Fabrication of human Wharton’s jelly extra cellular matrix for tissue engineering

Abstract


The development of tissue engineering is based on the use of the extracellular matrix as a construct to which cells migrate and attach for proliferation, differentiation, and long-term functioning. The preparation of the matrix is one of the most important tasks, since it must be non-immunogenic, have optimal mechanical properties, contain cell adhesion molecules and growth factors and degrade at the predicted time. The search for biomaterial for the manufacture of the matrix is limited by a number of circumstances. Tissue-specific for the matrix intravital biomaterial is limited, cadaveric is not acceptable due to age-related changes or diseases that reduce the regenerative capacity of tissues; synthetic materials lack cell adhesion molecules or are not degraded. The umbilical cord is an accessible homologous biomaterial of non- embryonic origin, preserving the features of the embryonic phenotype. The optimal method of decellularization of the Warton jelly of the human umbilical cord in the manufacture of a full-component cell-free matrix is substantiated. Umbilical cord decellularization was carried out using a detergent method with a 0.05% sodium dodecyl sulfate solution for 24 hours. The quality of the decellularization was evaluated microscopically by staining with fluorescent dye and quantification of nucleic acids. The gentle method used to remove cells from the Warton jelly tissue meets the existing criteria for the effectiveness of decellularization, since only single cells and a small amount of deoxyribonucleic acid remain in the processed biomaterial. The technique does not provide centrifugation at high speeds, in which glycosaminoglycans and proteoglycans are lost from the matrix, the enzymatic action that destroys fibrillar collagen structures, and non-physiological conditions of decellularization. The therapeutic success of tissue-engineering structures based on the extracellular matrix will depend not only on the bioactivity of the umbilical cord, but also on the safety of the composition, structure and mechanical characteristics of the matrix. Due to the availability and non-invasiveness of receiving from healthy young donors, provisional organs are an excellent source of homologous biomaterial for matrix production.

