Динамика содержания водных каналов аэрогематического барьера в скрытом периоде токсического отека легких

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Оценивается динамика содержания водных каналов аэрогематического барьера (аквапорин 1, аквапорин 5, эпителиальный натриевый канал) в скрытом периоде интоксикации крыс карбонилхлоридом, продуктами термодеструкции фторопласта, содержащими перфторизобутилен, и диоксидом азота. Моделировали интоксикацию крыс карбонилхлоридом, продуктами термодеструкции фторопласта, содержащими перфторизобутилен, и диоксидом азота в средних летальных концентрациях. Через 30 и 60 мин после воздействия определяли легочный коэффициент, выполняли гистологическое и иммуногистохимическое исследования. При проведении вестерн-блот-анализа определяли содержание аквапорина 5 в тканях легких крыс, подвергшихся воздействию продуктов термодеструкции фторопласта. Установлено, что интоксикация крыс карбонилхлоридом и продуктами термодеструкции фторопласта, содержащими перфторизобутилен, способствует увеличению относительного содержания аквапорин 5- и эпителиальных натриевых каналов позитивных клеток в тканях легких уже через 30 мин после воздействия. Через 60 мин после воздействия наблюдаются признаки интерстициальной фазы токсического отека легких и увеличение легочного коэффициента. Через 30 мин после воздействия диоксида азота определяется увеличение легочного коэффициента, выраженные признаки интерстициальной фазы отека и увеличение относительного содержания аквапорин 5-позитивных клеток. При проведении вестрен-блот-анализа с использованием анти-аквапорин 5-антител определяется увеличение интенсивности окрашивания комплексов с молекулярной массой 25 и 50 кДа, что может свидетельствовать об образовании тетрамера аквапорина 5 и, вероятно, его транслокации из внутриклеточного компартмента на плазматическую мембрану альвеолоцитов. Таким образом, аквапорин 5 играет важную роль в патогенезе токсического отека легких, вызванного воздействием исследуемых пульмонотоксикантов. Таргетное воздействие на данный канал может быть перспективным подходом в проведении патогенетической терапии отравлений.

Полный текст

Введение

Водные каналы аэрогематического барьера (аквапорин (aquaporin — AQP) 1, аквапорин 5, эпителиальный натриевый канал (ENaC)) играют важную роль в физиологическом транспорте жидкости через аэрогематический барьер. Вместе с тем роль данных каналов в патогенезе токсического отека легких, вызванном воздействием классических пульмонотоксикантов, в доступной литературе не описана.

Спектр веществ, обладающих пульмонотоксическим действием, весьма разнообразен. Среди классических пульмонотоксикантов выделяют вещества, которые, поступая в организм ингаляционно, приводят к нарушению структуры и функции дыхательной системы. По механизму действия пульмонотоксиканты можно подразделить на ацилирующие агенты (карбонилхлорид, перфторизобутилен) и вещества, инициирующие коагуляцию белка и процессы свободнорадикального окисления в компонентах аэрогематического барьера, например диоксид азота. Интоксикация ацилирующими агентами может произойти при возникновении аварий на химически опасных объектах, горении фторопластов на пожаре, применении химического оружия. Диоксид азота — один из компонентов пороховых и взрывных газов, воздействие которого на организм может происходить при стрельбе в плохо вентилируемых помещениях и срабатывании боеприпасов [1–4].

Интоксикация пульмонотоксикантами приводит к формированию токсического отека легких. Процессы, происходящие в период основных проявлений интоксикации, хорошо изучены, в свою очередь, данные о патогенетических каскадах, реализующихся в скрытом периоде интоксикации, весьма скудны.

