от 10.02.2020.