Full Text

Введение. Создание in vivo функционирующих тканей для замены утраченных или поврежденных с целью трансплантации их пациенту - динамично развивающаяся область медицины, именуемая тка- невой инженерией. В основе ее лежит получение бесклеточного матрикса, заселяемого клетками с регенераторными свойствами, итогом деятельности которых будет замена трансплантированных времен- но функционировавших структур вновь синтезирован- ными компонентами собственных восстановленных тканей [4, 5]. Внеклеточный (бесклеточный) матрикс (ВКМ) - биологическая трехмерная конструкция, обладаю- щая свойствами сохранять свою пространственную организацию и обеспечивающая транспорт клеток и различных биологических молекул [19]. Материал на основе естественного ВКМ должен быть биосовме- стимым, иммунологически инертным, способным к продолжительному функционированию и биодегра- дируемым в перспективе, предоставляя засеянным перед трансплантацией или резидентным клеткам сайты для прикрепления, пролиферации, созревания и функционирования [14, 18, 21]. Одним из вариантов создания биомиметической, неиммуногенной, безопасной и эффективной кон- струкции на основе ВКМ является процесс децеллю- ляризации, заключающийся в удалении клеточных компонентов из соответствующих тканей [4, 7, 10]. Наиболее труднопреодолимым препятствием на пути создания тканеспецифичных конструкций является ограниченность донорского материала. Коммерческие продукты, представленные в на- стоящее время на мировом рынке клеточных техно- логий и тканевой инженерии, в большинстве своем изготовлены из тканей животных или трупных тканей человека [18]. В эксперименте исследуют биоматери- ал хитозан, фиброин шелка (продукты деятельности насекомых) и бесклеточную кожу рыб для создания тканеинженерных конструкций. Но ксеногенные био- материалы создают проблемы из-за иммунологиче- 124 1 (69) - 2020 ВЕСТНИК РОССИЙСКОЙ ВОЕННО-МЕДИЦИНСКОЙ АКАДЕМИИ Экспериментальные исследования ских реакций и риска передачи возбудителя, в том числе прионной инфекции [5, 11]. В Российской Феде- рации в соответствии с Федеральным законом № 180 [3] для трансплантации разрешены биомедицинские продукты из биоматериала человека, полученного как при жизни, так и после его смерти. Однако ни прижизненный, ни кадаверный биома- териал взрослого донора не оптимален, поскольку его состав, структура тканей и органов подвергались изменениям в течение его жизни, в том числе и из-за заболеваний [11, 19]. Процедура удаления клеток из тканей взрослого донора может еще более усугубить повреждение матрикса. Итогом влияний факторов внешней и внутренней среды на ткани донора может оказаться утрата важных молекул, необходимых для прикрепления, расселения и функционирования кле- ток. В отличие от взрослой ткани, ВКМ из ткани плода или новорожденного содержит больше незрелого коллагена с небольшим количеством сшивок, что способствует более эффективному ремоделированию ткани. Поэтому ожидаемо, что ВКМ, полученный из ткани плода или новорожденного, будет индуцировать более эффективную и конструктивную ткань [11]. Пуповина, происходящая из внезародышевой мезодермы, содержит особую твердую слизистую соединительную ткань, так называемый Вартонов студень, который окружает сосуды плода и, как по- лагают, предотвращает сжатие, скручивание и сгиба- ние. Вартонов студень характеризуется различными типами коллагена и аморфной массой вещества, компонентами которой являются гликозаминогликаны (гиалуронан, хондроитин сульфат, гепарин, гепаран сульфат) и протеогликаны [5, 15, 21]. Доказательством критической роли этих молекул в онтогенезе является то, что пуповина в своем благополучном развитии выполняет важнейшую функцию предотвращения сдавления сосудов пуповины и угрозы гипоксии плода даже при образовании узлов (рис. 1). Мутации с утратой белков ВКМ, таких как фибро- нектин, ламинин, или коллаген, являются летальными для эмбриона [2]. В отличие от узлов пуповины, де- Рис. 1. Двойной узел пуповины. 