На сегодняшний день подходы к фармакологической коррекции токсического отека легких достаточно ограничены. Это может быть связано с неполным пониманием первичных механизмов его формирования, особенно при интоксикации ацилирующими агентами [1, 3, 5]. Перемещение воды из системного кровотока в ткани легких может осуществляться парацеллюлярно и трансцеллюлярно посредством водных каналов аэрогематического барьера [6]. Трансцеллюлярный транспорт через эндотелиоциты опосредован активацией AQP-1, через альвеолоциты 1-го типа — AQP-5 [6, 7]. Трансцеллюлярное перемещение воды из альвеолярного пространства в интерстиций (альвеолярный клиренс) происходит через амилорид-чувствительные эпителиальные натриевые каналы [8]. Водные каналы аэрогематического барьера играют ведущую роль в поддержании водного баланса в легких, помимо этого они могут участвовать в патологических перемещениях воды, например, при формировании токсического отека легких [5, 9]. При нарушении целостности аэрогематического барьера, вызванного воздействием разъедающих веществ (прижигающие кислоты и щелочи), воспалительным процессом или активацией реакций свободнорадикального окисления, функционирование водных каналов нарушается [10, 11].

Данные литературы о роли водных каналов аэрогематического барьера в патогенезе токсического отека легких противоречивы. В исследовании B. Hasan и соавт. [12] было продемонстрировано, что экспрессия AQP-5 была значительно снижена через 12 и 24 ч после моделирования токсического отека легких, вызванного интоксикацией липополисахаридом. В исследовании A. Ohinata и соавт. [10] выявлено, что воздействие на клеточную линию легочных эпителиальных клеток мышей липополисахаридом приводило к увеличению содержания AQP-5 на плазматической мембране клеток через 0,5–2 ч после воздействия и увеличению осмотической водной проницаемости через плазматическую мембрану. Таким образом, данные литературы о роли аквапоринов в формировании токсического отека легких неоднозначны. Экспериментальные данные о роли аквапоринов и ENaC в формировании токсического отека легких, вызванном воздействием классических пульмонотоксикантов (карбонилхлорид, перфторизобутилен, диоксид азота), в доступной литературе не найдены.

Цель исследования — оценить динамику содержания водных каналов аэрогематического барьера (AQP-1, AQP-5, ENaC) в скрытом периоде интоксикации крыс карбонилхлоридом, продуктами термодеструкции фторопласта, содержащими перфторизобутилен, и диоксидом азота.

Материалы и методы

Исследование выполнено на 54 крысах-самцах, разделенных на 4 группы по 6 особей в каждой: контрольную (КГ), перфторизобутилена (ПФИБ), карбонилхлорида (COCl2) и диоксида азота (NO2). Животные КГ во время пребывания в ингаляционной камере дышали атмосферным воздухом в течение 15 мин. Животных группы ПФИБ подвергали статической ингаляционной интоксикации продуктами термодеструкции фторопласта (концентрация соответствовала средней летальной (HLC50)), содержащими перфторизобутилен. Животных группы COCl2 подвергали статической ингаляционной интоксикации карбонилхлоридом, полученным химическим путем, в концентрации, соответствующей средней летальной (LC50). Животных группы NO2 подвергали статической ингаляционной интоксикации диоксидом азота, полученным химическим путем, в концентрации, соответствующей LC50. Во всех экспериментах экспозиция составила 15 мин. При проведении иммуногистохимического исследования для каждой группы животных, подвергшихся интоксикации, формировали отдельную КГ (КГ-1, КГ-2, КГ-3).

Содержание перфторизобутилена в составе газовоздушной смеси определяли путем газо-жидкостной хроматографии с масс-спектрометрическим детектированием с помощью хромотографа «Agilent 7890B» с масс-селективным детектором «Agilent 240 ms» фирмы «Agilent 7890B» (Соединенные Штаты Америки — США). Концентрацию карбонилхлорида и диоксида азота в ингаляционной камере определяли при помощи газоанализатора «PortaSens II» фирмы «ATI» (США).

Животных выводили из эксперимента через 30 и 60 мин после воздействия, используя раствор тилетамина + золазепама (в соответствующих дозировках. Извлекали легкие, определяли легочной коэффициент. Для оценки патологических изменений в тканях легких выполняли гистологическое исследование. Ленточные срезы легких выполняли на санном микротоме «PFM Slide 2003» фирмы «PFM Medical GmbH» (Германия), полученные микропрепараты окрашивали гематоксилином и эозином, микроскопическое исследование проводили, используя микроскоп «Leica DM2000» фирмы «Leica Microsystems» (Германия), осуществляли фоторегистрацию.