29-летняя женщина с неосложненной беременностью в срок родила младенца массой 3,7 кг, шкала Апгар составила 8 и 9 баллов на первую и пятую минуты. Пуповина имела сложный узел. Узлы, подобные этому, редки, и их связь с асфиксией плода не доказана. Младенец находился в хорошем состоянии, без каких-либо проявлений асфиксии (цит. по: [6]) фекты пуповины с нарушением структуры и состава Вартонова студня приводят к нежизнеспособности плода и новорожденного (рис. 2). Провизорные органы - пуповина и плацента, имея мезодермальное внеэмбриональное происхождение, сохраняют особенности эмбрионального фенотипа, проявляющиеся в быстрой регенерации поврежде- ний ткани. Эта способность обеспечена ростовыми факторами, среди которых доминируют молекулы трансформирующего фактора роста TGF-β3 над при- сущими тканям взрослого организма TGF-β1,2; преоб- ладанием незрелого коллагена над зрелым с малым количеством коллагеновых сшивок; гиалуронаном высокой молекулярной массы в противовес низкомо- лекулярному постнатальных тканей; особенностями цитокиновой регуляции (доминирование у плода противовоспалительного интерлейкина-10 над про- воспалительными интерлейкинами-6, -8); особенно- стями клеточных популяций в фетальных тканях: пре- обладанием фибробластов над миофибробластами, малым количеством тучных клеток и макрофагов [13]. Упомянутые особенности тканей плода дают ос- нование предполагать, что матрикс, полученный из ВКM провизорных органов, сможет обеспечить ин- дуктивное микроокружение для образования тканей в месте его трансплантации. Сохранность в децел- люляризированном матриксе всех его компонентов - фибриллярных и неструктурных коллагенов, глико- заминогликанов, протеогликанов - представляется необычайно важной. Поэтому пристальному анализу были подвергнуты описанные в литературе протоко- лы, в которых применены жесткие физические (цен- трифугирование на больших скоростях) и химические Рис. 2. Младенец массой тела 2500 г родился на 38 неделе беременности в среднетяжелом состоянии (оценка по шкале Апгар на 1 и 5 минутах составляла 4 и 5 баллов соответственно). Осмотр пуповины показал отсутствие Вартонова студня вокруг пупочных артерий. В течение часа с момента рождения у ребенка развился дистресс- синдром, он умер вскоре после рождения. Четыре случая отсутствия Вартонова студня вокруг артерий пуповины, упомянутые в этом исследовании, сопровождались компрессией незащищенных сосудов и перинатальной смертью (цит. по: [12]) ВЕСТНИК РОССИЙСКОЙ ВОЕННО-МЕДИЦИНСКОЙ АКАДЕМИИ 1 (69) - 2020 125 Экспериментальные исследования методики получения матрикса (использование агрес- сивных органических кислот, химического сшивания коллагена, а также нефизиологических параметров ферментативного гидролиза) [9, 16]. Механические свойства получаемых матриксов пуповины зависят от сохранности структур ВКМ, это еще один фактор регенеративного фенотипа плода. Повышенная жесткость матрикса in vitro приводит к увеличению превращения дермальных фибро- бластов в фенотип миофибробластов и усилению экспрессии ими генов синтеза коллагенов COLIA1, профибротических факторов роста TGF-β1 и TGF-β2, экспрессии альфа-гладкомышечного актина - то есть спектра факторов роста и структурных волокон матрикса, присущего постнатальному фенотипу. Осо- бые механические свойства и композиция каркаса внеэмбриональных структур могут быть решающими характеристиками при создании бесклеточной ткане- инженерной конструкции. Процедура удаления клеток из ткани пуповины в идеале должна сохранять все многообразие структурных и неструктурных молекул и минимальное количество сшивок между волокнами коллагена. Применяемые методики децеллюляризации классифицируются на физические, химические, биологические/ферментативные или сочетающие эти подходы [13], в основе которых лежит общий принцип разрушения клеточной мембраны и удале- ния клеточного содержимого [4, 7]. Физическими методиками являются центрифугирование, циклы замораживания-оттаивания, обработка ультразву- ком [10, 20]. Химические методики - использование кислот и щелочей, гипертонических и гипотонических растворов, ионных, неионных и цвиттерионных де- тергентов, хелатирующих агентов [11, 17]. Наиболее часто используют додецилсульфат натрия (SDS), дезоксихолат натрия и тритон Х-100 или Х-200 [2]. При ферментативной децеллюляризации используют пепсин, трипсин, эндо- и экзонуклеазы [8]. Выбор действующего агента, метода децеллюля- ризации и продолжительности воздействия зависит от ряда факторов, в частности от характеристики ткани (количественное содержание клеток и различ- ных биологических молекул, ее плотность и толщина) и клинических целей [7]. Так, для удаления клеток в образцах толщиной до нескольких миллиметров ткань подвергается кратковременному воздействию гипотонических или гипертонических растворов, ферментов и/или детергентов, последующему отмы- ванию в сопровождении разнообразных физических процессов [4, 5]. Более толстые ткани (например, хря- щевые) требуют более энергичного биохимического воздействия и многократной отмывки от нескольких часов до нескольких дней [1]. Действующий агент, методика и продолжительность процесса удаления клеток влияют на состав ВКМ и вызывают некоторую степень разрушения ультраструктуры [10]. ВКМ тканей плода и новорожденного, включая пуповину, содержит значительно большее количество сульфатированных гликозаминогликанов, чем любые постнатальные ткани. Хондроитин сульфат, гепарин, гепаран сульфат и несульфатированный гиалуронан фиксируют цитокины и факторы роста. Поэтому про- токол децеллюляризации пуповины должен быть оп- тимизирован для сохранения важных регенераторных молекул с учетом высокой гидрофильности гликоза- миногликанов, требующей существенного увеличения продолжительности отмывки материала от агентов. Эффективное удаление внутриклеточных ком- понентов и антигенных эпитопов стало решающим вопросом из-за необходимости минимизации нега- тивных иммунных реакций реципиента, порожденных аллогенными скаффолдами. Минимальными крите- риями качественной децеллюляризации, которым следуют во всем мире, являются: 1) количественное содержание дезоксирибонуклеиновой кислоты (ДНК) менее 50 нг/мг в сухой ткани; 2) содержание фраг- ментов ДНК размером менее 200 пар нуклеотидов; 3) отсутствие ядерного материала в тканевых срезах при окрашивании 4,6-диамидино-2-фенилиндолом или гематоксилином и эозином. Соблюдение этих критериев приводит к эффективности скаффолдов в модельных системах in vivo [7]. Физические методики - дифференцированное центрифугирование при разных скоростях - оказы- ваются эффективными для выделения отдельных компонентов ВКМ, так исследователи получали глико- заминогликаны, при этом клетки оказывались вместе с коллагенами в удаляемом осадке [20]. Ультразвук, воздействовавший на биоматериал в процессе оттаивания, приводит к значительному уменьшению клеток в матриксе гортани, однако вы- зывает структурные повреждения скаффолда [10]. Химические методики [17] применяют для полу- чения коллагенов I и IV типов из плаценты путем деструктивного воздействия на биоматериал орга- нических кислот, не только разрушающих клетки, но и гидролизующих белки матрикса. Высокая концентрация гликозаминогликанов в биоматериале пуповины не только требует оптими- зации протокола децеллюляризации, но и изменяет механические свойства полученных жидких форм ВКM [14]. Действительно, ВКМ пуповины выявил высокую скорость гелеобразования по сравнению с ВКМ из постнатальных органов свиньи с низким содержанием гликозаминогликанов [11]. При центрифугировании на больших скоростях низкомолекулярный гиалуронан оказывается в отбрасываемом супернатанте, поэтому методика используется для получения гликозамино- гликанов низкой молекулярной массы [4, 16, 21]. Существенной особенностью ВКM из постнаталь- ных тканей является их сжатие при фибробластопо- добном культивировании. Сокращение гелеобраз- ного ВКМ пуповины человека при культивировании фибробластов происходит существенно медленнее, чем ВКМ тканей животных [18]. Это наблюдение со- гласуется с тем, что трехмерный матрикс Вартонова студня имеет меньшую жесткость пространственной 126 1 (69) - 2020 ВЕСТНИК РОССИЙСКОЙ ВОЕННО-МЕДИЦИНСКОЙ АКАДЕМИИ Экспериментальные исследования структуры, чем жесткость постнатального матрикса. ВКМ пуповины избирательно способствует рас- пространению мезенхимальных стволовых клеток (МСК) по сравнению с другими типами ВКM, является превосходным фидером для культивирования МСК для нужд рецеллюляризации тканеинженерных кон- струкций таргетных органов или клеточной терапии [18]. Dan P. et al. [8] представили ферментативный спо- соб получения ВКМ из Вартонова студня трипсином, а трипсиновую реакцию ингибировали бычьей сыво- роткой. Однако применение сывороток животного происхождения при работе с пуповиной человека может стать источником прионных инфекций, а по- тому не применимо при создании тканеинженерных конструктов для трансплантации человеку [3]. Альтернативным вариантом получения внекле- точного матрикса является непосредственное его создание клетками Вартонова студня с последующим удалением клеток-продуцентов. В течение 7-9 дней на стеклянных планшетах