Для выполнения иммуногистохимического исследования из предварительно приготовленных парафиновых блоков при помощи ротационного микротома изготавливали срезы ткани легких толщиной 4 мкм, которые размещали на предметных стеклах, обработанных полилизином. После высокотемпературной обработки срезов (98 °С, 20 мин в цитратном буфере с pH 6) выполняли иммуногистохимическое окрашивание с использованием кроличьих поликлональных анти-AQP5-антител (в разведении 1:400) фирмы «Affinity Biosciences LTD» (Китай), анти-α1-ENaC антител (1:400 фирмы «Atagenix Laboratories» (Китай) и анти-AQP1-антител (1:400 фирмы «Cloud-Clone Corp.» (Китай)). Иммуногистохимическое окрашивание выполняли при помощи универсальной системы визуализации «UltraVisionQuanto» фирмы «Thermo» (США) и автоматического иммуностейнера «Autostainer A360» фирмы «Thermo» (США) в соответствии с рекомендациями производителя. Для реализации сэндвич-метода формирование иммунных комплексов выявляли мечеными пероксидазой вторыми антителами к кроличьим иммуноглобулинам. В качестве оптически плотной метки использовали диаминобензидин.

Для количественного определения на иммуногистохимических препаратах комплексов AQP-5-антитело, AQP-1-антитело и ENaC-антитело использовали методику гистологического счета H-score [13]. Относительное содержание исследуемых комплексов оценивали путем подсчета позитивных клеток в поле зрения при увеличении объектива ×100 при подсчете не менее 10 полей зрения.

Пробоподготовку тканей легких для проведения вестерн-блот-анализа выполняли по стандартной методике. После проведения электрофореза в полиакриламидном геле выполняли полусухой электроперенос белков из геля на поливинилиденфторидную мембрану фирмы «Trans-Blot Turbo Midi PVDF, Bio-Rad» (США). Мембрану последовательно инкубировали в буфере «IBind» фирмы «Thermo Fisher Scientific» (США) с кроличьими поликлональными антителами к AQP-5 (1:2000) фирмы «Affinity Biosciences LTD» (Китай) и антителами к антителам кролика, меченными пероксидазой (1:10 000) фирмы «Sigma» (США). Визуализацию полос белка проводили с использованием системы хемилюминесценции «Clarity Western ECL» фирмы «Bio-Rad» (США) с гель-документирующей системой «ChemiDoc MP» фирмы «Bio-Rad» (США). Определяли интенсивность окрашивания в зонах с молекулярной массой от 25 до 75 кДа.

Полученные экспериментальные данные выражали в виде медианы, первого и третьего квартилей (Me [Q1; Q3]). Для сравнения двух и более независимых групп использовали критерий Краскела – Уолиса и критерий Ньюмана – Кейлса для выполнения множественных попарных сравнений. О значимости различий между группами судили при уровне p < 0,05.

Проведение экспериментального исследования одобрено локальным независимым этическим комитетом Военно-медицинской академии им. С.М. Кирова (протокол № 288 от 20.02.2024). При проведении исследований соблюдали требования нормативно-правовых актов по работе с лабораторными животными, в том числе по гуманному отношению к ним.

Результаты и обсуждение

В течение 1-го часа после воздействия исследуемых пульмонотоксикантов внешних проявлений интоксикации у крыс не выявлено. При проведении гистологического исследования легких у крыс, подвергшихся воздействию ацилирующих агентов (группа ПФИБ и COCl2), только на 60 мин постинтоксикационного периода выявлялись начальные признаки интерстициальной фазы токсического отека легких и увеличивался легочный коэффициент. В свою очередь, у крыс группы NO2 интоксикация диоксидом азота приводила к значимому увеличению легочного коэффициента уже через 30 мин после воздействия и появлению выраженных признаков интерстициальной фазы отека (рис. 1).

 

Рис. 1. Динамика легочного коэффициента крыс в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Fig. 1. Dynamics of the pulmonary coefficient in rats exposed to thermal decomposition products of fluoroplast at different times

 

В целом динамика легочного коэффициента соответствовала изменениям в тканях легких крыс, выявленным при проведении гистологического исследования. Так, через 30 мин после воздействия карбонилхлорида (группа COCl2) и продуктов термодеструкции фторопласта (группа ПФИБ) определялась нормальная гистоархитектоника тканей легких. Через 60 мин после воздействия наблюдалось утолщение межальвеолярных перегородок, стаз эритроцитов в сосудах, появление в просвете альвеол единичных нитей, предположительно фибрина. В свою очередь, уже через 30 мин после воздействия диоксида азота в тканях легких крыс (группа NO2) наблюдалось утолщение межальвеолярных перегородок, их пропитывание эритроцитами и нейтрофилами, полнокровие сосудов, умеренное количество гомогенного содержимого в просвете альвеол (рис. 2).

 

Рис. 2. Динамика отека интерстиция легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта. Окраска гематоксилином и эозином, ув. об. ×50

Fig. 2. Dynamics of pulmonary interstitial edema in rats from the perfluoroisobutylene, COCl2, and NO2 groups exposed to thermal decomposition products of fluoroplast at different times. Hematoxylin/eosin staining; magnification: ×50 ocular

 

При проведении иммуногистохимического исследования наблюдалось значимое (p < 0,05) увеличение содержания AQP-5-позитивных клеток через 30 и 60 мин после воздействия исследуемых токсикантов по сравнению с КГ-1, КГ-2 и КГ-3. Наибольшее увеличение содержания AQP-5-позитивных клеток и накопление внесосудистой жидкости определялось в тканях легких крыс группы ПФИБ, полученных через 60 мин после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта (рис. 3, 4).

 

Рис. 3. Содержание AQP-5-позитивных клеток в легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Fig. 3. Lung content of aquaporin-5-positive cells in rats from the perfluoroisobutylene, COCl2, and NO2 groups exposed to thermal decomposition products of fluoroplast at different times

 

Рис. 4. Накопление AQP-5-ассоциированных иммунных комплексов с пероксидазой, окрашенных диаминобензидином, в тканях легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта, ув. об. ×100

Fig. 4. Accumulation of aquaporin-5-associated immune complexes with peroxidase stained with diaminobenzidine in lung tissues of rats from the perfluoroisobutylene, COCl2, and NO2 groups exposed to thermal decomposition products of fluoroplast at different times. Magnification: ×100 ocular

 

При этом изменений легочного коэффициента у крыс через 30 мин после воздействия ацилирующих агентов выявлено не было. Это может быть связано с усилением альвеолярного клиренса через ENaC, значимое увеличение которых на альвеолоцитах прослеживали уже через 30 мин после воздействия. Так, Y. Berthiaume и соавт. [5] на моделях повреждения легких, сопровождающихся накоплением жидкости в альвеолярном пространстве, показали, что усиление альвеолярного клиренса происходит за счет увеличения содержания ENaC в альвеолоцитах.

Известно, что перемещение воды из интерстиция в альвеолярное пространство парацеллюлярным путем не происходит из-за барьерной функции аэрогематического барьера [14], соответственно, при сохраненном барьере транспорт воды в альвеолярное пространство может происходить только через AQP-5. Однако в проведенном ранее электронно-микроскопическом исследовании в скрытом периоде токсического отека легких, вызванного воздействием на крыс перфторизобутиленом, выявили расширение межклеточных пространств в эпителии, спрямление контактирующих торцевых клеточных поверхностей, оголение базальной мембраны при отслоении отростков клеток и дистрофически измененные альвеолоциты [15]. Таким образом, нарастание легочного коэффициента и появление отечной жидкости в альвеолах с выпадением фибрина через 1 ч после воздействия ацилирующих агентов, по-видимому, было связано в первую очередь с увеличением трансцеллюлярного перемещения воды через AQP-5.

У животных, подвергшихся воздействию диоксида азота, увеличение относительного содержания AQP-5-позитивных клеток было сопряжено с нарастанием легочного коэффициента уже через 30 мин после воздействия. Учитывая, что диоксид азота в тканях легких инициирует коагуляцию белка и формирование ответной воспалительной реакции с активацией свободнорадикального окисления [16], его воздействие опосредует нарушение целостности аэрогематического барьера. Вероятно, нарастание легочного коэффициента уже через 30 мин после воздействия было связано как с проникновением воды в альвеолярное пространство через AQP-5, так и парацеллюлярно, через разрушенные межклеточные контакты.