в ростовой среде, дополненной аскорбиновой кислотой для стимулирования обра- зования ВКМ, были культивированы МСК пуповины человека. Для децеллюляризации материала образцы обработали растворами неионных детергентов (три- тон X-100) и ферментов (дезоксирибонуклеаза) [19]. Однако в литературе не найдено описаний создания in vitro трехмерного матрикса пуповины путем культи- вирования клеток-продуцентов. Наиболее часто целью исследователей является получение отдельных компонентов ВКМ пуповины [16, 20]. Испанские изобретатели Perez J.F. et al. [16] извлекали из ВКМ пуповины сульфатированные и не- сульфатированные гликозаминогликаны с помощью продолжительного ферментативного расщепления, затем их подвергали химическому сшиванию. Матрикс приобретал твердую трехмерную пористую структуру. При всей привлекательности описанного протокола многие его этапы не физиологичны и не сохраняют в итоге природных свойств исходного материала, в частности, способствуют созданию монокомпонент- ного бесколлагенового матрикса большей жесткости. Xiao T. et al. [20] после пятикратного замораживания- оттаивания гомогената подвергали его дифферен- циальному и градиентному центрифугированию, а полученный супернатант содержал преимущественно гликозаминогликаны. В других исследованиях описана процедура получения только коллагенов определен- ного типа [17]. Цель исследования. Обосновать и воспроизве- сти оптимальный протокол удаления клеточного ма- териала из Вартонова студня пуповины человека для создания тканеинженерного бесклеточного матрикса. Материалы и методы. Для децеллюляризации пуповины и подготовки внеклеточных матриксов бра- ли пуповины человека от здоровых доношенных ново- рожденных после самопроизвольных родов с инфор- мированным согласием доноров и с использованием руководящих принципов, утвержденных этическим комитетом при Военно-медицинской академии им. С.М. Кирова, № 203. Все доноры пуповины проходили серологические исследования на наличие инфици- рования вирусом иммунодефицита человека (ВИЧ), цитомегаловирусом, вирусом гепатита типа A, B, и сифилисом. Фрагменты пуповины замораживали (>16 ч при -20°C), асептически переносили в лабораторию, размораживали и ажитировали в 0,1 М фосфатном бу- ферном растворе (PBS) фирмы «Биолот» (Россия) при 120 об/мин и комнатной температуре. PBS меняли от трех до пяти раз, прежде чем пуповину препарировали в ламинарном шкафу для удаления сосудов. Вартонов студень пуповины измельчали, а затем гомогенизиро- вали с помощью прибора «gentleMACSTM Dissociator» фирмы «Milteniy Biotec» (Германия). Децеллюляризацию гомогенизированного Вар- тонова студня осуществляли детергентным спосо- бом с использованием стерильного 0,05% раствора SDS фирмы «Unger» (Норвегия) в течение 24 ч при комнатной температуре и шейкировании при 120 об/мин. По окончании децеллюляризации образцы подвергали многократной отмывке PBS (рН=7,42) с целью удаления SDS и открепившихся клеток. Де- целлюляризированный матрикс хранили в растворе пенициллина-стрептомицина (100 МЕ/мл и 100 мкг/ мл соответственно) фирмы «Биолот» (Россия). Для предварительного и быстрого выявления клеток препараты окрашивали 2% раствором аце- тоорсеина. Препараты анализировали и документи- ровали в видимом проходящем свете на микроскопе «AxioImager» 2M, объективы EC Plan Neofluar, камера цветная Axiocam MRC5 фирмы «Carl Zeiss» (Германия). В соответствии с общепринятыми методиками от- сутствие ядер клеток в децеллюляризованных тканях документировали окрашиванием с помощью флуорес- центного красителя 4,6-диамидино-2-фенилиндола (DAPI, 1:1000 Invitrogen) фирмы «Paisley» (Украина). Концентрация DAPI в рабочем растворе - 0,01 мг/ мл. Препараты анализировали и документировали с использованием флуоресцентного микроскопа «AxioImager 2M» фирмы «Carl Zeiss» (Германия). Количественный анализ ДНК проводили с исполь- зованием коммерческого экстрактивного набора «In- staGene matrix» фирмы «BioRad» (Соединенные Штаты Америки). Двухцепочечную ДНК выделяли из нативных и децеллюляризованных тканей в соответствии с ин- струкциями производителя. Оптическую плотность экстракта ДНК измеряли путем абсорбции при 260 нм на спектрофотометре «Implen NanoPhotometer NP80 Touch» фирмы «GmbH» (Германия). Для каждого на- тивного и децеллюляризованного образцов анализ повторяли 3 раза. Для статистической обработки данных использова- ли пакет StatSoft