Значимых изменений содержания AQP-1-позитвных клеток в тканях легких крыс через 30 и 60 мин после воздействия исследуемых токсикантов по сравнению с КГ-1, КГ-2 и КГ-3 не выявлено (рис. 5). По-видимому, патологическое перемещение жидкости из системного кровотока, прослеживаемое на гистологических препаратах в виде отека и набухания межальвеолярных перегородок, при интоксикации исследуемыми пульмонотоксикантами происходило преимущественно за счет парацеллюлярного транспорта или канал-независимыми путями (пиноцитоз — экзоцитоз, фенестрация отростков эндотелиоцитов).

В тканях легких крыс, полученных через 60 мин после воздействия карбонилхлорида (группа COCl2) и продуктов термодеструкции фторопласта (группа ПФИБ), определялось значимое (p < 0,05) увеличение содержания ENaC-позитивных клеток по сравнению с КГ-1 и КГ-2, тогда как при воздействии диоксида азота (группа NO2) увеличения плотности этих каналов по сравнению с КГ-3 не выявлено (рис. 6).

В связи с тем, что наибольшее увеличение содержания AQP-5-позитивных клеток в течение 1-го часа интоксикации наблюдалось у крыс группы ПФИБ, вестерн-блот-исследование, в виде отдельной серии экспериментов для определения относительного содержания AQP-5 через 30 и 60 мин после воздействия продуктов термодеструкции, решено провести на животных этой группы.

Установлено, что у животных КГ после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта наблюдалось интенсивное окрашивание в зоне с молекулярной массой 25 и 50 кДа. Через 30 мин после воздействия у крыс группы ПФИБ происходило визуально наблюдаемое расширение полосы окрашивания в зоне с молекулярной массой 25 и 50 кДа, но уже через 60 мин у них определялось снижение интенсивности окрашивания в зоне с молекулярной массой 25 кДа при сохранении интенсивности окрашивания в зоне с молекулярной массой 50 кДа по сравнению с КГ (рис. 7).

Заметим, что молекулярная масса одной субъединицы AQP-5 составляет около 28 кДа. Каждая субъединица AQP-5 может функционировать самостоятельно, но при сборке в тетрамер стабильность комплекса увеличивается [17, 18]. Результаты проведенного вестрен-блот-исследования свидетельствуют о том, что AQP-5 в клетках существует в полимерной субъединичной форме.

Известно, что димерные формы аквапоринов более устойчивы к денатурации, чем тетрамерные. Так, в работе J.G. Sorbo и соавт. [19] было продемонстрировано, что воздействие целого ряда детергентов (в том числе используемых при проведении пробоподготовки в вестерн-блот анализе) на AQP-4 приводило к его переходу в форму димера. Таким образом, можно предположить, что димеры AQP-5 являются продуктом неполной диссоциации тетрамерной формы при денатурирующей пробоподготовке при проведении иммуноблотинга.

По данным J. Alam и соавт. [20], AQP-5, находящийся в цитоплазме клетки в ответ на изменение концентрации внутриклеточного кальция, перемещается из внутриклеточного компартмента на апикальную поверхность плазматической мембраны альвеолоцитов 1-го типа. Вопрос о том, играет ли роль транслокация AQP-5 из субклеточного компартмента на поверхность плазматической мембраны при формировании токсического отека легких, остается открытым [10]. При проведении нами вестерн-блот-анализа было показано, что интоксикация животных приводит к усилению интенсивности окрашивания в зоне с молекулярной массой 50 кДа. По-видимому, в ответ на воздействие продуктов термодеструкции фторопласта, содержащих перфторизобутилен, происходит объединение субъединиц AQP-5. Повышенное содержание димера, выявленное с помощью иммуноблотинга, косвенно свидетельствует о накоплении тетрамера AQP-5 in vivo в ответ на воздействие токсиканта, и, вероятно, его перемещение на плазматическую мембрану приводит к увеличению патологического транспорта жидкости и накоплению внесосудистой воды в легких с манифестацией патологического процесса.

 

Рис. 5. Содержание AQP-1-позитивных клеток в тканях легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Fig. 5. Lung content of aquaporin-1-positive cells in rats from the perfluoroisobutylene, COCl2, and NO2 groups exposed to thermal decomposition products of fluoroplast at different times

 

Рис. 6. Содержание ENaC-позитивных клеток в легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Fig. 6. Lung content of ENaC-positive cells in rats from the perfluoroisobutylene, COCl2, and NO2 groups exposed to thermal decomposition products of fluoroplast at different times

 

Рис. 7. Вестерн-блот-анализ содержания AQP-5 в гомогенатах тканей легких крыс группы ПФИБ, полученных через 30 и 60 мин после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Fig. 7. Western blot analysis of aquaporin-5 content in homogenized lung tissues of rats from the perfluoroisobutylene group obtained 30 and 60 minutes post-exposure to thermal decomposition products of fluoroplast

 

Ограничение исследования обусловлено методологией проводимого иммуногистохимического исследования. С учетом возможностей методики выполнена только оценка содержания водных каналов аэрогематического барьера и количества экспрессирующих их клеток.

Заключение

Прогрессирование патогенетических процессов в тканях легких в ответ на воздействие ацилирующих агентов и диоксида азота происходит уже в скрытом периоде интоксикации (30 мин после воздействия). Данные изменения связаны с нарастанием содержания AQP-5, по-видимому, обусловленным сборкой димеров белка в тетрамер, и, как следствие этого, увеличением водной проницаемости. Таргетное воздействие на AQP-5 может быть перспективным подходом для коррекции токсического отека легких, вызванного воздействием пульмонотоксикантов.

Дополнительная информация

Вклад авторов. Все авторы внесли существенный вклад в разработку концепции, проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией.

Вклад каждого автора. Д.Т. Сизова — дизайн исследования, анализ данных, написание статьи; П.Г. Толкач — анализ данных; А.А. Бардин — выполнение экспериментальных исследований; В.Н. Бабаков — выполнение экспериментальных исследований; Н.Г. Венгерович — анализ данных; С.В. Чепур — разработка общей концепции, анализ данных; В.А. Башарин — дизайн исследования, анализ данных.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Источник финансирования. Авторы заявляют об отсутствии внешнего финансирования при проведении исследования.

Additional information

Authors’ contribution. Thereby, all authors made a substantial contribution to the conception of the study, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, drafting and revising the article, final approval of the version to be published and agree to be accountable for all aspects of the study.

The contribution of each author. D.T. Sizova — research design, data analysis, writing an article; P.G. Tolkach — data analysis; A.A. Bardin — experimental research; V.N. Babakov — experimental research; N.G. Vengerovich — data analysis; S.V. Chepur — development of a general concept, data analysis; V.A. Basharin — research design, data analysis.

Competing interests. The authors declare that they have no competing interests.

Funding source. This study was not supported by any external sources of funding.

×

Об авторах

Дарья Тимофеевна Сизова

Военно-медицинская академия им. С.М.Кирова

Email: vmeda-nio@mil.ru
ORCID iD: 0000-0001-7426-1746
SPIN-код: 2769-5930

соискатель

Россия, Санкт-Петербург

Павел Геннадьевич Толкач

Военно-медицинская академия имени С.М. Кирова

Email: vmeda-nio@mil.ru
ORCID iD: 0000-0001-5013-2923
SPIN-код: 4304-1890

д-р мед. наук

Россия, Санкт‑Петербург

Александр Александрович Бардин

Научно-исследовательский институт гигиены, профпатологии и экологии человека

Автор, ответственный за переписку.
Email: vmeda-nio@mil.ru
ORCID iD: 0000-0002-5551-1815
SPIN-код: 9987-7872

научный сотрудник

Россия, Кузьмоловское

Владимир Николаевич Бабаков

Научно-исследовательский институт гигиены, профпатологии и экологии человека; Санкт-Петербургский государственный педиатрический медицинский университет

Email: vmeda-nio@mil.ru
ORCID iD: 0000-0002-8824-8929
Scopus Author ID: 6602180814