Statistica 6.1. В случае распределе- ния признака, отличного от нормального, результаты представляли в виде медианы, 25 и 75 перцентилей: Ме (Р25-Р75). Анализ достоверности различий уровня концентрации ДНК в нативном биоматериале и после ВЕСТНИК РОССИЙСКОЙ ВОЕННО-МЕДИЦИНСКОЙ АКАДЕМИИ 1 (69) - 2020 127 Экспериментальные исследования проведения децеллюляризации ткани осуществляли с использованием непараметрической статистики (критерий Вилкоксона), за критический уровень зна- чимости принимали значение р<0,05. Результаты и их обсуждение. В проведенном исследовании сделана попытка получить полноком- понентный внеклеточный матрикс из ткани пуповины, не прибегая к изоляции гликозаминогликанов и/или коллагенов, а лишь удаляя клеточный материал. Пуповины (рис. 3) препарировали в ламинарном шкафу с соблюдением правил асептики с удалением вены и артерий. Вартонов студень вместе с мембраной подвергали размельчению и гомогенизации, а затем шейкировали в растворе SDS в течение 24 ч. Качество децеллюляризации оценивали с помо- щью световой микроскопии (рис. 4, 5). Гистологические исследования показали, что по- сле децеллюляризации ядер в биоматериале почти не наблюдается. С целью оценки качества отмывки открепленных клеток и ядерного материала из ткани определяли содержание ДНК в нативном биоматериале пуповины и после его децеллюляризации. Среднее содержание ДНК в гомогенизированном биоматериале нативной пуповины составило 468,75 (453,65-475,15) нг/мкл, после децеллюляризации - 29,2 (27,8-30,7) нг/мкл. После децеллюляризации содержание ДНК досто- верно снижено, p<0,001 (рис. 6). Как следует из рисунков 4-6, примененный в на- шем исследовании щадящий способ удаления клеток раствором SDS в той концентрации, при которой не происходит разрушения матриксных белков, является весьма эффективным, поскольку полученный биома- териал содержит крайне мало клеток и минимальное количество ДНК. Использованный способ устранения клеток из ткани пуповины, очевидно, не единственный, и, по- мимо критерия бесклеточности, эффективность наиболее оптимальной методики будет определяться также сохранностью состава ВКМ (фибриллярные и неструктурные типы коллагена, сульфатированные и несульфатированные протеогликаны, факторы ро- ста). Выявление характеристик, свидетельствующих о сохранности бесклеточного матрикса, - предмет дальнейших экспериментов. Разные типы коллагенов, составляющие 75-80% матрикса пуповины и определяющие его простран- ственную структуру, обладают той специфической а б Рис. 3. Пуповина (а), выделение Вартонова студня (б) а б Рис. 4. Нативная пуповина: а - окраска ацетоорсеином; б - окраска DAPI, для всех ок. Р1 10×/23, об. EC Plan Neofluar 10×/0,3, шкала 100 мкм 128 1 (69) - 2020 ВЕСТНИК РОССИЙСКОЙ ВОЕННО-МЕДИЦИНСКОЙ АКАДЕМИИ Экспериментальные исследования а б в Рис. 5. Децеллюляризированная пуповина: а - окраска DAPI, ок. Р1 10×/23, об. EC Plan Neofluar 10×/0,75; шкала 100 мкм; б - окраска DAPI, ок. Р1 10×/23, об. EC Plan Neofluar 40×/0,3; в - окраска орсеином, ок. Р1 10×/23, об. 20/050, шкала 50 мкм Рис. 6. Содержание ДНК в нативном (вверху) и децеллюляризированном (внизу) Вартоновом студне пуповины человека особенностью, что они лишены поперечных сшивок, и в этом их, на наш взгляд, ценность. Поэтому основной научный интерес нашего исследования заключен в поиске оптимального протокола децеллюляризации, позволяющего сохранить состав нативного ВКМ пу- повины. Заключение. Терапевтический успех тканеинже- нерных конструкций на основе ВКМ будет зависеть не только от биоактивности, но и от сохранности структурных и механических характеристик биомате- риала. В процедурах децеллюляризации провизорных тканей человека важны щадящие по отношению к компонентам ВКМ этапы удаления клеток, использо- вание для иммобилизации ферментов нексеногенных сывороток, тщательная отмывка клеточного дебриса, качественный процесс удаления использованных ре- активов, применение антибиотиков на этапах децел- люляризации и надежная стерилизация полученного продукта, а также возможность хранения конечного продукта. Ограничения этого исследования заключа- ются в том, что протокол не был оценен в отношении сохранности структур бесклеточного матрикса. Тем не менее, результаты, представленные в нашем ис- следовании, обнадеживают, и эту методику можно считать полезной основой для многих других проце- дур децеллюляризации.