канд. биол. наук

Россия, Кузьмоловское; Санкт-Петербург

Николай Григорьевич Венгерович

Государственный научно-исследовательский испытательный институт военной медицины

Email: gniiiivm_5@mil.ru
ORCID iD: 0000-0003-3219-341X
SPIN-код: 6690-9649
Scopus Author ID: 55639823300

д-р мед. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург

Сергей Викторович Чепур

Государственный научно-исследовательский испытательный институт военной медицины

Email: gniiiivm_5@mil.ru
ORCID iD: 0000-0002-5324-512X
SPIN-код: 3828-6730

д-р мед. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Вадим Александрович Башарин

Военно-медицинская академия имени С.М. Кирова

Email: vmeda-nio@mil.ru
ORCID iD: 0000-0001-8548-6836
SPIN-код: 4671-8386

д-р мед. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Башарин В.А., Чепур С.В., Щеголев А.В., и др. Роль и место респираторной поддержки в схемах терапии острого легочного отека, вызванного ингаляционным воздействием токсичных веществ // Военно-медицинский журнал. 2019. Т. 340, № 11. С. 26–32. EDN: JPJONV
  2. Шаповалов И.Д., Ярошенко Д.М., Толкач П.Г., и др. Экспериментальная оценка эффективности применения кислорода и преднизолона для коррекции токсического отека легких, вызванного интоксикацией продуктами термодеструкции нитроцеллюлозы // Medline.ru. Российский биомедицинский журнал. 2024. Т. 25, № 1. С. 205–219. EDN: BWCVDB
  3. Patocka J. Perfluoroisobutene: poisonous choking gas // Mil Med Sci Lett. 2019. Vol. 88, N 3. P. 98–105. doi: 10.31482/mmsl.2019.006
  4. Jugg B.J. Toxicology and treatment of phosgene induced lung injury // Chemical warfare toxicology. Fundamental aspects. Edition: 1. Chapter: 4. Publisher: RSC, Worek F., Jener J., Thiermann H., eds. 2016. Vol. 1. Р. 117–153. doi: 10.1039/9781782622413-00117
  5. Berthiaume Y., Folkesson H.G., Matthay M.A. Lung edema clearance: 20 years of progress: invited review: alveolar edema fluid clearance in the injured lung // J Appl Physiol (1985). 2002. Vol. 93, N 6. P. 2207–2213. doi: 10.1152/japplphysiol.01201.2001
  6. Skowronska A., Tanski D., Jaskiewicz L., Skowronski M.T. Modulation by steroid hormones and other factors on the expression of aquaporin-1 and aquaporin-5 // Vitam Horm. 2020. Vol. 112. P. 209–242. doi: 10.1016/bs.vh.2019.08.006
  7. Zeuthen T. General models for water transport across leaky epithelia // Int Rev Cytol. 2002. Vol. 215. P. 285–317. doi: 10.1016/s0074-7696(02)15013-3
  8. Berthiaume Y., Matthay M.A. Alveolar edema fluid clearance and acute lung injury // Respir Physiol Neurobiol. 2007. Vol. 159, N 3. P. 350–359. doi: 10.1016/j.resp.2007.05.010
  9. King L.S., Agre P. Pathophysiology of the aquaporin water channels // Annu Rev Phpiol. 1996. Vol. 58. Р. 619–648. doi: 10.1146/annurev.ph.58.030196.003155
  10. Ohinata A., Nagai K., Nomura J., et al. Lipopolysaccharide changes the subcellular distribution of aquaporin 5 and increases plasma membrane water permeability in mouse lung epithelial cells // Biochem Biophys Res Commun. 2005. Vol. 326, N 3. P. 521–526. doi: 10.1016/j.bbrc.2004.10.216
  11. Sugita M., Ferraro P., Dagenais A., Clermont M.E., et al. Alveolar liquid clearance and sodium channel expression are decreased in transplanted canine lungs // Am J Respir Crit Care Med. 2003. Vol. 167, N 10. P. 1440–1450. doi: 10.1164/rccm.200204-312OC
  12. Hasan B., Li F.S., Siyit A., et al. Expression of aquaporins in the lungs of mice with acute injury caused by LPS treatment // Respir Physiol Neurobiol. 2014. Vol. 200. P. 40–45. doi: 10.1016/j.resp.2014.05.008
  13. Ishibashi H., Suzuki S., Moriya T., Kaneko Ch., et al. Sex steroid hormone receptors in human thymoma // J Clin Endocrinol Metab. 2003. Vol. 88, N 5. P. 2309–2317. doi: 10.1210/jc.2002-021353
  14. Cai-Zhi S., Hua Sh., Xiao-Wei H., et al. Effect of dobutamine on lung aquaporin 5 in endotoxine shockinduced acute lung injury rabbit // J Thorac Dis. 2015. Vol. 7, N 8. P. 1467–1477. doi: 10.3978/j.issn.2072-1439.2015.08.22
  15. Толкач П.Г., Башарин В.А., Чепур С.В., и др. Ультраструктурные изменения аэрогематического барьера крыс при острой интоксикации продуктами пирролиза фторопласта // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2020. Т. 169, № 2. С. 235–241. EDN: USZBXQ doi: 10.1007/s10517-020-04866-x
  16. Тиунов Л.А., Головенко Н.Я., Галкин Б.Н., Баринов В.А. Биохимические механизмы токсичности оксидов азота // Успехи современной биологии. 1991. Т. 111, № 5. С. 738–750.
  17. Agre P. Aquaporin water channels (Nobel Lecture) // Angew Chem Int Ed. 2004. Vol. 43, N 33. P. 4278–4290. doi: 10.1007/s10540-005-2577-2
  18. Agre P. The aquaporin water channels // Proc Am Thorac Soc. 2006. Vol. 3. P. 5–13. doi: 10.1513/pats.200510-109JH
  19. Sorbo J.G., Moe S.E., Holen T. Early upregulation in nasal epithelium and strong expression in olfactory bulb glomeruli suggest a role for Aquaporin-4 in olfaction // FEBS Lett. 2007. Vol. 581, N 25. P. 4884–4890. doi: 10.1016/j.febslet.2007.09.018
  20. Alam J., Jeon S., Choi Y. Determination of Anti-aquaporin 5 autoantibodies by immunofluorescence cytochemistry // Methods Mol Biol. 2019. Vol. 1901. P. 79–87. doi: 10.1007/978-1-4939-8949-2_6

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2. Рис. 1. Динамика легочного коэффициента крыс в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (194KB)
3. Рис. 2. Динамика отека интерстиция легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта. Окраска гематоксилином и эозином, ув. об. ×50

4. Рис. 3. Содержание AQP-5-позитивных клеток в легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (223KB)
5. Рис. 4. Накопление AQP-5-ассоциированных иммунных комплексов с пероксидазой, окрашенных диаминобензидином, в тканях легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта, ув. об. ×100

6. Рис. 5. Содержание AQP-1-позитивных клеток в тканях легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (257KB)
7. Рис. 6. Содержание ENaC-позитивных клеток в легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (241KB)
8. Рис. 7. Вестерн-блот-анализ содержания AQP-5 в гомогенатах тканей легких крыс группы ПФИБ, полученных через 30 и 60 мин после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (169KB)
9. Рис. 1. Динамика легочного коэффициента крыс в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (194KB)
10. Рис. 2. Динамика отека интерстиция легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта. Окраска гематоксилином и эозином, ув. об. ×50

11. Рис. 3. Содержание AQP-5-позитивных клеток в легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (219KB)
12. Рис. 4. Накопление AQP-5-ассоциированных иммунных комплексов с пероксидазой, окрашенных диаминобензидином, в тканях легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после

13. Рис. 5. Содержание AQP-1-позитивных клеток в тканях легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (262KB)
14. Рис. 6. Содержание ENaC-позитивных клеток в легких крыс групп ПФИБ, COCl2 и NO2 в различные сроки после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (243KB)
15. Рис. 7. Вестерн-блот-анализ содержания AQP-5 в гомогенатах тканей легких крыс группы ПФИБ, полученных через 30 и 60 мин после воздействия продуктов термодеструкции фторопласта

Скачать (164KB)

© Эко-Вектор, 2024

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 77762 от 10.02.2020.