References

  1. Александров, В.Н. Тканевая инженерия трахеи / В.Н. Александров [и др.] // Вестн. Росс. воен.-мед. акад. - 2016. - № 3 (55). - С. 212-219.
  2. Строев, Ю.И. Системная патология соединительной ткани: руководство для врачей / Ю.И. Строев, Л.П. Чурилов. - СПб.: ЭЛБИ-СПб, 2014. - 368 с.
  3. Федеральный закон от 23.06.2016 г. № 180-ФЗ «О биомедицинских клеточных продуктах» // Росс. газета. - 2016. - № 139. - 28 июн.
  4. Basiri, A. A silk fbroin/decellularized extract of Wharton’s jelly hydrogel intended for cartilage tissue engineering / A. Basiri [et al.] // Progress in Biomaterials. - 2019. - № 8. - P. 31-42.
  5. Beiki, B. Fabrication of a three dimensional spongy scaffold using human Wharton’s jelly derived extra cellular matrix for wound healing / B. Beiki [et al.] // Materials science & Engineering. Materials For Biological Applications. - 2017. - Vol. 78. - P. 627-638.
  6. Camann, W. Complex Umbilical-Cord Knot / W. Camann [et al.] // N. Engl. J. Med. - 2003. - № 349. - Р. 2.
  7. Crapo, P.M. An overview of tissue and whole organ decellularization processes / P.M. Crapo [et al.] // Biomaterials. - 2011. - Vol. 32, № 12. - P. 3233-3243.
  8. Dan, P. Human-derived extracellular matrix from Wharton’s jelly: an untapped substrate to build up a standardized and homogeneous coating for vascular engineering / Р. Dan [et al.] // Acta Biomaterialia. - 2017. - Vol. 48. - P. 227-237.
  9. Herrero-Mendez, A. HR007: a family of biomaterials based on glycosaminoglycans for tissue repair / A. Herrero-Mendez [et al.] // J. Tissue Eng. Regen. Med. - 2017. - Vol. 11, № 4. - P. 989-1001.
  10. Hung, S.H. Larynx decellularization: combining freeze-drying and sonication as an effective method / S.H. Hung [et al.] // J. Voice. - 2013. - Vol. 27, № 3. - P. 289-294.
  11. Ko čí , Z. Extracellular Matrix Hydrogel Derived from Human Umbilical Cord as a Scaffold for Neural Tissue Repair and Its Comparison with Extracellular Matrix from Porcine Tissues / Z. Kočí [et al.] // Tissue Engineering Part C - Methods. - 2017. - Vol. 23, № 6. - P. 333-345.
  12. Kulkarni, M.L. Absence of Wharton’s jelly around the umbilical arteries / M.L. Kulkarni [et al.] // Indian J. Pediatr. - 2007. - Vol. 74, № 8. - P. 787-789.
  13. Leung, А. Fetal wound healing: implications for minimal scar formation / A. Leung [et al.] // Curr. Opin. Pediatr. - 2015. - Vol. 24, № 3. - P. 371-378.
  14. Medberry, C.J. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix / C.J. Medberry [et al.] // Biomaterials. - 2013. - Vol. 34, № 4. - P. 1033-1040.
  15. Nanaev, A.K. Stromal Differentiation and Architecture of the Human Umbilical Cord / A.K. Nanaev [et al.] // Placenta. - 1997. - Vol. 18, № 1. - P. 53-64.
  16. Pat. № US 8,685,732 B2 United States. Biomaterial based on Wharton Jelly from the human umbilical cord / J.F. Perez [et al.]; Pub. Date: 20.10.2011.
  17. Pat. № 5,436,135 United States. New preparation of placenta collagen, their extraction method and their applications / J.-L. Tayot, M. Tardy; Pub. Date: 25.07.1995.
  18. Tukmachev, D. Injectable Extracellular Matrix Hydrogels as Scaffolds for Spinal Cord Injury Repair / D. Tukmachev [et al.] // Tissue Eng. - 2016. - Vol. 22, № 3-4. - P. 306-317.
  19. Xiao, B. Extracellular matrix from human umbilical cord-derived mesenchymal stem cells as a scaffold for peripheral nerve regeneration / В. Xiao [et al.] // Neural Regen. Res. - 2016. - Vol. 11, № 7. - Р. 1172-1179.
  20. Xiao, T. Fabrication and In Vitro Study of Tissue-Engineered Cartilage Scaffold Derived from Wharton’s Jelly Extracellular Matrix / T. Xiao [et al.] // Hindawi BioMed. Research International. - 2017. - 12 p.
  21. Zhao, P. hWJECM-derived oriented scaffolds with autologous chondrocytes for rabbit cartilage defect repairing / P. Zhao [et al.] // Tissue Eng. - Vol. 24, № 11-12. - P. 905-914.

Statistics

Views

Abstract - 123

PDF (Russian) - 29

Cited-By


Article Metrics

Metrics Loading ...

PlumX

Dimensions


Copyright (c) 2020 Kalyuzhnaya L.I., Chernov V.E., Frumkina A.S., Chebotarev S.V., Zemlyanoy D.A., Tovpeko D.V., Kosulin A.V.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies